Методическая статья

Создание, поддержание и идентификация стерильных моделей данио-рерио от личинок до ювенильных стадий

DOI:

10.3791/66512

⸱

12 апреля 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Public Health, Chongqing Medical University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе изложены основные шаги по получению стерильных эмбрионов рыб (GF) и поддержанию их от личинок до ювенильной стадии, включая отбор проб и определение их стерильного статуса. Использование моделей GF с инфекцией важно для понимания роли микробов в здоровье хозяина.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Рыбки данио служат ценными моделями для исследований роста, иммунитета и микробиоты кишечника из-за их геномного сходства с млекопитающими, прозрачных эмбрионов, развивающихся в относительно чистой среде хориона, и чрезвычайно быстрого развития личинок по сравнению с моделями грызунов. Стерильные (GF) данио-рерио (Danio rerio) имеют решающее значение для оценки токсичности загрязняющих веществ и создания моделей заболеваний, подобных человеческим, связанных с микробными функциями. По сравнению с моделями, выращенными традиционным способом (CR) (рыбы в общем хозяйстве), рыбки данио-рерио GF позволяют более точно манипулировать микробиотой хозяина, помогая определить причинно-следственную связь между микроорганизмами и хозяевами. Следовательно, они играют решающую роль в продвижении нашего понимания этих отношений. Тем не менее, модели рыбок данио-рерио GF обычно создаются и исследуются на ранних стадиях жизни (от эмбрионов до личинок) из-за ограничений иммунной функции и усвоения питательных веществ. Это исследование оптимизирует создание, поддержание и идентификацию ранних моделей рыбок данио рерио без кормления и с длительным кормлением с использованием корма GF (например, Artemia sp., артемия, артемия). На протяжении всего процесса выполнялся ежедневный отбор проб и бактериологическое исследование, которые были идентифицированы с помощью нескольких обнаружений, включая секвенирование планшетов и 16S рРНК. Для обеспечения качества и количества сгенерированных моделей были зарегистрированы показатели асептической скорости, выживаемости и развития рыбок данио-рерио. Важно отметить, что это исследование предоставляет подробную информацию о бактериальной изоляции и методах заражения рыб GF, что позволяет эффективно создавать модели рыб GF от личинок до молодых стадий с пищевой поддержкой GF. Применяя эти процедуры в биомедицинских исследованиях, ученые могут лучше понять взаимосвязь между бактериальными функциями кишечника и здоровьем хозяина.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Микробиота (т. е. археи, бактерии, эукария и вирусы) играет решающую роль в поддержании здоровья хозяина и способствует развитию различных заболеваний, влияя на физиологические и патологические процессы посредством симбиотических взаимодействий в кишечном барьере, эпителиальной поверхности и функциях муцина у людей 1,2,3. Состав микробиоты на разных этапах жизни, от младенчества до юности, взрослого возраста и старения, а также ее присутствие в различных местах, таких как ноздри, полость рта, кожа и кишечник, динамически формируется различными средами обитания и средамиобитания 4. Кишечная микробиота организмов участвует в усвоении питательных веществ, иммунном ответе, инвазии патогенов, метаболической регуляции и т. д. 5,6. Исследования на пациентах показали, что нарушения микробиоты кишечника связаны с ожирением человека, нарушениями сна, депрессией, воспалительными заболеваниями кишечника (ВЗК), нейродегенеративными заболеваниями (болезнь Паркинсона, Альцгеймера), старением и различными видами рака 7,8,9. Кроме того, интерактивные пути между микробиотой кишечника и хозяевами включают воспалительные факторы, нейротрансмиттеры, метаболиты, кишечный барьер и окислительный стресс, как наблюдалось в предыдущих исследованиях с использованием моделей мышей и рыб10,11.

В последнее время было изучено несколько подходов или методов лечения, связанных с бактериями, включая потенциальные пробиотики и трансплантацию фекальной микробиоты (ТФМ), для этих расстройств на клинических и животных моделях. Эти исследования основаны на открытиях, связанных с осью микробиота-кишечник-мозг/печень/почки, продуктами, полученными из микробиоты, и измененной активностью рецепторов12,13. Однако развитие, различные функции и механизмы системы микробиота-хозяин до сих пор не до конца изучены и идентифицированы из-за сложности микробного сообщества и проблемы создания мощных моделей заболеваний, подобных человеческим.

Для решения этих проблем в середине19-го века были срочно предложены модели на животных, не содержащие микробов, и в основном они были разработаны в течение20-го века. Последующие усовершенствования, в том числе модели, обработанные антибиотиками и гнотобиотические модели, наряду с достижениями в технологиях обнаружения и наблюдения за микроорганизмами, еще больше усовершенствовали эти модели 14,15,16. Животные GF, созданные путем стирания своего собственного фона и избегания микробов окружающей среды, предлагают прекрасную стратегию для изучения взаимодействия между микроорганизмами иих хозяевами. Применяя животные модели и усовершенствованные протоколы, исследователи успешно воспроизвели аналогичные микробные составы, обнаруженные у пациентов, у мышей и рыб GF. Кроме того, другие животные модели ГФ, такие как собаки, куры и свиньи, предоставляют различные варианты в качестве объектов исследования 18,19,20,21. Этот подход позволил исследовать потенциальное терапевтическое воздействие комменсальных микробиомов на различные заболевания, включая иммунотерапию рака у людей 16,18. Модели GF дают более точное представление о характеристиках и механизмах специфической бактериальной колонизации, миграции, размножения и взаимодействия внутри хозяев. Это дает важную новую информацию о возникновении и развитии заболеваний, связанных с микробиотой22,23. История создания и применения рыбок данио-рерио в микробных исследованиях развивалась от отчетов Ролза и др. в 2004 году и Бейтса и др. в 2006 году до протокола Меланкона и др. в 2017 году 16,24,25. Тем не менее, осуществимость взрослых или размножающихся моделей GF все еще является длительным процессом, сопровождающимся переменной продолжительностью жизни, показателями успеха и проблемами со здоровьем.

Среди различных животных моделей данио (Danio rerio) выделяется как важнейший инструмент как для фундаментальных, так и для биомедицинских исследований из-за ее выгодного сходства с человеческими органами и геномикой, короткого цикла развития, высокой плодовитости и прозрачных эмбрионов19,26. Рыбки данио, служащие надежными моделями заболеваний человека, предлагают визуальное представление физиологических и патологических процессов in vivo, давая представление о привлекательных особенностях взаимодействия хозяина и микроба. Примечательно, что рыбки данио демонстрируют различные клеточные линии, что позволяет визуализировать физиологию кишечника, микробную динамику, гонады и репродуктивное развитие, созревание иммунной системы хозяина, поведение и метаболизм27. Эмбрионы данио-рерио развиваются в защитных хорионах до вылупления, становясь личинками через 3 дня после оплодотворения (dpf). Они активно охотятся за пищей при 5 dpf и достигают половой зрелости примерно через 3 месяца после оплодотворения (mpf)28. Первая успешная бесмикробная (GF) рыбка данио, о которой сообщили Rawls et al.24, показала, что личинки, которых кормили автоклавным кормом после поглощения желтка, демонстрировали некроз тканей при 8 dpf и полную гибель при 20 dpf. Это указывало на влияние диеты или важность учета экзогенных питательных веществ в экспериментах с участием долгосрочных (>7 dpf) рыбGF 29. Последующие исследования улучшили протокол генерации рыб GF, используя стерильную пищу и методы, усовершенствованные на различных моделях рыб16.

Тем не менее, большинство исследований на моделях рыбок данио-рерио были сосредоточены на ранних стадиях жизни, включая бактериальную инфекцию при 5 dpf в течение 24-48 часов, с образцами, собранными до 7 dpf по завершении экспериментов 25,30,31. Широко признано, что микробиота организмов, включая людей и рыбок данио, колонизируется в начале жизни и формируется во время роста и развития. Состав остается стабильным на взрослых стадиях, при этом роль микробиоты в организме хозяина имеет решающее значение на протяжении всей жизни, особенно при старении, нейродегенеративном, метаболическом ожирении и кишечных заболеваниях3. Таким образом, взгляды животных с более длительной выживаемостью могут дать представление о механизмах роли микробов в развитии и функциях органов хозяина, учитывая незрелую иммунную и репродуктивную системы личинок рыб в раннем возрасте. В то время как штаммы бактерий в кишечнике рыбок данио были выделены и идентифицированы в предыдущих исследованиях, что дает возможность заражать животные модели GF для выбора пробиотиков или исследования бактериальных функций в организме хозяина19,25, создание и применение моделей рыб GF в основном ограничивалось ранними стадиями жизни. Это ограничение, связанное со сложным производственным процессом, высокими затратами на содержание и связанными с этим проблемами с питанием и иммунитетом, препятствует исследовательским усилиям, направленным на изучение последствий микробиоты для развития и хронических эффектов микробиоты в организме хозяина.

Выживаемость, поведение, рост, созревание и общее состояние здоровья рыб, особенно в стерильных моделях (GF), значительно зависят от практики кормления, охватывающей потребление и поглощение питательных веществ в течение открытого периода от ранних личинок до молоди32,33. Однако одной из проблем в рыбоводстве ГФ является нехватка подходящих стерильных рационов, что ограничивает эффективность питательной поддержки для поддержания роста и выживания личинок. Решение этой проблемы имеет решающее значение для восстановления жизни рыб GF, учитывая их защитные механизмы развития и слабые способности к пищеварению из-за отсутствия кишечного микробиома. С точки зрения питания, живая артемия (Artemia sp.) является наиболее подходящей диетой для личинок с открытым ртом и молодью рыб. Было замечено, что рыбы, которых кормили живыми солеными креветками, демонстрируют более высокие показатели роста и выживаемости по сравнению с рыбами, которых кормили вареным яичным желтком или другими натуральными исинтетическими приманками. В то время как ранние модели рыб GF могут выживать при поддержке желтком, а модели личинок GF могут поддерживаться стерильным питанием, создание долгосрочных моделей от личинок до молодых особей и достижение половой зрелости остается сложной задачей. Кроме того, хлопья или порошки ограничены неравномерным питательным составом и могут повлиять на качество воды. Напротив, живая артемия имеет такие преимущества, как выживание как в соленой, так и в пресной воде, небольшой размер, подходящий для личинок и взрослых особей, простота пакетирования и болеевысокое качество вылупления. Основываясь на предыдущих методах 16,24,30, мы упростили сложный процесс лечения и решили проблему диеты, установив легко инкубируемую живую артемию в качестве стерильного корма в течение более длительного времени, чем рыбы в раннем возрасте.

В этом исследовании представлен оптимизированный протокол, охватывающий (1) поколение, (2) поддержание, (3) идентификацию стерильности и (4) поддержание и кормление для обеспечения роста стерильных рыбок данио (GF) от эмбрионов до личинок и молодых стадий. Результаты дают предварительные данные о вылуплении, выживаемости, росте и стерильности рыбок данио-рерио GF, а также основные показатели GF Artemia sp. в качестве стерильного корма. Подробные этапы создания моделей и приготовления стерильных живых кормов обеспечивают важную техническую поддержку для построения и применения долгосрочных моделей рыб GF, а также GF Artemia sp. в исследованиях взаимодействия микробиоты с хозяином. В протоколе рассматриваются бактериальная изоляция, идентификация и инфекция на моделях рыб GF, описываются методы бактериального флуоресцентного мечения и наблюдение за их колонизацией в кишечнике рыб под микроскопом. Рыбы ГФ, гнотобиотические рыбы с бактериальной инфекцией или перенесенные модели микробиоты человека будут подвергаться различным детекциям, чтобы выяснить их функции и влияние на иммунитет хозяина, пищеварение, поведение, транскриптомную регуляцию и метаболические аспекты. В долгосрочной перспективе этот протокол может быть распространен на различные виды рыб дикого типа, такие как морская медака, и, возможно, на другие выбранные трансгенные линии данио-рерио, связанные с конкретными тканями или заболеваниями.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эксперименты с рыбами проводились в соответствии с руководящими принципами Комитета по уходу за животными и их использованию г. Чунцин и Институционального комитета по уходу за животными и их использованию Чунцинского медицинского университета, Китай, а также стандартами для экспериментальных животных, выпущенными Государственным бюро качества и технического надзора (идентификационный номер одобрения: GB14922-2001 г. - GBT14927-2001 г.). Данио-рерио (Danio rerio, дикий тип, штамм AB) были получены из Института гидробиологии Китайской академии наук и содержались в лаборатории в соответствии с ранее описанными процедурами36.

1. Содержание взрослых рыбок данио и сбор эмбрионов

ПРИМЕЧАНИЕ: Основываясь на изменениях из предыдущих исследований и отчетов 16,37,38,39, содержание взрослых рыбок данио-рерио, выращивание личинок и методы работы с стерильными моделями (GF) в нашей лаборатории проводились в соответствии с шагами, описанными ниже. Коммерчески получена сверхчистая система потока для рыбоводства (см. таблицу материалов). Вода, поддерживаемая сбалансированным pH, солью и щелочью, проходит фильтрацию во время езды на велосипеде для обеспечения чистоты.

  1. Содержание взрослых рыб с помощью следующей стандартной процедуры в системе автоматического цикла (см. Таблицу материалов) с фотопериодом темноты: свет = 10 ч: 14 ч при 28 °C ± 0,5 °C и кормление свежими инкубированными Artemia sp. два раза в день.
  2. Поместите половозрелых взрослых рыбок данио (самец: самка = 2:1) в резервуары со свежей и чистой водой накануне вечером.
  3. Дайте рыбе нереститься на следующее утро (примерно в 8:30 утра) при регулярной световой стимуляции в лаборатории. Через 1-2 ч перенесите рыбок в другой резервуар.
  4. Соберите эмбрионы в воду из системы автоматического цикла в качестве питательной среды в чашке для культивирования с помощью одноразовой пипетки Пастера.

2. Генерация данио-рерио GF от эмбрионов до личинок

ПРИМЕЧАНИЕ: Процедура получения стерильной (GF) рыбы описана на рисунке 1, в то время как основные индексы развития обычных (CR) и GF-моделей представлены на дополнительном рисунке 1. Пожалуйста, выполните шаги, описанные ниже, в настольном шкафу биологической безопасности или вытяжке с ламинарным потоком, используя метод стерильной асептики в чистом помещении.

  1. Промойте эмбрионы водой для рыбоводства и удалите фекалии, примеси и мертвую или неоплодотворенную икру.
  2. Перенесите эмбрионы при 2 hpf в стерилизованные планшеты (до 480 эмбрионов на стерильную чашку диаметром 10 см), заполненные раствором антибиотической стерильной среды данио-рерио (AB-GZM, см. Таблицу материалов) и культивируйте при 28,5 °C в течение 6-8 ч.
    Примечание: AB-GZM используется для обработки эмбрионов в течение нескольких часов для уничтожения поверхностных микроорганизмов, а GZM без антибиотиков используется для последовательного культивирования рыб GF. Обычно совершенное время культивирования составляет 6 ч).
  3. Исключите яйца с белыми пятнами или беловатым внешним видом, а те, которые нормально развиты, с прозрачными и неповрежденными конвертами для дальнейшей обработки.
  4. Промойте эмбрионы с помощью AB-GZM три раза в течение 10 минут.
  5. Замочите эмбрионы в 0,2 г/л раствора повидон-йода (ПВП-I) на 1 мин (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Более высокая концентрация и продолжительность более 2 минут влияют на гибель и скорость вылупления эмбрионов.
  6. Промойте эмбрионы стерильной средой данио-рерио (GZM) три раза в течение 10 минут.
  7. Добавьте эмбрионы в рабочий раствор гипохлорита натрия (NaClO), плотно накройте пробирки микроцентрифуги объемом 50 мл и отбеливайте в течение 15 минут. В течение этого периода подвешивайте эмбрионы в растворе отбеливателя, аккуратно встряхивая их.
  8. Промойте эмбрионы с помощью GZM три раза в течение 10 минут.
  9. Перенесите эмбрионы в стерильные 6-луночные планшеты с 5 эмбрионами и 10 мл GZM на лунку. Культивируйте их на сверхчистой платформе или в инкубаторе с фотопериодом темноты: свет = 10 ч: 14 ч при 28 °C ± 0,5 °C. Плотность культуры будет влиять на стерильность.
  10. Ежедневно обновляйте питательную среду, удаляя отработанный GZM, собирая его в виде образцов для определения стерильного статуса и пополняя каждую лунку одним и тем же объемом стерильного GZM.
  11. Запишите основные индексы развития эмбрионов/личинок GF, включая выживаемость, скорость вылупления, сердцебиение, длину и массу тела и т. д.19.
  12. Переложите рыбу GF в подходящие контейнеры (посуду, колбы для клеточных культур или стеклянные бутылки с крышками) с увеличенным объемом, обеспечивая стерильным кормом на протяжении всего процесса роста.

3. Содержание данио-рерио от личинок до молоди

  1. Возобновить ГЗМ без кормления до 7 dpf и ежедневно выявлять стерильные состояния (см. шаг 5).
  2. Кормите личинок данио рерио от 8 dpf до ювенильных стадий стерильным яичным желтком (10 мкл приготовленного исходного раствора на лунку) один раз в день перед сменой GZM.
  3. Кормите молодь GF от 14 dpf стерилизованным яичным желтком, смешанным с GF Artemia sp. один раз в день (1-3 артемии/личинки, см. шаг 4), постепенно увеличивая кормовую массу по мере роста и развития рыб GF.
  4. Обеспечьте яичным желтком до тех пор, пока все рыбы не смогут употреблять науплии артемии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед применением GF Artemia следует пройти тестирование на стерильность. Оцените количество оставшихся науплиев артемии , понаблюдайте за ходом преследования и отлова, а также исследуйте тело рыбы с потребляемым кормом, чтобы определить успешность кормления.
  5. Начиная с 28 dpf и до ранних взрослых стадий, кормите GF артемию один раз в день (3-5 артемий/личинок) и убирайте нетронутую или мертвую артемию и мертвую рыбу в отходы GZM в качестве ежедневных образцов.
  6. Во время роста рыб GF замените 6-луночные планшеты после 7 dpf на стерильные планшеты или колбы для клеточных культур с 8 до 21 dpf, а затем на стерильные флаконы после 21 dpf. Увеличивайте питательную среду и кормовую массу в соответствии с количеством и весом рыб GF в каждой емкости.
  7. Ежедневно обновляйте GZM и проверяйте образцы, чтобы убедиться в успехе моделей GF.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддержание стерильных моделей рыб (GF) до раннего взрослого возраста и половой зрелости является сложной задачей, с низкой средней выживаемостью на уровне 30 dpf, обычно менее 10%. В первую очередь это связано со слабым иммунитетом, задержкой развития, нарушением работы кишечника.

4. Приготовление науплии GF Artemia в качестве стерильного корма для хронических моделей рыб GF

ПРИМЕЧАНИЕ: Метод культивирования и получения стерильной артемии (GF) описан на рисунке 2. Обратите внимание, что все следующие шаги выполняются в настольном шкафу биологической безопасности с использованием метода стерильной асептики.

  1. Промыть 0,25 г цист артемии , используя 2,4 г/л гипохлорита натрия (NaClO, см. Таблицу материалов) в течение 5 мин.
  2. Промытые цисты артемии отфильтровать стерилизованным сверхплотным фильтром (около 170 меш в отверстии) и трижды промыть стерилизованной сверхчистой водой, каждый раз в течение 1-2 мин.
  3. Переложите промытые цисты артемии в 100 мл 2,5% стерилизованной соленой воды, перемешайте и упакуйте для асептического вывода в соответствии с инструкциями, указанными ниже.
  4. Расфасовать 50 мл обработанного раствора смеси цист артемии в стерильный флакон объемом 100 мл, запечатать пленкой и инкубировать в встряхивающем инкубаторе при 150 об/мин, 30 °С в течение 18–24 ч при освещении.
  5. Извлеките примерно 30 мл науплии вылупившихся артемий из средних и нижних слоев с помощью одноразовой пипетки Пастера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не допускайте попадания плавающих яиц и пустой скорлупы в верхний слой. Показатели цист и науплиусов артемии, инкубированных в течение 24 ч, представлены на рисунке 3.
  6. Артемию отфильтровать стерилизующим фильтром и промыть в стерилизующем стакане стерилизующей сверхчистой водой три раза, примерно от 30 с до 1 минуты каждый раз. Наконец, добавьте 4 мл стерилизованной сверхчистой воды, чтобы приготовить смешанный раствор артемии.
  7. С помощью одноразовой пипетки Пастера извлеките активно плавающую артемию из верхнего слоя, промойте и приготовьте раствор науплиусов для кормления и асептической идентификации.

5. Идентификация моделей рыб GF на всех этапах жизни

ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всех этапов жизни стерильных рыб (GF) ключевые показатели и ежедневное обнаружение образцов имеют решающее значение для обеспечения успеха моделей. На этом этапе обобщена общая классификация образцов и обычные методы идентификации (рис. 4).

  1. Ежедневно наблюдайте и подсчитывайте статус выживаемости и скорость личинки данио-рерио GF. В экспериментах по расчету соответствующих норм рыба GF выращивается в 24- или 48-луночных планшетах по одной рыбе в лунке.
    1. Выживаемость = (количество живой рыбы на момент наблюдения/общее количество икринок) × 100%.
    2. Коэффициент стерильности = (количество стерильных рыб/количество выживших рыб) × 100%.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол фокусируется на стерильности живой рыбы. Количество стерильных рыб определяется путем подсчета успешных рыб GF после многократных проверок среди живой рыбы. Любая мертвая рыба или живая рыба, модели GF, которые вышли из строя из-за присутствия бактерий, устраняются во время последующих процедур GF.
  2. Соберите следующие образцы личинок данио-рерио GF.
    1. Питательная среда GF данио-рерио из каждой лунки или бутылочного контейнера.
    2. Корм для рыб, например, стерильный яичный желток и ГФ артемия.
    3. Отработанная среда, включая фрагменты оболочки яйца после вылупления и остатки пищи или фекалии в периоды кормления от личинок до молоди рыб.
    4. Образцы мертвой рыбы для выявления наличия бактерий.
    5. Рыбная среда и средства, используемые при лечении эмбрионов в качестве стерильного контроля.
    6. Образцы материалов, операционной платформы, инкубатора и т.д.
  3. Обнаруживайте образцы, собираемые ежедневно, с помощью нескольких методов.
    1. Сначала используйте метод разбрасывающих пластин и планшеты для культивирования в инкубаторе при 30 °C.
      1. Покрыть 20-50 мкл образца отработанной среды на планшете Trypticase Soy Agar (TSA) (см. Таблицу материалов) в аэробных условиях.
      2. Покрытие 20-50 мкл образца отработанной среды на планшете TSA в анаэробных условиях.
      3. Покрыть 20-50 мкл образца отработанной среды на кровяных планшетах TSA (см. Таблицу материалов) в аэробных условиях.
      4. Покрыть 20-50 мкл образца отработанной среды на кровяных планшетах TSA в анаэробных условиях.
    2. Во-вторых, используйте метод жидкой культуры.
      1. Возьмите 200 μл образца в аэробные пробирки со средой для инфузионного бульона для мозгового сердца (BHI) (см. Таблицу материалов) и заквашивайте в встряхивающем инкубаторе при 30 °C, 150-180 об/мин.
      2. Добавьте 200 мкл образца в анаэробные пробирки со средой BHI и заквашивайте в инкубаторе при 30 °C.
      3. Добавьте 200 μл образца в аэробные пробирки со средой Trypticase Soy Brath (TSB), затем культивируйте в встряхивающем инкубаторе при 30 °C, 150-180 об/мин.
      4. Добавьте 200 μл образца в анаэробные пробирки со средой TSB и культурой в инкубаторе при 30 °C.
    3. В-третьих, используйте молекулярные методы — анализ полимеразной цепной реакции (ПЦР) 16s.
      1. Проведите анализ пробы сточных вод с помощью двух пар грунтовок 27F и 1492R, а также 63F и 1387R (табл. 1).
        Мастер-смесь для ПЦР готовили в соответствии с таблицей 2 с использованием коммерчески доступного набора ДНК-полимеразы (см. Таблицу материалов), а ПЦР-машину настраивали с программой, указанной в таблице 3.
      2. После завершения программы ПЦР исследуют продукты с помощью электрофореза40 с помощью 1% агарозного геля в целевых полосах 1465.о. (с использованием праймеров 27F и 1492R) или 1324.о. (с использованием праймеров 63F и 1387R), чтобы сделать вывод о стерильности образцов.
  4. Регистрация и наблюдение за тестами на стерильность, включая посев в планшетах и среде в период от 24 ч до 3 дней и 7 дней, в течение которых отсутствие колоний на планшетах и помутнение в жидкости указывают на успешное построение моделей GF. Наблюдайте и записывайте табличку и медиум в 24 ч, 48 ч, 72 ч, 96 ч, 120 ч, 144 ч и 168 ч.

6. Идентификация образцов артемии перед кормлением рыбами

ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы обнаружить образцы GF Artemia , которые незаменимы в качестве живого корма перед кормлением рыбами GF (Рисунок 4), выполните следующие действия.

  1. Соберите образцы моделей GF Artemia .
    1. Нелеченные кисты артемии .
    2. Лечил кисты артемии GF.
    3. Вылупившаяся GF Artemia nauplii.
    4. Стерилизованная сверхчистая вода в качестве контроля.
  2. Выявить ГФ артемию можно следующими методами.
    1. Используйте метод распростертых пластин для обнаружения образцов путем нанесения их на планшеты TSA и планшеты TSA для крови в аэробных и анаэробных условиях. Инкубируют их при 30 °C.
    2. Используйте жидкую среду для обнаружения образцов в аэробных и анаэробных пробирках TSB и BHI. Культивирование в шейке при 150-180 об/мин, 30 °C.
    3. Используйте ПЦР-анализ для выявления присутствия бактерий в образцах, собранных с использованием праймеров-мишеней 16s рибосомной РНК генов 27F и 1492R, 63F и 1387R (табл. 1). Объем и программа показаны в таблицах 2 и 3.
  3. Запишите результаты: Определите продукт ПЦР с помощью 1% электрофореза в агарозном геле40 для целевых полос размером 1465.о. (с использованием праймеров 27F и 1492R) или 1324.о. (с использованием праймеров 63F и 1387R). Результаты планшетов и жидкой среды могут обеспечить стерильный статус GF Artemia перед использованием в качестве корма для рыб.

7. Выделение и идентификация штаммов кишечных бактерий у рыбок данио

ПРИМЕЧАНИЕ: Для изучения функций кишечника in vitro и in vivo необходимо выделить штаммы бактерий из рыбок данио, которые также являются видовым источником потенциальных пробиотиков, проверенных на инфекцию с использованием животных GF (Рисунок 5). В этом протоколе мы описываем традиционный метод вскрытия для получения содержимого кишечника, в то время как образцы также могут быть собраны непосредственно у живых рыб, находящихся под наркозом (данные не показаны).

  1. Выберите здоровых взрослых рыбок данио и промойте их стерильной водой. Выполните следующие действия на чистом стенде.
  2. Обезболивают рыбу 100 мг/л MS-222 в течение 5-10 мин.
  3. Используйте 75% спирт для обработки поверхности тела рыбы.
  4. Вскрыть кишечник рыбы и выдавить содержимое кишечника средой TSB или BHI.
  5. Инкубируйте кишечную надосадочную жидкость путем применения TSA, кровяной пластины, TSB и среды BHI в аэробных и анаэробных условиях.
  6. Транслируйте бактерии, чтобы получить сигнальный штамм и записать характеристики различных колоний.
  7. Храните бактерии в пределах 30% глицерина при -80 °C.
  8. Затем определите кишечные бактерии с помощью экстракции геномной ДНК и секвенирования ПЦР.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Основные этапы экстракции бактериальной геномной ДНК включают центрифугирование жидкости, диссоциацию РНКазы А и протеазы К, экстракцию этилового спирта, промывку и растворение с использованием коммерчески доступных наборов в соответствии с инструкциями производителя (см. Таблицу материалов).
  9. Проанализируйте последовательности 16S с помощью Национального центра биотехнологической информации (NCBI) и Basic Local Alignment Search Tool (BLAST) с базой данных Bacteria and Archaea40,41 (см. Таблицу материалов).
  10. Выберите наиболее подходящие бактерии и признаки, чтобы идентифицировать выделенные кишечные штаммы на уровне рода.
  11. Определите метаболические функции бактериальных штаммов с помощью коммерчески доступных наборов (см. Таблицу материалов).

8. Маркировка гриппом, инфекция и колонизация бактерий в кишечнике данио-рерио

ПРИМЕЧАНИЕ: Перед заражением GF данио-рерио выделенные бактерии были модифицированы красителями и подсчитаны, что сделало микробную колонизацию и миграцию видимыми непрерывно и in vivo (Рисунок 6).

  1. Выберите потенциально полезные бактерии или доминирующие штаммы с высокой численностью в организме хозяина, чтобы заразить модели рыб GF.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовались бактерии Aeromonas sp. и Vibrio sp. (см. Таблицу материалов), отобранные из 8 родов, которые были выделены и идентифицированы у взрослых рыбок данио дикого типа в лаборатории42.
  2. Пометьте свежие бактерии красителями CM-Dil (см. Таблицу материалов) и подвергните их воздействию GF данио-рерио при концентрации 5 dpf с концентрацией 106-10 8 колониеобразующих единиц (КОЕ)/мл.
  3. Наблюдайте за флуоресценцией под флуоресцентным микроскопом с увеличением 3×, чтобы показать колонизацию и распространение бактерий в кишечнике личинок данио-рерио от 6 dpf до 14 dpf.
  4. Вручную подсчитайте количество бактерий в рыбе GF по культуре тарелки в каждый момент времени.
  5. Обнаружение колоний и последовательностей, чтобы убедиться, что инфекция была успешной с целевыми бактериальными штаммами.
  6. Собрать образцы рыб с бактериальной инфекцией для последующих анализов, включая нейроповедение, индексы развития, гистопатологический анализ, гормональные измерения и т. д. 43,44,45.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Бактерии, используемые в эксперименте с инфекцией, должны быть заново извлечены и свежекультивированы в жидкой среде.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Модели GF данио рерио могут быть эффективно получены за счет использования обильной икры, отнерестящейся парами рыбок данио, с протоколом, оптимизированным на основе предыдущих моделей рыб GF35. Один 6-луночный планшет может культивировать примерно 30-48 эмбрионов/личинок, что позволяет собрать достаточно данных и провести статистический анализ. После стерильной обработки эмбрионы GF культивируют в чистом инкубаторе до вылупления личинок через 48-72 ч и ежедневно меняют GZM с обнаружением собранных образцов, что имеет решающее значение для поддержания стерильного состояния (рис. 1). После 7 дпф корм из яичного желтка и живой артемии должен быть подготовлен для личинок до ювенильных стадий. Во время роста и развития рыб объем, контейнер и плотность ГЗМ должны вовремя регулироваться или изменяться, чтобы избежать гибели и нарушения стерильного статуса. Если обнаружение не показывает бактериального загрязнения, успешные модели GF могут быть сохранены как хронические от ювенильного до раннего взрослого возраста, но на практике выживаемость намного ниже. Наконец, можно измерить уровень стерильности, выживаемость, индекс развития, поведение, гистопатологический анализ и профиль транскрипции моделей рыб GF и CR для изучения влияния микробиоты и полей скрининга лекарств. В этом исследовании сравнивались ключевые показатели развития (дополнительный рисунок 1), и скорость вылупления рыб GF была на 45,7% ниже, чем у рыб CR, с 60% при 72 hpf. Частота сердечных сокращений личинок GF при 7 dpf была значительно ниже при 18,2 уд/10 с по сравнению с рыбами CR с 22,6 уд/10 с, но не было никакой разницы между двумя группами при 14 dpf со скоростью 23,5-23,8 уд/10 с. Выживаемость рыб GF при 7 dpf была такой же, как и у рыб CR на уровне 86,7%, но снизилась до 60% при 14 dpf по сравнению с 80% для рыб CR. Тем не менее, выживаемость рыб GF и CR снизилась до 25%-10% после периода открытия рта, когда они приобрели пищевые способности или привычки. Неспособность поддерживать стерильный статус рыб была одной из причин более низкой выживаемости. Таким образом, кормление и поддержание питательных веществ от ювенильной до ранней взрослой стадии являются критическими проблемами в рыбоводстве.

Еще одним ключевым фактором, влияющим на рост и развитие рыб, является кормление. В этом исследовании мы изучаем несколько методов получения GF Artemia в качестве живого корма для личинок GF данио-рерио для молоди и взрослых особей (процесс показан на рисунке 2). Из-за ежедневного использования корма для рыб GF, оптимизированный протокол для GF Artemia должен быть простым, экономящим время и экономичным на практике. После сравнения активного движения и смерти/неподвижности науплиев , наблюдаемых под микроскопом, характеристик науплиев, невылупившихся яиц и скорлупы, метод совершенствуется. После суточной инкубации под микроскопом наблюдали и измеряли показатели свежей GF Artemia , полученные из бутылочек, включая вылупление, выживаемость и деформацию, а также длину и массу науплиусов (рис. 3). После лечения частота вылупления цист артемии была высокой, в среднем 88,15%, выживаемость плавательных науплиусов составила 77,83%, а частота мальформаций — 1,87%. Длина тела науплиусов составила 546,70 мкм, а индекс массы тела — 3,80 мг/100, что подходит для ловли и кормления рыб от месячного периода личинок до ювенильной и взрослой стадий.

Обнаружение рыб GF и GF Artemia также важно для поддержания модели. В соответствии со сбором образцов и несколькими методами тестирования, результаты могут обеспечить успех обработанных эмбрионов данио-рерио и цист артемии в культивируемой тарелке и жидкой среде (рис. 4). Различные образцы, собираемые ежедневно, должны быть обнаружены как стерильные во всех методах испытаний, что затем может указывать на модели GF во время сбора. GF Artemia должна быть обнаружена до кормления рыбами GF, или результаты инкубатора с планшетом и средой должны относиться к стерильному состоянию свежих живых науплиев. То есть, культивирование GF Artemia из цист на планшетах TSA или стекле TSB или BHI в инкубации шейка, что может быть использовано для получения GF Artemia и стерильной верификации одновременно. Протокол GF Artemia может вместить ограниченное количество личинок для кормления. В процессе кормления было очевидно, что артемия GF плавала в GZM, а затем была поймана и съедена личинками рыбы GF.

Приложения моделей рыб GF охватывают различные области биологии и медицины, позволяя исследовать микробные функции, рост и развитие, механизмы заболеваний, а также скрининг пробиотиков или лекарств, среди прочего46. В этом исследовании, например, две основные кишечные бактерии, Aeromonas sp. и Vibrio sp., были выделены из рыбок данио. Были выполнены характеристики колоний и идентификация, а также измерены множественные метаболические функции in vitro с использованием коммерчески доступных наборов (рис. 5). Эти бактерии были выделены и идентифицированы с помощью секвенирования 16S, а результаты взрыва были представлены в предыдущем отчете42. Идентифицированные штаммы бактерий позволяют проводить научные исследования влияния одной или комбинированной микробиоты на здоровье хозяина путем заражения моделей рыб GF. Прозрачность личинок рыб позволяет наблюдать за мечеными флуоресценцией бактериальными клетками с помощью красителей CM-Dil, выявляя колонизацию и распределение в кишечнике рыб GF (показано на рисунке 6). После бактериальной инфекции при 5 dpf личинки GF данио рерио могут быть визуализированы с помощью флуоресцентного микроскопа и непрерывно наблюдаться от 6 до 14 dpf, что дает представление о микробных функциях в сочетании с индексами развития, гистопатологическими изменениями и молекулярными изменениями47.

figure-results-1
Рисунок 1: Протокол GF данио-рерио от эмбрионов до личинок и молоди. Ключевые этапы в создании данио-рерио GF включают: (1) Сбор эмбрионов от дикого типа данио-рерио и помещение в AB-GZM. (2) Промыть препаратами PVP-I и NaClO для обеспечения полной стерильности. (3) Культивирование эмбрионов/личинок GF в 6-луночных планшетах с GZM с ежедневным обновлением среды. (4) Регулирование условий культивирования для оптимального роста и развития. (5) Отбор проб на различных стадиях развития с последующим испытанием на стерильность с использованием методов планшетов и жидких сред. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-2
Рисунок 2: Протокол приготовления артемии в качестве живого корма для рыб ГФ. Ключевые шаги включают: (1) Промывка цисты артемии для полной стерильности. (2) Подготовка кисты GF в среде. (3) Инкубация в солевом растворе в течение 24 ч для ускорения вылупления. (4) Фильтрация неудавшегося вылупления и пустых яиц для сбора активных науплиев. (5) Промывка собранных науплиусов для удаления мусора, обеспечивающая высокое качество живого корма без загрязнений. (6) Испытание на стерильность артемии перед кормлением личинок рыб GF. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: Индексы цист и науплиусов артемии GF, инкубированных в течение 24 ч. (A) Необработанные цисты артемии с пленкой примесей (масштабная линейка: 500 мкм). (B) Обработанные кисты артемии со слегка выпуклой поверхностью после поглощения воды и более чистым внешним видом (масштабная линейка: 500 мкм). (C) Микроскопическое исследование свежих инкубированных живых науплиусов GF Artemia (масштабная линейка: 2000 μм) и (D) увеличение с масштабной линейкой 1000 μm. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Стерильное обнаружение рыб GF на каждой стадии жизни и GF Artemia. (A) Стерильные тесты образцов рыб CR и GF с использованием жидкой среды TSB и BHI, TSA и кровяных пластин в аэробных и анаэробных условиях. (B) Стерильные тесты необработанных цист артемии , цист артемии и науплиусов GF с использованием жидкой среды TSB и BHI, TSA и кровяных пластин в аэробных и анаэробных условиях. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-5
Рисунок 5: Выделение и идентификация кишечных бактерий у рыбок данио . (A) Штаммы бактерий, характеристики колоний, карты секвенирования 16S (примеры: Aeromonas sp. и Vibrio sp.). (B) Образцы рода и NCBI. (C) Метаболические функции бактерий, выделенных из кишечника рыбок данио. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-6
Рисунок 6: Инфекция и колонизация штаммов кишечных бактерий у рыбок данио-рерио GF. (A) Восстановление изолированных и идентифицированных бактериальных штаммов для экспериментов с инфекцией. (B) Мечение бактерий флуоресцентными красителями и заражение личинок GF данио-рерио при 5 dpf. Увеличение: 1x. (C) Наблюдение за распространением и колонизацией бактерий (Vibrio sp.) в тканях кишечника in vivo. Увеличение: 3x. (D) Подсчет КОЕ бактерий (Aeromonas sp. и Vibrio sp.) в каждой личинке рыбы путем ежедневного отбора проб. Данные представляют среднее значение ± SEM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

ГрунтовкиПоследовательности(5'-3')Длина изделия
27ФAGAGTTTGATCMTGGCTCAG1465.н.
1492РACGGYTACCTTGTTACGACTT
63ФCAGGCCTAACACATGCAAGTC1324.н.
1387РGGGCGGWGTGTACAAGGC

Таблица 1: Праймеры, используемые для обнаружения бактерий.

КомпонентыЕдиницОбъем (μл)
Taq ДНК-полимераза2,5 ед/мкл0.1
10× Буфер (Mg2+)---2.1
Смесь dNTP2,5 мМ1.6
Грунтовка 27F10 μМ1
Грунтовка 1492R10 μМ1
Без ДНК/РНК H2O---13.2
Шаблонная ДНК---1
Общий объем---20

Таблица 2: Конечная концентрация и объем компонентов в реакции.

ШагТемператураВремяЦиклов
Первичная денатурация95 °C4 мин.--
Денатурация94 °C1 мин.35
Отжиг55 °C1 мин.
Расширение72 °C1 мин.
Окончательное продление72 °C10 мин--
Держать4 °C∞--

Таблица 3: Программа ПЦР для амплификации гена 16S рРНК.

Дополнительный рисунок 1: Критические индексы развития моделей GF и CR данио-рерио. (A) Скорость выклева CR и GF данио-рерио при 72 hpf и (B) сердечных сокращений / 10 с CR и GF рыб при 7 dpf и 14 dpf. Выживаемость (%) рыб CR и GF снизилась с 7 дней и 14 дней с 86%, 60%-80% до 10%-25% при 30 dpf. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Важнейшие этапы в рамках протоколов приготовления рыбы и пищи для ГФ
Во время создания моделей рыб GF было задействовано несколько важных этапов, включая подготовку стерильных материалов, стерилизацию эмбрионов, ежедневное обновление GZM, сбор различных образцов и стерильное исследование каждого образца с использованием нескольких методов. Среди этих этапов первоначальное лечение эмбрионов является фундаментальным и решающим для успеха моделей GF. Контролирующие агенты, их концентрация и время обработки имеют решающее значение для достижения оптимальной скорости стерилизации и успеха вывода. При обращении эмбрионов рыб GF с личинками необходимо уделять особое внимание, включая ежедневную смену среды и обеспечение тщательной стерилизации материалов и платформ с использованием ультрафиолетового света или автоклавирования при извлечении пластин из инкубатора. Мониторинг температурных условий и времени работы в зимний период необходим для предотвращения гибели личинок, вызванной более низкими температурами на чистых стендах.

Стерильный яичный желток и GF Artemia должны быть обнаружены перед скармливанием рыбе после 7 dpf, чтобы убедиться в их стерильном состоянии для долгосрочных моделей GF. В период кормления очистка остатков пищи важна как часть образцов, собранных для обнаружения при обновлении отработанной среды. Контейнер, объем GZM и масса корма должны быть скорректированы вместе со стадиями роста и развития, чтобы предотвратить потерю рыбы GF из-за ограниченного окружения и проблем с качеством воды. Регулярный мониторинг и корректировка этих параметров способствуют успешному поддержанию моделей рыб GF.

Изменения и значение этих протоколов
Упрощенный трехэтапный процесс получения эмбрионов данио-рерио GF, включающий оптимизированные агенты, концентрации и время воздействия растворов AB-GZM, PVP-I и NaClO, обеспечивает высокую степень стерильности и здоровое развитие моделей. Кроме того, стерильные методы обнаружения ежедневных образцов были усовершенствованы и включают планшеты и культуры жидких сред в аэробных и анаэробных условиях, а также молекулярные методы, использующие обычные бактериальные праймеры. Дальнейший опыт тестирования на бактериальные и грибковые загрязнители направлен на оптимизацию изоляционных загрязнителей и стерильных испытаний в технике GFна животных 48.

В нашем исследовании был изучен специфический протокол для науплии GF Artemia в качестве живого корма для моделей рыб, и патент на PPJ и DSP был выдан Национальным управлением интеллектуальной собственности Китая (No. ZL202210482684.8). Долгосрочные модели рыб GF постоянно ограничены неадекватным и неподходящим питанием, усугубляя слабые места в функциях кишечника, связанных с пищеварением и всасыванием. Как надежный источник пищи для моделей медаки и данио-рерио на разных этапах жизни, GF Artemia sp. должна быть проста в приготовлении благодаря простой процедуре, короткому времени инкубации и стерильному обнаружению в режиме реального времени для ежедневного использования. При этом способе нормальные цисты артемии промывают в достаточной концентрации NaClO, чтобы они были асептическими, а затем инкубируют в флаконе, покрытом пленочной оболочкой, а также на планшете и в жидкой среде для обнаружения. Это поддерживает только что вылупившиеся науплии для кормления рыб GF. Стерильность и скорость вылупления артемии, а также длина тела, вес и активность являются превосходными, что указывает на возможное применение на практике.

Значение этих изменений в рыбах GF и пищевых протоколах GF помогает исследователям в создании моделей эмбрионов, личинок, ювенильных стадий и даже ранних взрослых и взрослых стадий морских и пресноводных видов. Долгосрочные животные ГФ будут давать разрешение в качестве моделей in vivo в исследованиях по скринингу лекарств и микробным функциям во время роста и развития хозяина, особенно в зрелости иммунитета и связанных с ним линий кишечных клеток. Например, личинки данио-рерио обладают врожденным иммунитетом только в первую неделю, затем развивают адаптивную иммунную систему в течение 7-21 дпф вместе со зрелостью тимуса 31,49. Кроме того, модели рыб GF могут обеспечить возможность анализа взаимодействий бактерий-бактерий и микробиоты-хозяина с наблюдением в реальном времени динамических процессов колонизации и миграции организмов 50,51.

Ограничения метода
Культивирование рыб GF от молоди до ранних взрослых особей (28-2,5 mpf) и половозрелых взрослых особей (>2,5 mpf) остается сложной задачей из-за повышенной смертности и риска бактериального загрязнения во время обслуживания модели. Эти ограничения в первую очередь возникают из-за отсутствия подходящих систем автокультивирования для рыб, живущих в среде GF. Эти системы должны включать в себя чистый воздух, воду и пищевую систему для эффективного поддержания животных и среды их обитания, обеспечивая полную изоляцию от внешних микроорганизмов. В отличие от других моделей животных GF, таких как мыши и цыплята52, получение рыбок данио GF с помощью анатомических операций от родителей CR является сложной задачей из-за их водных привычек и естественного стиля оплодотворения.

Лечение взрослых животных как полностью лишенных кишечной микробиоты также является сложной задачей. В то время как лечение антибиотиками может вызвать состояние, аналогичное состоянию специфических животных без патогенов (SPF), характеризующееся сниженной микробиотой, обнаруженной в образцах фекалий, достижение истинных моделей взрослых рыб GF остается сложной задачей. Проблемы, связанные с созданием и поддержанием моделей СФ, особенно во время перехода от подросткового к долгосрочному состоянию, значительны. Признается важность потомства GF, такого как яйца GF F1 или F2 от взрослых рыб GF, в микробиологических исследованиях. Однако преодоление трудностей в создании и поддержании долгосрочных моделей взрослых рыб GF требует значительного времени.

Стоит отметить, что были выведены гнотобиотические данио-рерио со специфической бактериальной колонизацией, показывающие хроническую выживаемость на основе моделей GF. Тем не менее, остается неясным, могут ли эти модели служить жизнеспособной альтернативой моделям GF в бактериальных инфекциях и биомедицинских исследованиях.

Будущее применение моделей рыб GF
В этом исследовании мы усовершенствовали протокол создания моделей рыбок данио-рерио GF, прогрессирующих от эмбрионов до молодых особей. Это достижение имеет важное применение в биологии развития, иммунологии, исследованиях заболеваний человека и органогенезе. Посредством массовой изоляции и идентификации в исследовании изучаются функции, механизмы и кишечные метаболиты отдельных бактериальных штаммов. Исследование включает в себя заражение моделей GF данио-рерио после того, как вентиляционное отверстие открывает стадии47,53. Кроме того, меченые флуоресценцией бактерии облегчают наблюдение за колонизацией и распределением в живых личинках GF, свободных от других микробных воздействий54. Аналогичные модели рыб GF, такие как морская или пресноводная медака, могут быть созданы с использованием сопоставимых методов с различными агентами или изменениями среды.

Для изучения механизмов заболевания человека в исследовании используются методы ТФМ, перенос образцов от пациентов или доноров к здоровым животным или моделям СК55. В отличие от животных, выращенных традиционным способом (CR), модели GF предлагают надежные доказательства микробных функций, воздействий или реакций в организме хозяина, особенно в сочетании с бактериофагами для регуляции целевых бактерий в микробиоте46.

Таким образом, рыбки данио GF служат мощными моделями для оценки бактериальной безопасности, эффективности лекарств, токсичности загрязняющих веществ или интерференции соединений благодаря их чувствительной и чистой кишечной среде. Будущие исследования применения рыб ГР должны охватывать различные области, с необходимостью создания моделей взрослых рыб ГР для более глубокого понимания микробных функций на различных стадиях жизни.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол GF Artemia был выдан в качестве патента Национальным управлением интеллектуальной собственности Китая, которое освободит от ограничения использования метода после получения разрешения авторов. Авторы заявляют, что у них нет других конкурирующих или финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы искренне благодарим за поддержку Проект талантов Чунцинского медицинского университета (No R4014 для DSP и R4020 для PPJ), Национальный фонд естественных наук Китая (NSFC, No 32200386 для PPJ), Студию наставников по инновациям в постдокторантуре Чунцина (X7928 DSP) и Программу Китайско-Шри-Ланкийского совместного центра исследований и демонстрации водных технологий Китайской академии наук (CAS) / Китайско-шри-ланкийского совместного центра образования и исследований CAS.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
AB-GZMАмфотерицин: Solarbio;   канамицин: Solarbio; Ампициллин: Solarbio.Амфотерицин: CAS: 1397-89-3;
канамицин: CAS: 25380-94-0; Ампициллин: CAS: 69-52-313.		49,6 мл GZM, 50 & микро; L стоковый раствор амфотерицина (250 &; г/мл), 25 и микро; L канамицина стоковый раствор (10 мг/мл) и 250 &микро; L ампициллин стоковый раствор (20 мг/мл).
1,5 мл, 15 мл, 50 мл ВП пробиркиbiosharpBS-15-MДля сбора образцов и хранения агентов
2,4 г/л NaClOXILONG SCIENTIFIC Co., Ltd.CAS: 7681-52-9Разведенный 8% водным раствором гипохлорита натрия.
6-луночные планшеты, 24-, 48-луночные планшетыLABSELECT 11112Для культивирования рыб
<эм>АэрономыNCBI база данныхNo MK1784992019-JPP-ESN
Анаэробные пластины TSAтриптон: Оксоидный;
соевый пептон: Solarbio; NaCl:Биошарп; Порошок агара
: BioFroxx.		триптон:LP0042B;
соевый пептон:Cat#S9500;
NaCl:BS112; Порошок агара
: 9002-18-0.		Планшеты TSA готовили с 400 мл среды, содержащей 6 г триптона, 2 г соевого пептона, 2 г NaCl и 6 г порошка агара в анаэробной системе.
Анаэробная рабочая станцияGENE SCIENCEE200GБактериальная изоляция, стерильное тестирование
АнализGraphPad Prism 5v6.07Для анализа данных
API 20 E комплекты  BioMerieux SA,Франция No.1005915090Ref 20100 Наборы для обнаружения бактериального
метаболизмаArtemia (Артемия Артемия)Shangjia Aquarium Co., Ltd.Цистыартемии марки Аквамастер и яйца артемий 
Система автоматического цикла для разведения рыбыNingbo Hairui Technology Co., LtdNo CatОбслуживание
автоклаварыбы Zeal WayG154DWSПодготовка материалов
BHI AerobicCoolaberCat#PM0640Была приготовлена среда BHI, в которой 100 мл среды содержали 3,7 г порошка BHI.
Среда BHI AnaerobicCoolaberCat#PM0640BHI была приготовлена и разделена на анаэробные трубки под анаэробной системой.
Биохимический инкубаторLongYue Co., LtdSPXДля рыб и тарелок
Шкаф биобезопасностиHaierHR40-IIA2Стерильная обработка и тестирование
Отбеливающий агент 0,02 г/л NaClOXILONG SCIENTIFIC Co., Ltd.CAS: 7681-52-9Рабочий раствор с концентрацией гипохлорита натрия (NaClO): Разбавлен 8% водным раствором гипохлорита натрия или 166,6 мкл 6% гипохлорита натрия с 500 мл дистиллированной воды.
Кровные пластиныовечьей крови: SolarbioCat. TX0030Стерильно-дефибринированная овечья кровь была добавлена в TSA для приготовления 5% кровяных пластин.
Колба для клеточных культурCorning430639Для культивирования рыбы
CM-Dil красителиМолекулярные зондыCat#C7000   Маркировка бактерий
Встряхивающий инкубатор с постоянной температуройPeiving Co., LtdHZQ-X100База данных бактериальных культур
NCBIБаза данных бактерий и архейСсылка: Archaea FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Archaea/
Бактерии FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Bacteria/
Одноразовая пипетка Пастераbiosharpbs-xh-03lИспользуется для изменения воды и переноса яиц
Одноразовая чашка ПетриbiosharpBS-90-DДля культивирования ДНК рыб наборы для культивирования
ДНКSolaribioCat #D1600Наборы для экстракции бактериальной геномной ДНК 
Электрическая пипеткаSCILOGEXLevo meChange water
ExiguobacteriumNCBI база данныхNo MK1785042019-JPP-ESN
GZMМорская соль: LANDEBAO Co., Ltd.No CatСостоит из 1 л воды и 1,5 мл раствора морской соли (40 г/л), автоклавирован. Содержание морской соли в растворе ГЗМ составило 60 мг/л.
Лабораторная система чистой водыHitech Co., LtdPrima-S15Подготовьте агенты
Микроскоп NikonSMZ18С флуоресцентным светом для наблюдения за личинками рыб
ПЦР наборыTIANGENCat#ET101Taq DNA Polymerase kit
ПипеткаLABSELECT sp-013-10Смена воды
Повидон-йод (PVP-I)АладдинЛот#H1217005Водный раствор повидон-йода 0,4 г/л чистой воды.
Преобразователь времениPinYi Co., LtdAL-06Для регулировки света
пластин TSAтриптон: Оксоид;
соевый пептон: Solarbio; NaCl:Биошарп; Порошок агара
: BioFroxx.		триптон:LP0042B;
соевый пептон:Cat#S9500;
NaCl:BS112; Порошок агара
: 9002-18-0.		Планшеты TSA готовили из 400 мл среды, содержащей 6 г триптона, 2 г соевого пептона, 2 г NaCl, 6 г порошка агара.
TSB Аэробныйтриптон:Оксоид;
соевый пептон: Solarbio; NaCl:Биошарп;		триптон:LP0042B;
соевый пептон:Cat#S9500;
NaCl:BS112;		Готовили среду TSB, в которой 400 мл среды включали 6 г триптона, 2 г соевого пептона и 2 г NaCl.
TSB Анаэробныйтриптон:Оксоидный;
соевый пептон: Solarbio; NaCl:Биошарп;		триптон:LP0042B;
соевый пептон:Cat#S9500;
NaCl:BS112;		Среду TSB готовили и разделяли на анаэробные трубки под действием анаэробной системы.
Ультрачистый верстакAirtechSW-CJ-2FDСтерильная обработка и тестирование
Сверхчистая система потока для разведения рыбМорское биологическое оборудование компанииNo CatПроизводство воды для рыб
VibrioNCBIбаза данныхNo MK1785012019-JPP-ESN

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sieber, M., Traulsen, A., Schulenburg, H., Douglas, A. E. On the evolutionary origins of host-microbe associations. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (9), e2016487118(2021).
  2. Sommer, F., Backhed, F. The gut microbiota--masters of host development and physiology. Nat Rev Microbiol. 11 (4), 227-238 (2013).
  3. Kim, S., Jazwinski, S. M. The gut microbiota and healthy aging: A mini-review. Gerontology. 64 (6), 513-520 (2018).
  4. Milani, C., et al. The first microbial colonizers of the human gut: Composition, activities, and health implications of the infant gut microbiota. Microbiol Mol Biol Rev. 81 (4), e00036(2017).
  5. De Vos, W. M., Tilg, H., Van Hul, M., Cani, P. D. Gut microbiome and health: Mechanistic insights. Gut. 71 (5), 1020-1032 (2022).
  6. Shi, N., Li, N., Duan, X., Niu, H. Interaction between the gut microbiome and mucosal immune system. Mil Med Res. 4 (1), 14(2017).
  7. Liu, B. N., Liu, X. T., Liang, Z. H., Wang, J. H. Gut microbiota in obesity. World J Gastroenterol. 27 (25), 3837-3850 (2021).
  8. Aron-Wisnewsky, J., Warmbrunn, M. V., Nieuwdorp, M., Clément, K. Metabolism and metabolic disorders and the microbiome: The intestinal microbiota associated with obesity, lipid metabolism, and metabolic health-pathophysiology and therapeutic strategies. Gastroenterology. 160 (2), 573-599 (2021).
  9. Chen, Y. W., Zhou, J. H., Wang, L. Role and mechanism of gut microbiota in human disease. Front Cell Infect Microbiol. 11, 625913(2021).
  10. Hao, W. Z., Li, X. J., Zhang, P. W., Chen, J. X. A review of antibiotics, depression, and the gut microbiome. Psychiatry Res. 284, 112691(2020).
  11. Nadal, A. L., et al. gut immunity: Using the zebrafish model to understand fish health. Front Immunol. 11, 114(2020).
  12. Asadi, A., et al. Obesity and gut-microbiota-brain axis: A narrative review. J Clin Lab Anal. 36 (5), e24420(2022).
  13. Mlynarska, E., et al. The role of the microbiome-brain-gut axis in the pathogenesis of depressive disorder. Nutrients. 14 (9), 1921(2022).
  14. Yu, Y. J., Raka, F., Adeli, K. The role of the gut microbiota in lipid and lipoprotein metabolism. J Clin Med. 8 (12), 2227(2019).
  15. Al-Asmakh, M., Zadjali, F. Use of germ-free animal models in microbiota-related research. J Microbiol Biotechnol. 25 (10), 1583-1588 (2015).
  16. Melancon, E., et al. Best practices for germ-free derivation and gnotobiotic zebrafish husbandry. Methods Cell Biol. 138, 61-100 (2017).
  17. Bhattarai, Y., Kashyap, P. C. Germ-free mice model for studying host-microbial interactions. Methods Mol Biol. 1438, 123-135 (2016).
  18. Wang, X. N., Wu, C. W., Wei, H. Humanized germ-free mice for investigating the intervention effect of commensal microbiome on cancer immunotherapy. Antioxid Redox Signal. 37 (16), 1291-1302 (2022).
  19. Jia, P. P., et al. Role of germ-free animal models in understanding interactions of gut microbiota to host and environmental health: A special reference to zebrafish. Environ Pollut. 279, 116925(2021).
  20. Gootenberg, D. B., Turnbaugh, P. J. Companion animals symposium: Humanized animal models of the microbiome. J Anim Sci. 89 (5), 1531-1537 (2011).
  21. Hintze, K. J., et al. Broad scope method for creating humanized animal models for animal health and disease research through antibiotic treatment and human fecal transfer. Gut Microbes. 5 (2), 183-191 (2014).
  22. Kamareddine, L., Najjar, H., Sohail, M. U., Abdulkader, H., Al-Asmakh, M. The microbiota and gut-related disorders: Insights from animal models. Cells. 9 (11), 2401(2020).
  23. Rogala, A. R., Oka, A., Sartor, R. B. Strategies to dissect host-microbial immune interactions that determine mucosal homeostasis vs. Intestinal inflammation in gnotobiotic mice. Front Immunol. 11, 214(2020).
  24. Rawls, J. F., Samuel, B. S., Gordon, J. I. Gnotobiotic zebrafish reveal evolutionarily conserved responses to the gut microbiota. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (13), 4596-4601 (2004).
  25. Bates, J. M., et al. Distinct signals from the microbiota promote different aspects of zebrafish gut differentiation. Dev Biol. 297 (2), 374-386 (2006).
  26. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  27. Xia, H., et al. Zebrafish: An efficient vertebrate model for understanding role of gut microbiota. Mol Med. 28 (1), 161(2022).
  28. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: Staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  29. Pham, L. N., Kanther, M., Semova, I., Rawls, J. F. Methods for generating and colonizing gnotobiotic zebrafish. Nat Protoc. 3 (12), 1862-1875 (2008).
  30. Shan, Y., et al. Immersion infection of germ-free zebrafish with listeria monocytogenes induces transient expression of innate immune response genes. Front Microbiol. 6, 373(2015).
  31. Arias-Jayo, N., Alonso-Saez, L., Ramirez-Garcia, A., Pardo, M. A. Zebrafish axenic larvae colonization with human intestinal microbiota. Zebrafish. 15 (2), 96-106 (2018).
  32. Singleman, C., Holtzman, N. G. Growth and maturation in the zebrafish, danio rerio: A staging tool for teaching and research. Zebrafish. 11 (4), 396-406 (2014).
  33. Clift, D., Richendrfer, H., Thorn, R. J., Colwill, R. M., Creton, R. High-throughput analysis of behavior in zebrafish larvae: Effects of feeding. Zebrafish. 11 (5), 455-461 (2014).
  34. Nascimento, M. D., Schorer, M., Dos Santos, J. C. E., Rocha, M. S. A., Pedreira, M. M. Live and frozen Artemia nauplii for catfish (steindachner, 1876) larvae in different salinities. Trop Anim Health Prod. 52 (2), 653-659 (2020).
  35. Jia, P. P., et al. Breaking the mold: The first report on germ-free adult marine medaka (oryzias melastigma) models. bioRxiv. , (2023).
  36. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. JoVE. (69), e4196(2012).
  37. Wilson, C. Aspects of larval rearing. ILAR J. 53 (2), 169-178 (2012).
  38. Aleström, P. a-O., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).
  39. Brand, M., Granato, M., Nüsslein-Volhard, C. Keeping and raising zebrafish. Zebrafish. , (2002).
  40. Nursyirwani, N., et al. Phenotype and genotype of lactic acid bacteria (lab) isolated from the tiger grouper Epinephelus fuscoguttatus alimentary tract. F1000Res. 6, 1984(2017).
  41. Karolenko, C., Desilva, U., Muriana, P. M. Microbial profiling of biltong processing using culture-dependent and culture-independent microbiome analysis. Foods. 12 (4), 844(2023).
  42. Jia, P. P., et al. Chronic exposure to graphene oxide (go) induced inflammation and differentially disturbed the intestinal microbiota in zebrafish. Environ Sci Nano. 6 (8), 2452-2469 (2019).
  43. Sun, B. L., et al. Probiotic supplementation mitigates the developmental toxicity of perfluorobutanesulfonate in zebrafish larvae. Sci Total Environ. 799, 149458(2021).
  44. Qian, H. F., Liu, G. F., Lu, T., Sun, L. W. Developmental neurotoxicity of microcystis aeruginosa in the early life stages of zebrafish. Ecotoxicol Environ Saf. 151, 35-41 (2018).
  45. Bertotto, L. B., Catron, T. R., Tal, T. Exploring interactions between xenobiotics, microbiota, and neurotoxicity in zebrafish. Neurotoxicology. 76, 235-244 (2020).
  46. Jia, P. P., et al. Bacteriophage-based techniques for elucidating the function of zebrafish gut microbiota. Appl Microbiol Biotechnol. 107 (7-8), 2039-2059 (2023).
  47. Xin, G. Y., et al. Gut bacteria vibrio sp. And aeromonas sp. Trigger the expression levels of proinflammatory cytokine: First evidence from the germ-free zebrafish. Fish Shellfish Immunol. 106, 518-525 (2020).
  48. Dremova, O., et al. Sterility testing of germ-free mouse colonies. Front Immunol. 14, 1275109(2023).
  49. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, danio rerio: A gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  50. Rolig, A. S., Parthasarathy, R., Burns, A. R., Bohannan, B. J. M., Guillemin, K. Individual members of the microbiota disproportionately modulate host innate immune responses. Cell Host Microbe. 18 (5), 613-620 (2015).
  51. Stressmann, F. A., et al. Mining zebrafish microbiota reveals key community-level resistance against fish pathogen infection. ISME J. 15 (3), 702-719 (2021).
  52. Guitton, E., et al. Production of germ-free fast-growing broilers from a commercial line for microbiota studies. JoVE. (160), e61148(2020).
  53. Rea, V., Bell, I., Ball, T., Van Raay, T. Gut-derived metabolites influence neurodevelopmental gene expression and wnt signaling events in a germ-free zebrafish model. Microbiome. 10 (1), 132(2022).
  54. Russo, P., et al. Zebrafish gut colonization by mcherry-labelled lactic acid bacteria. Appl Microbiol Biotechnol. 99 (8), 3479-3490 (2015).
  55. Rawls, J. F., Mahowald, M. A., Ley, R. E., Gordon, J. I. Reciprocal gut microbiota transplants from zebrafish and mice to germ-free recipients reveal host habitat selection. Cell. 127 (2), 423-433 (2006).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

16S

Похожие статьи