Методическая статья

Секвенирование РНК одиночных клеток мутантных цельных эмбрионов мыши: от эпибласта до конца гаструляции

2.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66866

⸱

14 июня 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Sciences, Aging + Cardiovascular Discovery Center, Temple University, Lewis Katz School of Medicine, 2Raymond G. Perelman Center for Cellular and Molecular Therapeutics, The Children's Hospital of Philadelphia, 3Department of Child and Adolescence Psychiatry, Children's Hospital of Philadelphia

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье описывается конвейер для высококачественных суспензий одиночных клеток и ядер гаструляционных эмбрионов мышей для секвенирования отдельных клеток и ядер.

Аннотация

За последнее десятилетие подходы с использованием одиночных клеток стали золотым стандартом для изучения динамики экспрессии генов, гетерогенности клеток и состояния клеток в образцах. До появления одиночных клеток возможность захвата динамического клеточного ландшафта и быстрых переходов клеток на ранних этапах развития была ограничена. В данной работе был разработан надежный конвейер для проведения анализа одиночных клеток и ядер эмбрионов мышей с эмбрионов с эмбрионального дня E6,5 по E8, что соответствует началу и завершению гаструляции. Гаструляция является фундаментальным процессом в процессе развития, в ходе которого образуются три зародышевых слоя: мезодерма, эктодерма и энтодерма, которые необходимы для органогенеза. Имеется обширная литература по омиксам одиночных клеток, применяемым к перигаструляционным эмбрионам дикого типа. Тем не менее, одноклеточный анализ мутантных эмбрионов все еще редок и часто ограничен популяциями, отсортированными с помощью FACS. Отчасти это связано с техническими ограничениями, связанными с необходимостью генотипирования, сроками беременности, количеством эмбрионов с желаемыми генотипами за одну беременность и количеством клеток на эмбрион на этих стадиях. В данной статье представлена методология, призванная преодолеть эти ограничения. Этот метод устанавливает рекомендации по разведению и срокам беременности для достижения более высокой вероятности синхронизированной беременности с желаемыми генотипами. Этапы оптимизации процесса выделения эмбрионов в сочетании с протоколом генотипирования в тот же день (3 ч) позволяют проводить одноклеточное исследование на основе микрокапель в тот же день, что обеспечивает высокую жизнеспособность клеток и надежные результаты. Этот метод также включает в себя рекомендации по оптимальному выделению ядер из эмбрионов. Таким образом, эти подходы повышают целесообразность одноклеточных подходов к мутантным эмбрионам на стадии гаструляции. Мы ожидаем, что этот метод облегчит анализ того, как мутации формируют клеточный ландшафт гаструлы.

Введение

Гаструляция является фундаментальным процессом, необходимым для нормального развития. Этот быстрый и динамичный процесс происходит, когда плюрипотентные клетки превращаются в предшественников, специфичных для линии, которые определяют формирование органов. В течение многих лет гаструляция долгое время определялась как формирование трех в значительной степени однородных популяций: мезодермы, эктодермы и энтодермы. Тем не менее, технологии с высоким разрешением и растущее число моделей эмбриональных стволовых клеток 1,2 обнаруживают беспрецедентную гетерогенность среди ранних зародышевых слоев 3,4. Это говорит о том, что еще многое предстоит выяснить о механизмах, регулирующих различные клеточные популяции гаструлы. Эмбриональное развитие мышей было одной из лучших моделей для изучения ранних решений о судьбе клеток во время гаструляции 3,5. Гаструляция у мышей происходит быстро, так как весь процесс гаструляции происходит в течение 48 ч, от эмбрионального дня Е6,5 до Е855.

Последние достижения в области технологий одиночных клеток позволили детально составить карту развития эмбриона мыши дикого типа, обеспечив всесторонний обзор клеточных и молекулярных ландшафтов эмбрионов во время гаструляции 3,4,6,7,8. Однако анализ мутантных эмбрионов на этих стадиях встречается реже и часто ограничивается популяциями, отсортированными методом FACS 9,10. Скудная литература отражает технические проблемы, связанные с манипуляциями и одноклеточным препарированием гаструляционных эмбрионов, требующих генотипирования. Захват динамического процесса гаструляции может быть сопряжен с трудностями из-за его быстрого характера, особенно для понимания мутантных эмбрионов. Сроки и синхронизация беременностей имеют важное значение, так как даже незначительные различия между сроками беременности могут быть неверно истолкованы как фенотип развития, возникающий в результате мутантного гена. Это становится особенно важным, когда мутантный ген влияет на процесс гаструляции13,14. В данном исследовании установлены рекомендации по получению синхронизированной беременности за счет визуализации вагинальных пробок (т.е. массы свернувшейся семенной жидкости, образующейся во влагалище самки после спаривания). Кроме того, разработана стратегия для получения надежных данных об отдельных клетках мутантных гаструляционных эмбрионов от E6.5 до E8. Эта стратегия разработана для преодоления ограничений, связанных с низким количеством эмбрионов с желаемым генотипом за одну беременность и снижением жизнеспособности, вызванным замораживанием-размораживанием эмбрионов или клеток.

В этой статье описывается оптимизированная методология от установления временной беременности с помощью вагинальных пробок до окончательного секвенирования отдельных клеток/ядер. Этот метод объясняет, как увеличить количество синхронизированных беременностей для получения большего числа эмбрионов с желаемым генотипом, выделения клеток/ядер для улучшения жизнеспособности клеток и протокола генотипирования в тот же день. В данной рукописи также описан процесс выделения эмбрионов в различные моменты времени гаструляции. Методология помогает увеличить количество конечных жизнеспособных эмбриональных клеток/ядер для секвенирования, обеспечивая высокое качество данных секвенирования. Таким образом, этот метод откроет двери для одноклеточных исследований гаструляционных эмбрионов, требующих генотипирования.

Протокол

Этот протокол и все описанные эксперименты на животных были официально одобрены и соответствуют институциональным руководящим принципам, установленным Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Университета Темпл, который следует международным рекомендациям Ассоциации по оценке и аккредитации ухода за лабораторными животными. Все описанные мыши находились на базовом штамме C57/BL6N. В этих исследованиях не наблюдалось никаких проблем со здоровьем животных.

1. Колония и сроки беременности

  1. Засекайте время беременности с помощью визуализации вагинальной пробки. Полдень в день свечения считается E0.5.
  2. Домашние мыши в клетках с подстилочным материалом, содержащим сколотую подстилку из твердых пород дерева и бумажный материал для гнездования.
    1. В каждой клетке есть мышиный чау, пресная вода и предмет для обогащения (например, материал для туннеля и гнезда). Отслеживайте и собирайте информацию о колонии ежедневно во время размножения.
    2. Запишите всю информацию, такую как возраст мыши, количество беременностей у самки мыши, количество заглушек, установленных самцом мыши, и стадия течки (рис. 2) у самок мышей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Самки, которые уже родили 1-2 раза, будут рожать больше помета в будущих беременностях.
  3. Перед началом запланированной беременности поместите самца мыши одного в клетку за 1 неделю до размножения. В течение недели после начала размножения вводите в клетку не менее 1 самки на одного самца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от утвержденного протокола содержания животных, добавление 2-3 самок в клетку для разведения может быть разрешено, и это предпочтительно для увеличения генерации пробки.
  4. Создайте как минимум 4 племенных трио (2 самки мыши на 1 самца), чтобы увеличить шансы на синхронную беременность в клетках (т.е. несколько пробок в один и тот же день). Это позволит увеличить количество эмбрионов, выделенных на одной и той же стадии развития.
  5. Устраивают идеальную случку во второй половине дня или вечером до 5 часов вечера, а самок подсаживают в клетку самца или наоборот. Если размножение не происходит в течение 4-5 дней, рассмотрите возможность смены брачных партнеров через день.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если вы не можете проверить наличие вагинальной пробки на следующее утро, разделите размножающуюся пару накануне вечером (т.е. в выходные/праздничные дни).
  6. Проверяйте наличие вагинальных пробок каждый день ранним утром; Предпочтительно до 9 утра.
    1. Чтобы проверить наличие вагинальных пробок, осторожно поднимите самок мышей за основание хвоста и понаблюдайте за входом во влагалище. Ищите желеобразную массу белого или кремового цвета. Часто вагинальная пробка может быть очевидной, но если она неясна, возьмите пинцет и аккуратно прощупайте вход во влагалище. Рассмотрим только наиболее очевидные вилки для изоляции. Обратитесь к рисунку 2C.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Очень важно проверять наличие вагинальных пробок как можно раньше утром, чтобы не пропустить потенциальную беременность. Пробки могут выпасть или раствориться через 12 часов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Даже если наблюдается пробка, это не гарантирует, что мышь женского пола будет беременна. Если наблюдается частичная пробка или ее отсутствие, но есть покраснение возле входа во влагалище у самок мышей, не рассматривайте этих самок для изоляции, так как вероятность того, что пробка прилипнет, меньше. Вероятность наступления беременности после спаривания варьирует у разных линий мышей и зависит от фазы эстрального цикла во время спаривания (рисунок 2).
  7. После того, как будет замечена вагинальная пробка, запишите день. Полдень того же дня, когда наблюдается вагинальная пробка, считается Е0,5. Отделите самок мышей от клетки для разведения и изолируйте эмбрионы в зависимости от желаемой стадии гаструляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод не обеспечивает точного времени для вязки. Обычно считается, что спаривание происходит около полуночи предыдущей ночи. Следовательно, считается, что эмбрионам полдня (E0,5) к полудню в день, когда наблюдается вагинальная пробка.

2. Выделение эмбрионов мышей при гаструляции

  1. Перед началом изоляции эмбрионов подготовьте все необходимые реагенты и оборудование.
    1. Тщательно очистите участок 70% этанолом. Убедитесь, что все инструменты для вскрытия (щипцы и ножницы) вымыты и стерилизованы. Примите стерильные 5 мл модифицированной среды Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM)/10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 20 мл DPBS-/- и положите на лед.
    2. Выполняйте все выделения с помощью стереомикроскопа с проходящим световым столиком и камерой для помощи в общем фенотипировании развития.
  2. Усыпьте беременную мышиную мать и немедленно начните изоляцию.
    1. Поместите плотину в камеру CO2 с регулировкой расхода CO2 таким образом, чтобы вытеснить 20 % объема клетки в минуту. Внимательно следите за мышью и подтверждайте смерть, наблюдая за отсутствием дыхательных движений.
    2. Поддерживайте потокСО2 еще 2 минуты после отсутствия дыхательных движений. Подтвердите эвтаназию путем выполнения вывиха шейки матки.
    3. Расположите мышей в нормальном стоячем положении на твердой ровной поверхности. Затем, упираясь большим и указательным пальцами одной руки в заднюю часть шеи у основания черепа, толкайте вперед и вниз, одновременно тяну назад, удерживая другой рукой основание хвоста.
    4. Убедитесь в эффективности вывиха, прощупав отделение шейных позвонков. При разрыве спинного мозга между затылочными мыщелками и первым шейным позвонком прощупывается пространство размером 2-4 мм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не усыпляйте несколько беременных самок одновременно, так как это повлияет на жизнеспособность клеток. Изофторан может быть использован в качестве альтернативного анестетика, если он одобрен Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) или эквивалентным органом.
  3. Положите беременную дамбу на спину и простерилизуйте область возле входа во влагалище с помощью этанола.
    1. С помощью диссекционных ножниц и пинцета приподнимите кожную складку возле входа во влагалище и сделайте небольшой V-образный надрез, медленно обнажая матку беременной матери (рисунок 3 [желтая стрелка]).
    2. Рассеките маточный рог беременной самки, придерживая один его конец пинцетом и разрезая вдоль него, обязательно удаляя шейку матки. Поместите маточный рог в 10-сантиметровую чашку Петри, содержащую DPBS-/- на льду (рис. 3).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от стадии изоляции эмбриона, матка будет напоминать меньшие или большие места имплантации (т.е. «жемчужины» на нитке).
  4. С помощью диссекционных ножниц и пинцета разрежьте каждую точку имплантации («жемчужины»), содержащую децидуальные отеки внутри, и поместите в свежую DPBS-/- в чашку Петри диаметром 6 см на льду (Рисунок 3).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В среднем беременная мать имеет около 6-8 имплантированных эмбрионов.
  5. Возьмите одну площадку для имплантации и поместите ее на новую чашку Петри диаметром 6 см в верхней части предметного столика стереомикроскопа и добавьте на нее 500 μL DPBS-/- . Отрегулируйте фокусировку микроскопа и источника света (рисунок 3).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от размера места имплантации количество DPBS может варьироваться; цель состоит в том, чтобы DPBS было достаточно для погружения в воду места имплантации.
  6. С помощью рассекающего пинцета с тонким наконечником удалите мышцу матки из места имплантации. Удерживайте место имплантации одним комплектом пинцета в одной руке и медленно введите другую пару щипцов другой рукой в конец места имплантации, вырезанный из маточного рога, медленно обнажая отек децидуальной кости (рисунок 3).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не тяните и не тяните слишком сильно за поверхность матки, так как это может привести к разрыву децидуального отека или даже лизису эмбриона.
  7. После того, как децидуальный отек будет изолирован, приступайте к вскрытию эмбриона.
    1. Удерживайте антимезометрический конец децидуального отека одной парой щипцов, а другой парой медленно сделайте горизонтальный надрез примерно на 1/4 размера децидуального отека от мезометрического конца (т.е. часто более заостренного конца децидуального отека).
    2. Теперь с помощью обоих щипцов медленно надавите на антимезометральный конец децидуального отека, и эмбрион выскочит из только что вырезанного мезометрического конца (Рисунок 3).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не разрывайте децидуальный отек, так как это приведет к разрушению эмбриона. При необходимости сделайте небольшие надрезы вдоль мезометрического конца децидуального отека.
  8. Как только эмбрион будет раскрыт, удалите все прикрепленные к нему внеэмбриональные ткани.
    1. Теменный эндодермальный мешок и эктоплацентарный колбочек могут самопроизвольно отделиться от эмбриона во время процесса раскрытия, но если нет, используйте пару щипцов и удалите их вместе с любой связанной материнской кровью. Затем с помощью двух щипцов зажмите эмбрион одной парой и медленно отклейте висцеральный желточный мешок от эмбриона с помощью другого набора.
    2. С помощью пипетки P20 поместите желточный мешок с не более чем 10 мкл DPBS-/- из чашки в 8-полосковую пробирку полимеразной цепной реакции (ПЦР) на льду, так как она будет использоваться для генотипирования в тот же день.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно, чтобы образец желточного мешка не был загрязнен тканью беременной самки. Контаминация может привести к неправильному присвоению генотипа эмбриона.
  9. Сделайте яркие полевые снимки только что выделенных эмбрионов, чтобы убедиться, что стадия однопометников одинакова. С помощью пипетки P200 медленно нанесите на эмбрион 50 мкл DMEM/10% FBS и поместите его в пробирку объемом 1,5 мл на льду. Пусть эмбрионы остаются на льду до тех пор, пока не подтвердятся генотипы.
    Примечание: Эмбрионы выдерживали на льду в течение 3-4 ч без явной деградации, но не превышайте это время, так как произойдет снижение жизнеспособности клеток. Пометьте эмбрионы и пробирки для генотипирования соответствующим образом. Рекомендуется делать снимки яркого поля для выявления и аннотирования грубых фенотипических различий между эмбрионами.
  10. Повторите эти действия для всех оставшихся децидуальных отеков. Очистите все инструменты для вскрытия и используйте новый пластик для каждой изоляции, чтобы убедиться в отсутствии загрязнения от предыдущих выделений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что процедуры диссекции ограничены 1 часом с момента забора места имплантации из беременной матери.
  11. Приступайте к выделению эмбрионов от следующей беременной матери (если была выявлена многоплодная синхронизированная беременность) перед переходом к этапу генотипирования в тот же день.

3. Генотипирование в тот же день (Рисунок 4)

  1. Переварите каждый висцеральный желточный мешок в 8-полосной ПЦР-пробирке. С помощью пипетки P20 добавьте 19,3 мкл буфера для лизиса ДНК ПЦР-матрицы и 0,7 мкл 0,2 мкг/мл протеиназы К в каждый образец желточного мешка.
  2. Сделайте образец вихревым слоем в течение 10 с и вращайте вниз, чтобы поместить образцы на дно пробирки с помощью мини-центрифуги с адаптером для полоски при давлении 1 000 x g в течение 10 с. Поместите 8-полосную ПЦР-пробирку в термоблок с температурой 85 °C на 45 минут и делайте вихрь в течение 5 секунд каждые 5 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно использовать вихревые образцы во время разложения, чтобы максимизировать лизис клеток за 45 минут.
  3. Через 45 минут раскрутите полоску пробирки с помощью миницентрифуги с адаптером полоски при давлении 1000 x g в течение 10 с и приступайте к ПЦР для желаемой генетической идентификации. Для справки приведен пример протокола для системы Cre-lox. Ниже приведен пример условий ПЦР для генотипирования Cre. Разрабатывайте грунтовки для усиления 5' и 3' областей целевого участка Cre.
  4. Для проведения ПЦР-реакции для генотипирования Cre готовят мастер-смесь ПЦР на 8-полосную ПЦР-пробирку для каждого желточного мешка, содержащего 10 мкл смеси Taq ДНК-полимеразы, 0,5 мкл 0,5 мкМ прямого Cre праймера, 0,5 мкл 0,5 мкМ обратного Cre праймера, 5 мкл ПЦР-сертифицированной воды и 4 мкл геномной ДНК желточного мешка.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании протокола, оптимизированного для генотипирования хвоста мыши, добавьте в два раза больше ДНК, чем обычно используется для получения более чистых результатов.
  5. После того, как мастер-смесь для ПЦР будет готова, запустите программу амплификации термического цикла ПЦР. Для генотипирования Cre цикл выглядит следующим образом: (1) 95 °C в течение 3 мин, (2) 95 °C в течение 30 с, (3) 55 °C в течение 30 с, (4) 72 °C в течение 30 с, повторение шага 2-4 в течение 34 циклов, (5) 72 °C в течение 10 мин, (6) удержание при 4 °C. Запустите продукты ПЦР на 1% агарозном геле, чтобы сделать выводы по генотипированию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если для генетической идентификации необходимо более одной ПЦР, запускайте реакции ПЦР одновременно для оптимизации времени. Чтобы ускорить процесс, приготовьте агарозный гель за день до начала эксперимента и храните его при температуре 4 °C в течение ночи. Не стоит рассматривать любые образцы без четких генотипов. При выборе образцов учитывайте как генотип, так и стадию развития, так как однопометники могут находиться на разных стадиях гаструляции и потенциально искажать результаты. При выполнении генотипирования аллелей LoxP ожидаемые в геле полосы ПЦР могут варьироваться в зависимости от используемого Cre-драйвера. Например, если драйвер Cre экспрессируется в висцеральном желточном мешке, полоса Loxp будет казаться смещенной у Cre-положительных (Cre+) эмбрионов по сравнению с Cre-отрицательными (Cre-). Однако, если Cre не экспрессируется в висцеральном желточном мешке, размер полосы Loxp будет одинаковым у Cre+ и Cre- эмбрионов (т.е. аллели Loxp не будут флоксированы в линии желточного мешка). Эмбрион, несущий один аллель Cre+ и два аллеля Loxp, считается условным эмбрионом KO. Однако для подтверждения делеции флоксированного гена рекомендуется провести подтверждение нокаута гена на клетках, экспрессирующих драйвер Cre, либо путем повторения протокола генотипирования, либо с помощью количественного ПЦР-анализа уровней мРНК флоксированного гена (рис. 4D, E).
  6. Храните оставшиеся переваренные образцы желточного мешка в морозильной камере при температуре -20 °C для длительного хранения.

4. Клеточная диссоциация эмбрионов и жизнеспособность клеток

  1. После подтверждения генотипов возьмите пипетку P200 и пипетку 50 мкл DMEM/10% FBS. Объедините эмбрионы с одинаковым генотипом в новую пробирку объемом 1,5 мл и поместите пробирку на лед.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не продолжайте эксперимент, если в группе нет по крайней мере 5 эмбрионов (E7-E7.5) или 3 (E7.75-E8), так как количество клеток и жизнеспособность значительно уменьшатся.
  2. После того, как эмбрионы были объединены на основе генотипов, дайте им осесть на дно пробирки. Промойте объединенные эмбрионы, добавив 50 μL DPBS-/-, затем подождите, пока эмбрионы осядут, прежде чем удалять как можно больше DPBS-/- без извлечения эмбрионов из пробирки. Повторите этот шаг дважды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если поднести пробирку объемом 1,5 мл к источнику света или к окну, будет легче увидеть, как эмбрионы оседают на дно пробирки.
  3. Добавьте 100 мкл трипсина к объединенным эмбрионам и инкубируйте при температуре 37 °C в тепловом блоке в течение 5 минут. Осторожно переворачивайте пробирки объемом 1,5 мл каждые 30 секунд, чтобы помочь клеткам диссоциировать.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте вихрь или пипетку во время процесса трипсинизации, так как это повреждает клетки. Если в пул объединено более 5 эмбрионов (Е7-Е7,5) или 3 эмбрионов (Е7,75-Е8), проведите расщепление трипсина в другой пробирке с эквивалентным количеством трипсина (~20 мкл на 1 эмбрион). Используйте ~20 μL трипсина на эмбрион (E6.5-E7.5), 35 μL на эмбрион (E7.75) и 40 μL на эмбрион (E8).
  4. Через 5 мин нейтрализовать трипсин 300 мкл DMEM/10% FBS. Центрифугируйте объединенные эмбрионы при 100 x g в течение 4 минут при комнатной температуре (RT). После центрифугирования для всех образцов появится небольшая гранула. Повторно суспендируйте гранулы в 40 μл DMEM/10% FBS и поместите их на лед.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер гранулы будет варьироваться в зависимости от количества объединенных эмбрионов. Вполне возможно, что гранула не видна, но перейдите к следующему шагу. Количество DMEM/10% FBS, необходимое для нейтрализации трипсина, будет зависеть от количества добавленного трипсина. Добавьте в 3 раза больше DMEM/10% к количеству трипсина.
  5. Определите концентрацию ресуспендированных клеток (40 мкл) с помощью автоматического счетчика клеток. Смешайте 5 мкл клеток с 5 мкл трипанового синего в новой пробирке объемом 1,5 мл. Тщательно перемешайте пипетку и нанесите пипетку на предметное стекло, чтобы определить количество и жизнеспособность клеток. Оптимальная концентрация клеток составляет 700-1200 клеток/мкл, а жизнеспособность клеток составляет 90% и выше.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если концентрация ниже 200 клеток/мкл и жизнеспособность ниже 50%, не продолжайте эксперимент. Если концентрация клеток слишком высока, разбавьте клеточную суспензию и снова пересчитайте клетки. Если наблюдаются скопления клеток, используйте клеточное ситечко, чтобы обеспечить одноклеточную суспензию.
  6. Перейдите к разделению одиночных клеток с помощью микрофлюидного чипа и следуйте протоколу производителей микрофлюидных чипов11.

5. Выделение ядер мышиных эмбрионов (опция для более крупных эмбриональных временных точек, начиная с E8)

  1. Приготовьте свежие буферы для лизиса и промывки, описанные в таблице 1, и поместите их на лед.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выделение ядер может быть выполнено на свежих или замороженных образцах. Если образцы заморожены, дайте им оттаять в течение 2-5 минут на льду.
  2. Перед началом эксперимента подтвердите все генотипы и объедините только эмбрионы с четкими генотипами.
  3. С помощью пипетки P200 добавьте 50 мкл буфера для лизиса ядер к объединенным эмбрионам в пробирке объемом 1,5 мл, стремясь получить минимум 3 эмбриона на одну мутантную группу. Дайте образцам посидеть на льду с буфером для лизиса в течение 5 минут и делайте вихрь каждые 30 секунд.
  4. После 5 минут инкубации центрифугировать при 500 x g в течение 5 минут при 4 °C. С помощью пипетки P200 удалите надосадочную жидкость и повторно суспендируйте гранулу в 50 мкл промывочного буфера. После повторного взвешивания центрифугируйте при давлении 500 x g в течение 5 минут при 4 °C.
  5. Удалите надосадочную жидкость и снова суспендируйте в 40 мкл DPBS-/-. Подсчитайте ячейки с помощью автоматического счетчика ячеек. Смешайте 5 мкл ядер с 5 мкл трипанового синего в новой пробирке объемом 1,5 мл. Тщательно пипетируйте смесь и загрузите ее на предметное стекло, чтобы определить количество клеток и жизнеспособность.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ядерная мембрана проницаема для трипанового синего; Таким образом, окрашивание выделенных ядер положительно на трипановый синий. В автоматизированном счетчике клеток процент мертвых клеток используется для оценки процента изолированных ядер (рисунок 5A).
  6. Если процент интактных ядер превышает 90% (это означает, что по меньшей мере 90% ядер окрашены трипановым синим цветом и имеют округлую форму и выпуклый вид; см. фиг.5В, В), приступайте к использованию микрофлюидного чипа и следуйте протоколу производителей микрофлюидных чипов11.

6. Секционирование одиночных клеток (включая амплификацию кДНК и построение библиотек)

  1. Для получения наиболее оптимальных результатов немедленно приступайте к протоколу секвенирования РНК одиночных клеток в соответствии с протоколом11 производителя микрофлюидных чипов. Установите целевое значение восстановления клеток на уровне 6000 клеток или больше.

7. Секвенирование

  1. После создания библиотек измерьте распределение фрагментов по размерам и концентрации образцов с помощью автоматизированного анализатора электрофореза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимальное распределение размеров фрагментов составляет от 300 до 1000.н.
  2. Сэмплы готовы к загрузке в секвенсор. Объединяйте библиотеки из разных образцов в пул. Конечная концентрация загрузки объединенных библиотек составляет 750 пМ в общем объеме 24 мкл. Загрузите объединенные библиотеки в картридж с реагентами, следуя протоколу производителя секвенирования12.
  3. Секвенируйте библиотеки, загруженные в предварительно собранную проточную ячейку и картридж, в соответствии с желаемой глубиной секвенирования с помощью двойной индексации на парном конце. Последовательность чтения в соответствии с протоколом, изложенным производителями микрофлюидных чипов, выглядит следующим образом:11: чтение 1: 28 циклов, индекс i7: 10 циклов, индекс i5: 10 циклов и чтение 2: 90 циклов. После завершения секвенирования данные проходят биоинформатический анализ.
  4. Используйте методы биоинформатики для проведения контроля качества. Это включает в себя оценку количества секвенированных клеток, прочтений на клетку и количества генов, картированных на клетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для достижения оптимальных результатов количество секвенированных клеток должно составлять не менее 80% от числа целевых клеток. Рекомендуется, чтобы количество прочтений на клетку составляло не менее 30 000, а количество обнаруженных генов превышало 3000 (для образцов мышей).

Результаты

Методология, разработанная в данной статье, специально предназначена для улучшения подготовки образцов эмбрионов для омиксов одиночных клеток от E6.5 до E8. Этот надежный конвейер состоит из пяти основных этапов: синхронизированная беременность, выделение эмбрионов, генотипирование в тот же день, диссоциация клеток и оценка жизнеспособности клеток (рис. 1A). В то время как представленные данные сосредоточены на временных точках от E7 до E7.5, они могут быть применены к эмбрионам до E8 (рис. 1B) с небольшими вариациями в процедуре (см. примечания по всему протоколу). Синхронизированная беременность была достигнута путем помещения двух самок мышей в клетку с самцом мыши. Вагинальные пробки проверяли каждое утро до 10 часов утра, и если наблюдалась пробка, она считалась E0,5 к полудню того же дня (рис. 2A). В этом исследовании оптимальные условия для пробок требовали, чтобы самка мыши в стадии течки или проэструса была спарена с самцом, который успешно установил несколько пробок во время предыдущего разведения (рис. 2B). Для выделения эмбрионов рассматривались только очевидные пробки (рис. 2C).

Сроки разработки были оценены в соответствии с графиком, приведенным на рисунке 2А. Для E7.5 вскрытие эмбриона начиналось в 12 часов дня на7-й день после дня обнаружения пробки. На рисунке 3 показана успешная изоляция эмбриона в E7.5. После того, как беременная самка была усыплена, маточный рог был рассечен, децидуальная опухоль была разрезана по отдельности, обнажив эмбрион, и желточный мешок был изолирован для генотипирования (Рисунок 3).

Генотипирование в тот же день проводили в течение 3 ч после выделения эмбриона в соответствии с этапами, показанными на рисунке 4А. Эмбрионы содержались на льду в процессе генотипирования, чтобы сохранить их целостность. Не замораживайте эмбрионы, так как это уменьшит количество жизнеспособных клеток на эмбрион. На рисунках 4B, C показаны мешок с висцеральным желтком, теменный эндодермальный мешок и эктоплацентарный конус с соответствующей материнской кровью. Для генотипирования использовали висцеральный желточный мешок (рис. 4C). После переваривания желточного мешка готовили смесь для ПЦР и запускали реакцию ПЦР. Полученный продукт ПЦР затем разделяли на агарозном геле. На рисунке 4D показаны ожидаемые размеры фрагментов для аллелей LoxP и дикого типа (597.н. и 498.н. соответственно) и аллеля Cre (650.н.). На рисунке 4E представлен пример генотипирования желточного мешка из 6 эмбрионов, полученных от размножающихся пар, несущих аллели Cre и LoxP (flox). Гели изображают продукты ПЦР аллелей Cre и LoxP в 6 проанализированных эмбрионах. Эмбрионы No 2 и No 5 несут 2 аллели флокса и 1 аллель cre; поэтому они считаются условными эмбрионами КО (рисунок 4E, красные точки). Эмбрионы 1 и 3 имеют по 2 аллеля флокса, но отрицательны на Cre; Поэтому они считаются контролями флокса. Эмбрион 4 имеет 2 аллели флокса и слабую полосу для аллеля Cre, что приводит к «неясному» генотипу. Этот эмбрион не подвергался дальнейшей обработке (в качестве альтернативы экспериментатор может рассмотреть возможность повторения генотипирования или проведения вторичной валидации условного KO с использованием клеток, экспрессирующих Cre). Важно отметить, что драйвер Cre, используемый в этом эксперименте, не экспрессируется в висцеральном желточном мешке15; следовательно, аллели LoxP не выглядят смещенными на геле Cre-положительных эмбрионов по сравнению с Cre-отрицательными.

Количество клеток и хорошая жизнеспособность необходимы для успешного эксперимента с одиночными клетками. Для дальнейшей переработки непригодны суспензии с низкой жизнеспособностью клеток, высоким процентом отмерших клеток, комкованием или значительным мусором. Оптимальные условия – 700-1200 живых клеток на микролитр и >90% жизнеспособности. На рисунке 5А представлена панель, иллюстрирующая как хорошую, так и неоптимальную жизнеспособность клеток. Те же критерии могут быть применены и для выделения ядер, как показано на рисунке 5B. Тем не менее, важно отметить, что оценка трипанового синего отличается от оценки клеток и ядер: жизнеспособные клетки не включают трипановый синий, в то время как жизнеспособные ядра включают. Если суспензия клеток/ядер оптимальна (жизнеспособность >90%), приступайте к разделению одиночных клеток с помощью микрофлюидного чипа в соответствии с процедурами производителя11. Варианты поиска и устранения неисправностей предусмотрены для суспензий, в которых жизнеспособность клеток/ядер составляет от 60% до 89%, как показано на рисунке 5C. Если жизнеспособность, независимо от общего количества клеток, падает ниже 60%, рассмотрите возможность остановки эксперимента.

Весь трубопровод от выбраковки плодородной плотины до строительства библиотеки занимает в общей сложности 8 часов в один и тот же день (т.е. этапы протокола со 2 по 6 должны быть выполнены в тот же день). В соответствии с процедурами, описанными в методике11 производителей одиночных клеток, были подготовлены библиотечные конструкции для секвенирования РНК одиночных клеток с использованием клеток, полученных из эмбрионов Е7, с жизнеспособностью клеток в диапазоне от неоптимальных до оптимальных условий, с целью предполагаемого целевого восстановления 2000 клеток (рисунок 6). На рисунке 6A показано репрезентативное распределение библиотек scRNAseq по размерам фрагментов как для неоптимальных, так и для оптимальных условий, что указывает на то, что жизнеспособность клеток существенно не влияет на весь процесс разделения одной клетки. Распределение фрагментов по размерам колебалось в пределах 400-500.н. Это свидетельствует о том, что неоптимальные условия не влияют на процесс подготовки библиотеки. На рисунке 6B показаны результаты как успешных, так и неоптимальных экспериментов с РНК одиночных клеток. После секвенирования были проведены проверки контроля качества образцов и было обнаружено, что в тех случаях, когда жизнеспособность клеток была неоптимальной, только 10% клеток были успешно секвенированы. Напротив, оптимальные образцы показали более высокий процент, при этом секвенировался 91% от общего числа клеток. Это дополнительно доказывается графиками штрих-кодов, указывающими на то, что субоптимальные условия имеют больший фоновый шум по сравнению с оптимальными условиями. Кластерный анализ был проведен для обоих экспериментов и выявил 9 кластеров в оптимальных условиях и 4 в субоптимальных. Аннотирование кластеров с использованием известных маркеров3 выявило ожидаемые типы клеток у эмбрионов E7, включая эпибласт и примитивную полосу (рисунок 6B). Кластерные аннотации в субоптимальном эксперименте были невозможны из-за отсутствия обогащения известными маркерами для каждого кластера. Это подчеркивает важность высококачественных ячеек, необходимых для правильного представления данных на этих этапах разработки.

figure-results-1
Рисунок 1: Оптимизация гаструляции целых эмбрионов мыши для секвенирования РНК одиночных клеток. (А) Схема рабочего процесса для получения высококачественных клеток и/или ядер из гаструлирующих эмбрионов. (B) Репрезентативные яркопольные изображения и адаптированная схема3 эмбрионов мыши во время гаструляции от Е7 до Е8. Масштабная линейка: 125 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-2
Рисунок 2: Стратегия эффективной синхронизированной беременности для выделения эмбрионов во время гаструляции. (А) Принципиальная диаграмма, показывающая конвейер для временных беременностей, и график, описывающий время от обнаружения пробки до изоляции эмбриона для анализа конкретных фаз гаструляции. (B) Репрезентативные изображения фаз цикла течки у самок мышей. Указаны фазы, наиболее восприимчивые к размножению. (C) Принципиальная схема, иллюстрирующая, как проверить наличие вагинальных пробок, и примеры вагинальных отверстий без пробки, частичной пробки или хорошей пробки для рассмотрения при изоляции эмбрионов. Входы во влагалище увеличиваются под каждым изображением. Пробка (свернувшаяся сперма в отверстии влагалища) выделена красной стрелкой, указывающей на нее. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Вскрытие и генотипирование эмбрионов E7.5 для секвенирования РНК одиночных клеток. Принципиальные схемы и изображения процесса выделения эмбрионов E7.5 и рассечения висцерального желточного мешка. Желтой стрелкой обозначена матка беременной самки, а желтым пунктирным кругом обозначено местонахождение эмбриона. Пунктирными линиями обозначены области, которые были разрезаны во время вскрытия. «M» обозначает мезотриальный конец, в то время как «AM» обозначает антимезотриальный конец. Масштабные линейки на стереоскопических изображениях составляют 400 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Генотипирование желточных мешков из эмбрионов мышей, подвергшихся гаструляции. (A) Схема рабочего процесса для генотипирования желточных мешков в тот же день. (B) Репрезентативное изображение теменного эндодермального мешка и эктоплацентарного колбочки с соответствующей материнской кровью. (C) Висцеральный желточный мешок у эмбрионов E7.5 выделен пунктирной линией. Масштабная линейка: 200 мкм. (D) Репрезентативные гели дикого типа (+/+), гетерозиготного (Flox/+) и гомозиготного флокса (Flox/Flox), а также генотипирования Cre (Mesp1cre15) с наблюдаемыми размерами фрагментов ДНК. (E) Предоставлены результаты генотипирования в тот же день для аллелей Cre и flox из желточных мешков 6 эмбрионов (1-6). Два эмбриона с flox/flox и Cre отрицательным (-) генотипированием являются flox контролем (синие точки), в то время как эмбрионы с flox/flox и Cre положительным (+) генотипированием являются условными KO (красные точки). Эмбрион 4 не является оптимальным из-за слабой полосы Cre (flox/flox и Cre-unclear) и, следовательно, исключается из дальнейшей обработки. Эмбрионы с одинаковым генотипом объединяются и обрабатываются для секвенирования РНК одиночных клеток. Обратите внимание, что наличие аллеля Cre в желточном мешке не влияет на размер флоксовых полос, так как используемый Cre (Mesp1cre) не выражается в желточном мешке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-5
Рисунок 5: Оценка качества клеток и жизнеспособности ядер. (A) Репрезентативные изображения оптимальных и неоптимальных условий жизнеспособности клеток эмбрионов E7.5. (B) Репрезентативные изображения оптимальных и субоптимальных условий жизнеспособности ядер эмбрионов E8 (C) Схема устранения неполадок с указанием потенциальных решений, которые помогут повысить жизнеспособность клеток до начала деления одиночных клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-6
Рисунок 6: Секвенирование РНК одиночных клеток эмбрионов мышей E7. (A) Репрезентативная трассировка распределения размеров фрагментов для библиотек секвенирования РНК одиночных клеток из эмбрионов мышей E7 как для неоптимальных, так и для оптимальных условий жизнеспособности клеток, с основным пиком около 400-500.о. Обратите внимание, что кривые между этими условиями схожи, что указывает на то, что жизнеспособность ячеек не влияет на контроль качества библиотеки. (B) Анализ результатов секвенирования РНК одиночных клеток для эмбрионов мышей E7 как в неоптимальных, так и в оптимальных условиях, показывающий наблюдаемое восстановление мишеней, ранжирование штрих-кодов и кластеризацию типов клеток посредством равномерного распределения аппроксимации и проекции многообразия (UMAP). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Буфер для лизиса
Название реагентаКонцентрация запасовОкончательная концентрацияОбщий объем 1 мл
Трис-HCL (Ph7)1 М10 мМ10 μл
NaCl5 МИН.10 мМ2 мкл
MgCl20,1 млн3 мМ3 мкл
Подросток-2020%0.10%5 μл
Неумерший P4010%0.10%10 μл
Дигитонин5%0.01%2 мкл
ДТТ1 М1 мМ1 μл
Ингибитор РНКазы40 Ед/μЛ1 ед/мкл25 мкл
Вода без нуклеазы----924 мкл
Буфер для промывки
Название реагентаКонцентрация запасовОкончательная концентрацияОбщий объем 1 мл
BSA в PBS10%1%100 мкл
ПБС----900 мкл

Таблица 1: Буфер для лизиса выделения ядер и состав буфера для промывки.

Обсуждение

В данной работе представлен надежный конвейер для получения высококачественных суспензий одиночных клеток и ядер из гаструляционных эмбрионов мышей, специально разработанный для облегчения исследований механизмов спецификации клеточной судьбы на ранних стадиях развития. Этот метод устраняет критический пробел в области гаструляции за счет оптимизации анализа эмбрионов, требующих генотипов, таких как пол или соматические гены. Используя мышиные модели генетических мутаций и применяя секвенирование одиночных клеток с высоким разрешением на целых эмбрионах мышей, этот конвейер может еще больше улучшить понимание профилей экспрессии генов ранних мышиных гаструл. Этот метод демонстрирует возможность использования модели мыши с генетической мутацией с помощью системы рекомбиназы Cre для получения высококачественных клеток и ядер на ранних этапах развития для омиксов одиночных клеток. Этот метод развивался в результате многочисленных попыток, в ходе которых образцы не соответствовали стандартам качества, необходимым для подготовки библиотеки и секвенирования. Описанная методология позволяет получить достаточное количество клеток/ядер из эмбрионов моложе E8 путем оптимизации трех важнейших этапов: (1) синхронизация беременностей по времени для увеличения числа эмбрионов, (2) генотипирование в тот же день, чтобы избежать замораживания/размораживания, и (3) оценка жизнеспособности клеток/ядер для предотвращения секвенирования умирающих клеток. Этот протокол обеспечивает успешные результаты с помощью одноклеточного RNASeq, но суспензии клеток или ядер, полученные в этом протоколе, могут быть обработаны на других платформах секвенирования, где жизнеспособность клеток является ограничивающим фактором, таких как smart-seq, drop-seq и cel-seq16.

У эмбриона Е7 количество клеток может варьироваться в зависимости от штамма и мутантного генотипа. Как правило, эмбрион E7 может содержать от сотен до нескольких тысяч клеток, и получение эмбрионов с желаемым генотипом является сложной задачей, поскольку только 1 или 2 эмбриона на одну беременную мать соответствуют критериям. Этот протокол позволяет захватывать около 300 жизнеспособных клеток на каждый эмбрион E7 для анализа одиночных клеток. Попытки увеличить размер пула эмбрионов путем мгновенной заморозки эмбрионов от беременных самок в разные дни не увенчались успехом, так как жизнеспособность клеток была серьезно нарушена после размораживания, даже с добавлением криоконсервантов. Для решения этой проблемы была оптимизирована стратегия разведения и синхронизации беременных матерей. Чтобы увеличить шансы на многократную изоляцию, рекомендуется использовать для изоляции самок мышей, родивших 1-2 раза до разведения, так как они с большей вероятностью имеют более крупные размеры помета. Мониторинг эстрального цикла самки имеет решающее значение; Спаривание чаще происходит на стадиях проэструса и течки. Если возникают трудности в разведении, смена партнеров по разведению через четыре дня также поможет, если пробка не производится.

Важно отметить, что у этого метода есть ограничение: он полагается на наблюдаемые пробки, и даже если пробка наблюдается, это не гарантирует беременность, а только указывает на сексуальную активность. Таким образом, увеличение количества наблюдаемых пробок в день увеличит вероятность наличия более одной беременной самки в день и больше положительных генотипов. Этот протокол продемонстрировал возможность использования эмбриональных стадий в диапазоне от Е7 до Е7,75 в качестве доказательства концепции во время гаструляции. Тем не менее, этот конвейер может быть применен от эмбрионов E6.5 до E8. Для эмбрионов E6.5 рекомендуется увеличить количество синхронизированных беременностей для получения не менее 7 эмбрионов с желаемым генотипом для пула. Вместо этого для эмбрионов Е8 увеличьте количество трипсина, используемого для диссоциации каждого эмбриона, до ~ 40 мкл вместо 20 мкл. Цель состоит в том, чтобы получить суспензию клетки/ядра в диапазоне концентраций 700-1200 клеток на мкл до начала разделения.

Хорошая жизнеспособность клеток имеет важное значение для успеха секвенирования одиночных клеток. В микрофлюидных чипах, предоставленных производителями, отдельные ячейки разделены на гелевые шарики в эмульсии (GEM) внутри чипа, содержащего известные гелевые шарики11 со штрих-кодом. Однако заметным ограничением этого процесса является то, что как высококачественные, так и некачественные одиночные ячейки могут быть разделены. Даже при достаточном количестве живых клеток (т.е. 1000 клеток/мкл), если жизнеспособность суспензии мала (т.е. 1000 живых клеток и 1000 мертвых клеток, что приводит к 50% жизнеспособности), эксперимент по секвенированию, скорее всего, не будет проведен. Для достижения оптимальных результатов рекомендуется стремиться к жизнеспособности около 90%. Если жизнеспособность клеток колеблется в пределах 60-89%, можно принять конкретные меры для повышения жизнеспособности эксперимента. Однако, если жизнеспособность клеток составляет менее 60%, настоятельно не рекомендуется продолжать эксперимент. Причина этого в том, что умирающие клетки будут «захвачены» разделительным гелем, и последующая подготовка библиотеки и контроль качества пройдут без заметных проблем. Тем не менее, фактический эксперимент по секвенированию может полностью провалиться, так как большинство прочтений секвенирования будут картировать митохондриальные, рибосомальные или апоптозные гены, что с самого начала указывает на признаки плохой жизнеспособности клеток. Данные, представленные в этой статье, иллюстрируют конвейер секвенирования одиночных клеток гаструляционных эмбрионов мышей с высококачественными клетками. Эта методология может быть применена для понимания многих различных моделей генетических мутаций мышей во время разработки.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы выражаем признательность Ядру геномики в Онкологическом центре Фокс Чейз и сотрудникам лаборатории доктора Джонатана Веттайна Заку Грею, Мэдисон Хонер и Бенджамину Ферману за техническую поддержку экспериментов по секвенированию. Мы выражаем признательность членам лаборатории доктору Эстарасу и Алексу Моррису, аспиранту, которые внесли свой вклад в первоначальный анализ исследований одиночных клеток. Эта работа финансируется за счет грантов NIH R01HD106969 и R56HL163146 Conchi Estaras. Кроме того, Элизабет Абрахам получила грант на обучение T32 5T32HL091804-12.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10 см чашка ПетриGenesee Scientific25-202
1000 &микро; L Reach Barrier TipGenesee Scientific23-430
20 µ L Барьерный наконечникReach Genesee Scientific24-404
300 &микро; L Reach Barrier TipGenesee Scientific24-415
37 &микро; m Реверсивное ситечко, малыестволовые клетки27215
6 см чашка ПетриGenesee Scientific25-260
8-полосковые ПЦР-пробиркиGenesee Scientific27-125U
AgaroseApex Bioresearch Product20-102
Benchmark Scientific BSH300 MyBlock Mini Сухая ваннаGenesee31-437
Benchmark Scientific Z216-MK Z216MK Hermle Охлаждаемая микроцентрифугаGenesee33-759R
Бычья сыворотка альбумина (BSA)Sigma-AldrichA2153
Контроллер хрома10XPN-1000127
Chromium Next GEM Single Cell 3' Наборы реагентов v3.110XPN-1000269
Countess 3 Автоматизированный счетчик клетокInvitrogen
Графиня Клетка Камерные СлайдыInvitrogenC10283
D1000 РеагентыAgilent5067-5583
D1000 ScreenTapeAgilent5067-5582
ДигитонинThermoFisher ScientificBN2006
DirectPCR желточный мешокViagen201-Y
Дитиотреитол ( DTT)ThermoFisher ScientificR0861
DNA LoBind Tube 1,5 млEppendorf22431021
Dubecco's Modciation of Eagle's Medium (DMEM, 1x)CORNING10-013-CV
Dulbecco's PBSGenClone25-508
Dumont #5 Тонкие щипцыFine Science Tools11254-20
Dumont #5SF ЩипцыFine Science Tools11252-00
ЭтанолKoptecV1401
EVOS M7000 Система визуализацииInvitrogenAMF7000
Тонкие ножницы - острыеинструменты для тонкой науки14060-11
GoTaq G2 Green Master MixPromegaM7823
Щипцы GraefeFine Science Tools11049-10
MgCl2ThermoFisher ScientificAC223211000
MiniAmp ТермоамплификаторApplied BiosystemsA37834
NaClFisher ChemicalS271-500
NextSeq 1000/2000 P2 реагенты (100 циклов) v3Illumina20046811
NextSeq2000Illumina
Nikon SMZ 1000 Стерео МикроскопNikon
Nondiet P40Sigma-Aldrich74385
Вода без нуклеазыGenClone25-511
Оптическая трубка 8x Strip (401428)Agilent401428
Крышка оптической трубки 8x Strip (401425)Agilent401425
Poseidon 31-511, HS24 Микроцентрифуга, с 24 x 1,5/2,0 мл ротором, 1 центрифуга/единицаGenesee31-511
Протеиназа KSigma-AldrichP6556
Наборы для количественного анализа dsDNA Наборы для количественного анализаInvitrogenQ32851
Qubit Flex 3Invitrogen
Fisher Scientific12-141-368
Щипцы стандартного образцаFine Science Tools11000-12
Ленточная станция Наконечники для загрузки Agilent5067-5598
Tapestation 4150AgilentG2992AA
Tris-HCL (Ph7)Качество Биологическое351-007-101
Трипановое синее краситель 0,4%Theromo Fisher ScientificT10282
Трипл ЭкспрессGibco12604-021
Tween-20Bio-Rad1662404
вихревой смеситель IKA MS3 с 96-луночным адаптером для образцовой пластиныIKA3617000
AMQAX2000 Ингибитор РНКазы

Ссылки

  1. Arias, A. M., Marikawa, Y., Moris, N. Gastruloids: Pluripotent stem cell models of mammalian gastrulation and embryo engineering. Dev Biol. 488, 35-46 (2022).
  2. Kim, Y., Kim, I., Shin, K. A new era of stem cell and developmental biology: from blastoids to synthetic embryos and beyond. Exp Mol Med. 55 (10), 2127-2137 (2023).
  3. Pijuan-Sala, B., et al. A single-cell molecular map of mouse gastrulation and early organogenesis. Nature. 566 (7745), 490-495 (2019).
  4. Mittnenzweig, M., et al. A single-embryo, single-cell time-resolved model for mouse gastrulation. Cell. 184 (11), E22 P2825-P2842 (2021).
  5. Bardot, E. S., Hadjantonakis, A. K. Mouse gastrulation: Coordination of tissue patterning, specification and diversification of cell fate. Mech Dev. 163, 103617(2020).
  6. Argelaguet, R., et al. Multi-omics profiling of mouse gastrulation at single-cell resolution. Nature. 576 (7787), 487-491 (2019).
  7. Chan, M. M., et al. Molecular recording of mammalian embryogenesis. Nature. 570 (7759), 77-82 (2019).
  8. Mohammed, H., et al. Single-cell landscape of transcriptional heterogeneity and cell fate decisions during mouse early gastrulation. Cell Rep. 20 (5), 1215-1228 (2017).
  9. Lescroart, F., et al. Defining the earliest step of cardiovascular lineage segregation by single-cell RNA-seq. Science. 359 (6380), 1177-1181 (2018).
  10. Scialdone, A., et al. Resolving early mesoderm diversification through single-cell expression profiling. Nature. 535 (7611), 289-293 (2016).
  11. Chromium Next GEM single cell 3' reagent kits v3.1: User guide. 10X Genomics. , Available from: https://www.10xgenomics.com/support/single-cell-gene-expression/documentation/steps/library-prep/chromium-single-cell-3-reagent-kits-user-guide-v-3-1-chemistry (2024).
  12. NextSeq 1000/2000 Sequencing v2.0 Protocol. Illumina. , Available from: https://support-docs.illumina.com/SW/ClarityLIMS-INT/Content/SW/ClarityLIMS/Integrations/NextSeq10002000Intv20Config.htm (2024).
  13. Dai, H. Q., et al. TET-mediated DNA demethylation controls gastrulation by regulating Lefty-Nodal signalling. Nature. 538, 528-532 (2016).
  14. Li, Q., et al. editing-mediated one-step inactivation of the Dnmt gene family reveals critical roles of DNA methylation during mouse gastrulation. Nat Commun. 14 (1), 2922(2023).
  15. Saga, Y., et al. MesP1 is expressed in the heart precursor cells and required for the formation of a single heart tube. Development. 126 (15), 3437-3447 (1999).
  16. Ziegenhain, C., et al. Comparative analysis of single-cell RNA sequencing methods. Mol Cell. 65 (4), 631-643 (2017).

Перепечатки и разрешения

Теги

Секвенирование РНК одиночных клеток мутантных цельных эмбрионов мыши: от эпибласта до конца гаструляции
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.