Методическая статья

Модифицированная методика индуцирования синдрома поликистозных яичников у мышей

2.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66637

⸱

5 июля 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Obstetrics and Gynecology Hospital, Institute of Reproduction and Development, Fudan University, 2Women's Hospital, Key Laboratory of Reproductive Genetics (Ministry of Education), Zhejiang University School of Medicine, 3International Institutes of Medicine, the Fourth Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 4Research Units of Embryo Original Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences (No. 2019RU056), 5State Key Laboratory of Cardiology

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол представляет собой технику индукции моделей синдрома поликистозных яичников (СПКЯ) у мышей с помощью контролируемого высвобождения летрозола с помощью мини-насосов. Под адекватной анестезией мини-помпа была имплантирована подкожно, и СПКЯ был успешно индуцирован у мышей после определенного периода выпуска мини-помпы.

Аннотация

Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) является одной из ведущих причин бесплодия у женщин. Животные модели широко используются для изучения этиологических механизмов СПКЯ и для разработки связанных с ним лекарств. Мышиные модели, индуцированные летрозолом, воспроизводят метаболические и репродуктивные фенотипы пациентов с СПКЯ. Традиционный метод лечения летрозолом у мышей с СПКЯ требует ежедневного дозирования в течение определенного периода, что может быть трудоемким и вызывать значительный стресс у мышей. В этом исследовании описан простой и эффективный метод индуцирования СПКЯ у мышей путем имплантации контролируемого мини-насоса, высвобождающего летрозол. Мини-насос, способный стабильно непрерывно высвобождать количественное количество летрозола, был изготовлен и имплантирован подкожно мышам под наркозом. Это исследование показало, что мышиная модель успешно имитировала особенности СПКЯ после имплантации мини-помпы летрозола. Материалы и оборудование, использованные в этом исследовании, легко доступны для большинства лабораторий и не требуют специальной настройки. В совокупности эта статья представляет собой уникальный, простой в исполнении метод индуцирования СПКЯ у мышей.

Введение

Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) является одним из наиболее распространенных состояний среди женщин репродуктивного возраста1. Он поражает до 18% женщин во всем мире и является основной причиной женского бесплодия во всем мире 2,3. СПКЯ характеризуется рядом взаимосвязанных репродуктивных аномалий, включая нарушение секреции гонадотропинов, хроническую ановуляцию, повышенную выработку андрогенов и морфологию поликистозных яичников4. Помимо гинекологических нарушений, СПКЯ также повышает риск сердечно-сосудистых заболеваний 5,6. Несмотря на десятилетия исследований, этиология СПКЯ остается неясной 7,8.

Для лучшего понимания патогенеза СПКЯ и разработки новых методов леченияогромное значение имеет создание животных моделей, которые точно имитируют физиологию человека. В настоящее время сообщается, что модели СПКЯ у грызунов включают модели, вызванные лечением тестостероном, летрозолом и эстрадиола валератом, среди прочих. Тестостерон вызывает гиперандрогению и чаще используется в качестве индуктора СПКЯ укрыс10. ДГЭА используется для индуцирования СПКЯ у грызунов, повышая уровень тестостерона, соотношение ЛГ/ФСГ (лютеинизирующий гормон/фолликулостимулирующий гормон) и вызывая нерегулярные эстральные циклы11. Эстрадиола валерат (ЭВ) является эстрогеном длительного действия, и исследования с использованием этого метода показывают, что уровни половых стероидных гормонов и гонадотропинов варьируются в зависимости от дозы вводимой ВВ 12,13,14. Летрозол является нестероидным ингибитором ароматазы15. Лечение летрозолом вызывает нециклическую течку, увеличивает массу яичников, массу тела, увеличивает адипоциты, максимизирует развитие фолликулов и повышает уровень тестостерона у крыс16,17. У мышей, получавших летрозол, наблюдается повышенное количество синусовых фолликулов и геморрагических кист, а также повышенные концентрации ЛГ, ФСГ, эстрадиола и прогестерона18,19.

В настоящее время основными методами моделирования СПКЯ, индуцированного летрозолом, являются пероральное введение и подкожное введение, оба из которых требуют повторного ежедневного введения 20,21,22. Эти методы требуют много времени и труда, а повторное введение, вероятно, вызывает значительный стрессу животных. Хотя в некоторых исследованиях используются гранулы летрозола24,25, эти продукты нуждаются в индивидуальной настройке и стоят дорого. В этом отчете описывается метод индуцирования СПКЯ у мышей с помощью мини-насосов. Этот метод прост, экономит время и использует хирургические инструменты и оборудование, которые легко доступны в большинстве лабораторий.

Протокол

Все протоколы экспериментов на животных в этом исследовании были одобрены Комитетом по этике животных Фуданьского университета. Здесь использовали самок мышей C57BL/6J в возрасте 4 недель. Подробная информация о животных, реагентах и оборудовании, использованных в этом исследовании, приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка мини-насоса

  1. Возьмите порошок летрозола (50 мг), хранящийся в оригинальной упаковке, центрифугируйте порошок летрозола во флаконе при 300 х г в течение 5 с (при комнатной температуре), затем откройте крышку.
  2. Медленно добавьте 625 мкл ДМСО в порошок летрозола с помощью пипетки и хорошо перемешайте до получения исходного раствора в концентрации 8 мг/100 мкл, итого 625 мкл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если вы используете другой размер упаковки порошка летрозола, пожалуйста, заранее рассчитайте необходимый объем ДМСО для настройки исходного раствора. Порошок летрозола, ДМСО и другие родственные соединения должны быть стерильными. Наконечники для пипеток, трубки и другие связанные с ними предметы должны быть стерильны или стерилизованы перед использованием.
  3. Подсчитайте необходимое количество мышей в соответствии с планом эксперимента.
  4. Наберите общее необходимое количество исходного раствора летрозола с помощью пипетки, в зависимости от необходимого количества мышей, и медленно вводите его в центрифужную пробирку.
    Примечание: 4-недельные мыши для 8-недельного воздействия были отобраны для индуцирования модели мышей с СПКЯ. Общая доза летрозола составляет 8 мг на каждую мышь, что требует имплантации двух последовательных насосов (один насос высвобождается в течение 4 недель), т.е. 4 мг/4 недели на каждый насос. Как упоминалось на шаге 1.2, концентрация исходного раствора летрозола составляет 8 мг/100 мкл. Для приготовления насосов требуется 50 μL исходного раствора для каждого насоса, как указано ниже: всего 4 мг летрозола, разделенное на 8 мг/100 μл.
  5. Наберите равное количество PEG300, добавьте его в раствор летрозола и хорошо перемешайте (его можно соответствующим образом нагнетать).
  6. Приготовьте раствор управляющей машины для контрольной группы (50 мкл ДМСО + 50 мкл PEG300 для каждого насоса без летрозола).
  7. Подготовьте достаточное количество стерильных центрифужных пробирок в соответствии с требуемым количеством насосов; для каждого насоса необходимо подготовить одну центрифужную пробирку объемом 15 мл.
  8. Наберите физиологический раствор с помощью шприца и добавьте 5 мл физиологического раствора в каждую центрифужную пробирку. Затем закройте пробирки центрифуги крышками и поместите их на штатив для пробирок для дальнейшего использования.
  9. Наденьте новую пару стерильных перчаток, достаньте мини-помпы в нужном количестве и положите их на чистую стерильную столешницу или контейнер.
  10. Большим и указательным пальцами аккуратно зажмите колпачок, который соответствует корпусу насоса, а другой рукой держите корпус насоса.
  11. Медленно несколько раз проткните заливное отверстие насоса с помощью тонкой трубки, прикрепленной к колпачку (Рисунок 1B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если жидкость не прочищена, она не может свободно течь в трубке после наполнения.
  12. Возьмите иглу, подходящую к помпе, и стерильный шприц объемом 1 мл. Приложите иглу к шприцу и плотно затяните ее (рисунок 1В).
  13. Осторожно и медленно наберите окончательный раствор летрозола, настроенный выше, с помощью только что собранного шприца (рисунок 1D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Аспирация раствора летрозола должна производиться медленно и равномерно. При быстрой аспирации могут образовываться пузырьки воздуха, что может повлиять на последующее введение раствора препарата.
  14. Введите раствор летрозола в мини-помпу.
    1. Одной рукой аккуратно зажмите мини-помпу так, чтобы она стояла вертикально, а другой рукой придерживайте вышеупомянутый шприц объемом 1 мл и медленно введите его в самое дно помпы (рисунок 1Е).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если игла не вставлена в нижнюю часть насоса, жидкость в насосе может легко пузыриться во время инъекции, что повлияет на последующий выброс препарата насосом.
    2. Затем медленно внедряйте настроенный раствор; Инъекцию можно заметить, когда отверстие насоса слегка пузырится.
    3. Вводите медленнее, когда объем инъекции приближается к 90 μл. Когда насос будет полностью заполнен (около 100 мкл), извлеките шприц.
    4. Аккуратно вставьте колпачок в корпус насоса и плотно затяните его; В этот момент выльется небольшое количество раствора. Тщательно сотрите его.
  15. Возьмите насос, загруженный препаратом, выходным отверстием вверх (конец с крышкой), возьмите заранее подготовленную центрифужную пробирку, и полностью погрузите насос в стерильный физиологический раствор (рисунок 1F). Затем закройте пробирку центрифуги крышкой и поместите ее на штатив для пробирок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не загрязнить насос на протяжении всего процесса.
  16. После того, как все мини-насосы будут изготовлены, поместите все центрифужные пробирки в термостат с температурой 37 °C на 48 часов.

2. Подготовка к операции и обезболивание

  1. Подготовьте и простерилизуйте все необходимые инструменты в день операции, включая щипцы, гемостатики, хирургические ножницы, иглодержатели и рассасывающиеся хирургические шовные материалы 4-0.
  2. Перед использованием аппарата для анестезии изофлураном (рис. 2B) тщательно проверьте правильность подключения трубопровода и убедитесь, что трубопровод не поврежден и не протекает.
  3. Открутите уплотнительный колпачок на испарителе наркозного аппарата, затем медленно добавьте анестетик.
  4. Держите уровень анестезии между верхним и нижним пределами, указанными на наркозном аппарате.
  5. Преобразуйте трехходовой переключатель клапана, чтобы поток воздуха из испарителя анестезиологического аппарата был подключен к индукционной коробке для анестезии.
  6. Откройте воздушный насос и испаритель, затем отрегулируйте концентрацию изофлурана для индукции анестезии (обычно 3%-4%).
  7. Подождите около 1 минуты, пока анестетик заполнит индукционную коробку, затем поместите мышь в индукционную коробку и дождитесь полной анестезии (этот процесс занимает около 2-3 минут).
  8. Убедитесь, что мыши адекватно обезболиваются, осторожно наклонив коробку. Если мыши перевернуты и не проявляют никаких признаков возвращения в лежачее положение, вводится анестезия.

3. Имплантация мини-помпы для летрозола

  1. Наденьте хирургическую маску и стерильные перчатки.
  2. Извлеките предварительно обезболенных мышей из индукционной коробки и нанесите крем для депиляции на спину мышей, затем подождите 1 минуту. Аккуратно сотрите крем для депиляции и волосы влажной марлей.
  3. В то же время измените трехходовой переключатель клапанов, чтобы убедиться, что поток воздуха из испарителя анестезиологического аппарата подключен к маске для анестезии, и отрегулируйте поддерживающую концентрацию (обычно 2%).
  4. После удаления волос возьмите мышь доминирующей рукой и поместите ее голову/нос в маску для анестезии.
  5. Проверьте глубину анестезии, проверив рефлекс отвода педали.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры, связанные с анестезией, должны выполняться с использованием газовых фильтров с таблетками активированного угля, а также в вытяжном шкафу.
  6. Закрепите мышь в положении лежа на операционной пластине и нанесите смазку для глаз на оба глаза.
  7. Нанесите тампоны с повидон-йодом три раза на открытые участки кожи (рисунок 2В). Затем подкожно вводят мелоксикам в дозе 2 мг/кг.
  8. Подтвердите глубину анестезии, снова ущипнув палец ноги. Затем по средней линии задней части шеи, отдавая предпочтение коже на безволосой стороне, подхватите кожу щипцами и сделайте разрез примерно на 0,5 см в поперечном направлении с помощью скальпеля или хирургических ножниц (рисунок 2D).
  9. Затем откройте эпидермис под разрезом и получите доступ к нему с помощью гемостата или иглодержателя, чтобы освободить кожу, освободив место для мини-помпы (примерно в 2 см от разреза) (рис. 2E).
  10. Извлеките насос из физиологического раствора в центрифужной трубке с помощью стерильных щипцов открытым концом насоса вниз и будьте готовы ввести насос подкожно мышам (рисунок 2F).
  11. Зажмите щипцами одну сторону разреза кожи и протолкните помпу в подкожное пространство. При входе в насос не должно быть сопротивления. Оказавшись внутри, пальцами слегка и осторожно сожмите насос внутрь как можно дальше (Рисунок 1G).
  12. Аккуратно сшить место разреза с помощью хирургических швов 4-0 (рисунок 2H).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не повредить корпус подкожной помпы при наложении швов.
  13. После наложения швов дважды продезинфицируйте кожу в месте операции йодофорными тампонами.

4. Восстановление животных

  1. После операции аккуратно переложите мышей с матраса, используемого во время анестезии, на сухой чистый матрас. Убедитесь, что мыши находятся в теплой и тихой среде.
  2. Внимательно следите за состоянием мышей, например, за глубиной и частотой их дыхания.
  3. Наблюдайте за поведением мышей, когда их подвижность начинает возвращаться. Наконец, убедитесь, что они могут стоять и ходить без каких-либо очевидных отклонений от нормы, таких как головокружение или нескоординированные движения.
  4. После того как мыши выздоровеют, аккуратно переложите их в заранее подготовленные клетки. Поместите стерильное желе и корм на дно клетки, чтобы мыши могли питаться.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Растяжение места операции может помешать мышам легко пить и есть в течение раннего послеоперационного периода, поэтому кладите желе и пищу на дно клетки.
  5. Вводить мелоксикам подкожно в дозе 2 мг/кг (каждые 24 ч в течение первых 3 дней после операции). После 8 недель лечения летрозолом (т.е. двух последовательных имплантаций мини-помпы) протестируйте модели мышей.

Результаты

Протокол эксперимента и некоторые критические шаги показаны на рисунках 1 и 2. Уровни тестостерона в сыворотке крови показаны на рисунке 3А. У мышей, получавших лечение мини-помпой Летрозола (далее именуемых мышами LTZ), наблюдался значительно повышенный уровень тестостерона в сыворотке крови по сравнению с самками контрольной группы. Между тем, гистологический анализ яичников показал, что у мышей LTZ наблюдался поликистоз яичников со значительным снижением количества желтых тел (рис. 3B, C), что указывает на ановуляцию. Кроме того, мыши LTZ продемонстрировали значительную ацикличность эстрального уровня по сравнению с самками контрольной мыши. Оценка массы тела показала, что мыши LTZ были тяжелее контрольных мышей (рис. 3E). Результаты тестов на толерантность к глюкозе и расчеты AUC показали, что у мышей LTZ развилась непереносимость глюкозы по сравнению с контрольными мышами (рис. 3F, G). Анализ липидов сыворотки показал, что у мышей LTZ наблюдалось изменение липидного профиля сыворотки крови по сравнению с контрольными мышами (рисунок 3H).

figure-results-1
Рисунок 1: Материалы и важнейшие этапы подготовки мини-насоса. (А) Схематическая иллюстрация, показывающая приготовление мини-насосов с летрозолом. (B) Мини-насос был разблокирован тонкой трубкой, прикрепленной к колпачку. (C) Игла, подходящая к насосу, была прикреплена к концу иглы шприца объемом 1 мл. (D) Раствор летрозола медленно отсасывали без образования пузырей. (Д) Раствор летрозола медленно вводился с самого дна насоса. (F) Заполненные насосы были укупорены и хранились в физиологическом растворе концом крышки вверх. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Материалы и критические этапы имплантации насосов мышам для индукции СПКЯ. (А) Схематическая иллюстрация, показывающая имплантацию мини-помп с летрозолом. (B) Оборудование для анестезии: воздушный насос, наркозный аппарат, индукционный бокс и газовые фильтры. (C) Мыши, находящиеся под наркозом, были зафиксированы и стерилизованы. (D) Разрез 0,5 см возле спинной средней линии. (E) Кожа была освобождена, чтобы освободить место для введения мини-насоса. (F) Мини-насос был извлечен из физиологического раствора с помощью чистых и стерильных щипцов. (G) Мини-насос был имплантирован под ранее освобожденную кожу. (H) Кожа была закрыта швами 4-0. (I) Имплантированной мыши было позволено восстановиться. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Характеристика репродуктивных и метаболических фенотипов в моделях мышей, имплантированных с помощью мини-насоса с летрозолом. (A) Уровни тестостерона в плазме крови у мышей, получавших LTZ, были значительно выше, чем у контрольных мышей (n = 9 животных в группе). (Б) Гистологический анализ яичников. Стрелка указывает на желтые тела. Масштабная линейка: 1 мм. (C) Количество желтых тел в указанных группах (n = 9 животных в группе). (D) Мыши LTZ показали ацикличность по сравнению с самками контрольной группы. (E) Масса тела в указанных группах (n = 10 животных в группе). (Ф,Г) Результаты теста на толерантность к глюкозе в указанных группах (n = 8 животных в группе). (H) Уровни липидов в сыворотке крови в указанных группах (n = 8 животных в группе). Данные выражаются в виде среднего значения ± SEM. AUC обозначает площадь под кривой; E, стадия течки; ХС ЛПНП, холестерин липопротеинов низкой плотности; HDL-C, холестерин липопротеинов высокой плотности; P — стадия проэструса; M/D, стадия метеструса/диэструса; ТС — общий холестерин; и ТГ — триглицериды. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

В этом отчете демонстрируется простой протокол для индуцирования СПКЯ у мышей с использованием легкодоступных материалов. Мышиная модель СПКЯ имеет важное значение для изучения механизмов СПКЯ и скрининга лекарственных препаратов26. Из доступных методов индуцирования моделей СПКЯ у мышей индукция летрозола является одним из наиболее часто используемых. Применение летрозола может привести к развитию и поддержанию гиперандрогенного состояния за счет ингибирования превращения тестостерона в эстрадиол или за счет увеличения синтеза тестостерона27. Мышиная модель, индуцированная летрозолом, демонстрирует метаболическое и репродуктивное сходство с пациентами с СПКЯ28. Однако традиционные методики лечения летрозолом на мышиной модели СПКЯ требуют ежедневного перорального кормления или введения препарата летрозола мышам в течение 21 дня и более29,30. Долгосрочное непрерывное назначение лекарств с ограниченным дозированием кормления или инъекций является трудоемким и трудоемким, а повторное введение лекарств может быть печально известным стрессом для мышей, что приводит к неэкспериментальным факторам, влияющим на результаты модели23,31. Хотя в некоторых исследованиях СПКЯ крыс и мышей используются имплантируемые гранулы летрозола28,32, используемые продукты нуждаются в индивидуальной настройке и могут быть недоступны своевременно. В текущем исследовании предложена методика имплантации мини-помп с летрозолом для индуцирования СПКЯ у мышей. Метод прост, экономит время и использует хирургические инструменты и оборудование, легко доступные в большинстве лабораторий.

Критические шаги и устранение неполадок
Важно отметить несколько ключевых шагов для достижения оптимальных результатов при практике этого метода. Во-первых, перед использованием очистите насос с помощью тонкой трубки, прикрепленной к соответствующему колпачку. Предыдущий опыт показывает, что забитый насос может нарушить загрузку и высвобождение лекарств. Кроме того, каждый шаг в настройке раствора летрозола должен быть выполнен с осторожностью, чтобы конечный раствор был точно в желаемой концентрации. На протяжении всего процесса сборки насоса необходимо уделять внимание предотвращению загрязнения. Кроме того, до и во время анестезии необходимы тщательные корректировки, чтобы обеспечить адекватную анестезию для подопытных мышей и свести к минимуму неблагоприятные последствия анестезии для оперированных мышей.

Преимущества и ограничения
Метод, описанный в этом исследовании, имеет ряд преимуществ: (1) он экономит время и позволяет непрерывно высвобождать летрозол после имплантации насоса; (2) это позволяет избежать стресса от повторного введения лекарственного препарата на экспериментальных животных и свести к минимуму влияние неэкспериментальных факторов на результаты моделирования; (3) необходимые материалы, хирургические инструменты и оборудование обычно доступны в большинстве лабораторий; (4) метод эффективно индуцирует фенотипы СПКЯ у мышей. Однако этот метод также имеет ограничения: (1) анестезия и хирургическая процедура, необходимые для имплантации мини-помпы, могут вызвать раздражение у мышей, а присутствие мини-помпы под кожей может нарушить их деятельность; (2) На эффективность данного метода моделирования может повлиять загрязнение или повреждение корпуса насоса во время процесса. Основываясь на опыте авторов, тщательное выполнение этапов протокола может привести к высокому уровню успеха в индуцировании модели мыши с СПКЯ.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Исследование выполнено при поддержке Национальной программы ключевых исследований и разработок Китая (гранты 2021YFC2700701), Национального фонда естественных наук Китая (гранты 82088102, 82071731, 82171613, 8227034, 81601238), Инновационного фонда медицинских наук Китайской академии медицинских наук по медицинским наукам (грант 2019-I2M-5-064), Комиссии по науке и технологиям муниципалитета Шанхая (гранты 21Y11907600), Шанхайской муниципальной комиссии по здравоохранению и планированию семьи (грант 20215Y0216), Совместная инновационная программа Шанхайской муниципальной комиссии по здравоохранению (грант 2020CXJQ01), План клинических исследований Шанхайского центра развития больницы (грант SHDC2020CR1008A), Шанхайский клинический исследовательский центр гинекологических заболеваний (грант 22MC1940200), Шанхайский исследовательский центр заболеваний мочеполовой системы (грант 2022ZZ01012), Шанхайская научно-исследовательская база воспроизводства и развития Shanghai Frontiers, Комиссия по науке и технологиям муниципалитета Цюйчжоу (грант 2022K54), Проект «Открытый фонд» Ключевой лаборатории репродуктивной генетики Министерства образования Чжэцзянского университета (грант KY2022035) и проект «Открытый фонд» Гуандунской академии медицинских наук (грант YKY-KF202202).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ШприцBofeng BiotechBD3008411мл (стерильный)
Центрифужная пробиркаBiological Hope1850-K15ML (стерильная)
ПипеткаEppendorf3123000268-A100μ L-1000μ L (стерильный)
ПипеткаTopPette701010100810μ L-100μ L (стерильный)
Порошок ЛетрозолаSigmaL6545-50MGПрепараты первичного действия (стерильные)
PEG(Полиэтиленгликоль))SolarbioP8250Используются для растворения (стерильные)
Стерильный физиологический растворBiosharpBL158AМини-насос для хранения
Осмотические насосыALZET1004Хранение и замедленное высвобождение Летрозол (стерильные)
ДиметилсульфоксидBiosharpBS087Используется для растворения (стерильный)
Аппарат для анестезии мелких животныхRWD R500IPИспользуется для анестезии
Изофлуран RWD20071302Используется для анестезии
ГемостатикиBiosharpBS-HF-S-125Хирургический инструмент
НожницыBiosharpBS-SOR-S-100PХирургический инструмент
ИглодержательShangHaiJZJ32010Хирургический инструмент
ЩипцыRWD F12028Хирургический инструмент
Игла и рассасывающийся шов 4-0JINGHUANCR413Хирургический инструмент
Повидон-йодные тампоныSingleLadyGB26368-2010Дезинфекция кожи
Крем для депиляцииZIKER BIOTECHNOLOGYZK-L2701 Средство для депиляции лабораторных животных
Нитриловые перчаткиBiosharpBC040-LИспользуются для асептической работы
Стерильная марляZHENDEBA69087Используется для протирания жидкостей
C57BL/6J МышиШанхайский центр модельных организмовН/ДВозраст: 4 недели
Смазка для глаз домашних животныхBAITESHF021153Используется для смазки глаз мышей
Мелоксикам ИнъекцияMEIDAJIAR21064-21Используется для обезболивания мышей (стерильный)

Ссылки

  1. Dapas, M., Dunaif, A. Deconstructing a syndrome: Genomic insights into PCOS causal mechanisms and classification. Endocr Rev. 43 (6), 927-965 (2022).
  2. Teede, H., et al. Anti-müllerian hormone in PCOS: A review informing international guidelines. Trends Endocrinol Metab. 30 (7), 467-478 (2019).
  3. Joham, A. E., et al. Polycystic ovary syndrome. Lancet Diabetes Endocrinol. 10 (9), 668-680 (2022).
  4. Pan, J. X., et al. Aberrant expression and DNA methylation of lipid metabolism genes in PCOS: A new insight into its pathogenesis. Clin Epigenetics. 10, 6(2018).
  5. Gao, L., et al. Calcitriol attenuates cardiac remodeling and dysfunction in a murine model of polycystic ovary syndrome. Endocrine. 52 (2), 363-373 (2016).
  6. Gao, L., et al. Polycystic ovary syndrome fuels cardiovascular inflammation and aggravates ischemic cardiac injury. Circulation. 148 (24), 1958-1973 (2023).
  7. Rosenfield, R. L., Ehrmann, D. A. The pathogenesis of polycystic ovary syndrome (PCOS): The hypothesis of PCOS as functional ovarian hyperandrogenism revisited. Endocr Rev. 37 (5), 467-520 (2016).
  8. Wang, F., et al. Alternative splicing of the androgen receptor in polycystic ovary syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (15), 4743-4748 (2015).
  9. Noroozzadeh, M., Behboudi-Gandevani, S., Zadeh-Vakili, A., Ramezani Tehrani, F. Hormone-induced rat model of polycystic ovary syndrome: A systematic review. Life Sci. 191, 259-272 (2017).
  10. Tyndall, V., et al. Effect of androgen treatment during foetal and/or neonatal life on ovarian function in prepubertal and adult rats. Reproduction. 143 (1), 21-33 (2012).
  11. Jang, M., et al. Oriental medicine Kyung-ok-ko prevents and alleviates dehydroepiandrosterone-induced polycystic ovarian syndrome in rats. PLoS One. 9 (2), e87623(2014).
  12. Brawer, J. R., Munoz, M., Farookhi, R. Development of the polycystic ovarian condition (PCO) in the estradiol valerate-treated rat. Biol Reprod. 35 (3), 647-655 (1986).
  13. Mirabolghasemi, G., Kamyab, Z. Changes of the uterine tissue in rats with polycystic ovary syndrome induced by estradiol valerate. Int J Fertil Steril. 11 (1), 47-55 (2017).
  14. Li, X., et al. Amitriptyline plays important roles in modifying the ovarian morphology and improving its functions in rats with estradiol valerate-induced polycystic ovary. Arch Pharm Res. 42 (4), 344-358 (2019).
  15. Mamounas, E. P., et al. Use of letrozole after aromatase inhibitor-based therapy in postmenopausal breast cancer (NRG oncology/NSABP B-42): A randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet Oncol. 20 (1), 88-99 (2019).
  16. Deveci, H. S., et al. Histological evaluation of rat larynx in experimental polycystic ovary syndrome model. Eur Arch Otorhinolaryngol. 269 (8), 1945-1950 (2012).
  17. Du, D. F., Li, X. L., Fang, F., Du, M. R. Expression of anti-müllerian hormone in letrozole rat model of polycystic ovary syndrome. Gynecol Endocrinol. 30 (12), 885-889 (2014).
  18. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The gut microbiome is altered in a letrozole-induced mouse model of polycystic ovary syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509(2016).
  19. Arroyo, P., Ho, B. S., Sau, L., Kelley, S. T., Thackray, V. G. Letrozole treatment of pubertal female mice results in activational effects on reproduction, metabolism and the gut microbiome. PLoS One. 14 (9), e0223274(2019).
  20. Pyun, B. J., et al. Tetragonia tetragonioides (pall.) Kuntze regulates androgen production in a letrozole-induced polycystic ovary syndrome model. Molecules. 23 (5), 1173(2018).
  21. Patel, R., Shah, G. Insulin sensitizers modulate GNRH receptor expression in PCOS rats. Arch Med Res. 49 (3), 154-163 (2018).
  22. Chaudhari, N., Dawalbhakta, M., Nampoothiri, L. GNRH dysregulation in polycystic ovarian syndrome (PCOS) is a manifestation of an altered neurotransmitter profile. Reprod Biol Endocrinol. 16 (1), 37(2018).
  23. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  24. Lee, Y. H., et al. Welsh onion root (Allium fistulosum) restores ovarian functions from letrozole induced-polycystic ovary syndrome. Nutrients. 10 (10), 1430(2018).
  25. Yang, H., et al. Traditional medicine (mahuang-tang) improves ovarian dysfunction and the regulation of steroidogenic genes in letrozole-induced PCOS rats. J Ethnopharmacol. 248, 112300(2020).
  26. Corrie, L., et al. Recent updates on animal models for understanding the etiopathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Life Sci. 280, 119753(2021).
  27. Corbin, C. J., Trant, J. M., Walters, K. W., Conley, A. J. Changes in testosterone metabolism associated with the evolution of placental and gonadal isozymes of porcine aromatase cytochrome p450. Endocrinology. 140 (11), 5202-5210 (1999).
  28. Ryan, G. E., Malik, S., Mellon, P. L. Antiandrogen treatment ameliorates reproductive and metabolic phenotypes in the letrozole-induced mouse model of PCOS. Endocrinology. 159 (4), 1734-1747 (2018).
  29. Bhattarai, P., Rijal, S., Bhattarai, J. P., Cho, D. H., Han, S. K. Suppression of neurotransmission on gonadotropin-releasing hormone neurons in letrozole-induced polycystic ovary syndrome: A mouse model. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1059255(2022).
  30. Annie, L., Gurusubramanian, G., Roy, V. K. Inhibition of visfatin by fk866 mitigates pathogenesis of cystic ovary in letrozole-induced hyperandrogenised mice. Life Sci. 276, 119409(2021).
  31. Mcdonald, L. T., et al. Early blood profile of C57BL/6 mice exposed to chronic unpredictable stress. Front Psychiatry. 10, 230(2019).
  32. Torres, P. J., et al. Exposure to a healthy gut microbiome protects against reproductive and metabolic dysregulation in a PCOS mouse model. Endocrinology. 160 (5), 1193-1204 (2019).

Перепечатки и разрешения

Теги

Мышиная модель СПКЯмини-насос с летрозоломконтролируемое высвобождение препаратаподкожная имплантацияуровень тестостерона в сыворотке кровиглюкозонетолерантностьгистология яичниковметаболические нарушениясердечно-сосудистые заболевания
Модифицированная методика индуцирования синдрома поликистозных яичников у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.