Method Article

Оптимизация уродинамических методов мыши для повышения точности

DOI:

10.3791/67019

⸱

June 7th, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurological Surgery, Indiana University School of Medicine, 2Spinal Cord and Brain Injury Research Group, Stark Neurosciences Research Institute, Department of Neurological Surgery, Goodman and Campbell Brain and Spine, Indiana University School of Medicine, 3Department of Rehabilitation Medicine, Zhongda Hospital Southeast University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол содержит руководство по гидроизоляции кожи цианоакрилатом для предотвращения впитывания мочи шерстью и кожей. Он включает в себя инструкции по нанесению клея на кожу, имплантации катетера мочевого пузыря, а также электроды для цистометрии и записи электромиографии наружного сфинктера уретры у бодрствующих мышей.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Точное измерение параметров мочи у бодрствующих мышей имеет решающее значение для понимания дисфункции нижних мочевыводящих путей (СНМП), особенно при таких состояниях, как нейрогенное посттравматическое повреждение спинного мозга (ТСМ) мочевого пузыря. Тем не менее, проведение записи цистометрии у мышей представляет собой заметную проблему. Когда мыши находятся в положении лежа и ограничены во время сеансов записи, моча имеет тенденцию поглощаться шерстью и кожей, что приводит к недооценке объема мочеиспускания (VV). Целью данного исследования было повышение точности регистрации цистометрии и электромиографии наружного сфинктера уретры (ЭУС-ЭМГ) у бодрствующих мышей. Мы разработали уникальный метод с использованием цианоакрилатного клея для создания водонепроницаемого кожного барьера вокруг уретрального прохода и брюшной полости, предотвращая всасывание мочи и обеспечивая точные измерения. Результаты показывают, что после применения цианоакрилата сумма VV и RV оставалась в соответствии с объемом введенного физиологического раствора, и после эксперимента не наблюдалось влажных участков, что указывает на успешную профилактику абсорбции мочи. Кроме того, метод одновременно стабилизировал электроды, соединенные с наружным сфинктером уретры (ЭУС), обеспечил стабильные сигналы электромиографии (ЭМГ) и минимизировал артефакты, вызванные движением пробужденной мыши и манипуляциями экспериментатора. Обсуждаются методологические детали, результаты и последствия, что подчеркивает важность совершенствования уродинамических методов в доклинических исследованиях.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Накопление и выделение мочи зависят от скоординированной деятельности мочевого пузыря и наружного сфинктера уретры (ЭУЗ). При некоторых патологиях, таких как нейрогенный мочевой пузырь, мышцы детрузора мочевого пузыря и сфинктер могут стать дисфункциональными, что приводит к значительным проблемам с мочевым пузырем, особенно после травматического повреждения спинного мозга (ТСМ)1.

Мелкие грызуны обычно используются в качестве экспериментальной модели для изучения доклинической функции нижних мочевыводящих путей (СНМП)2. Методы записи заполняющей цистометрии (ФК) и электромиографии ЭУС (ЭУС-ЭМГ) могут предоставить точную объективную информацию в зависимости от выбора методов, точного измерения и интерпретации результатов3. Уродинамические тесты обычно используются для оценки объема мочеиспускания (VV), эффективности мочеиспускания (VE) и емкости мочевого пузыря4. VE измеряет, насколько эффективно мочевой пузырь может опорожняться. Он рассчитывается путем деления аннулированного объема на сумму аннулированных и остаточных объемов (VV+RV). С другой стороны, емкость мочевого пузыря рассчитывается путем прибавления ВВ (количество мочи, выделяемой во время мочеиспускания) к ВВ (количество мочи, оставшейся в мочевом пузыре после мочеиспускания)5. Таким образом, измерение VV и RV является ключом к выведению других параметров.

Точное измерение ВВ у мышей во время уродинамических тестов сопряжено с различными проблемами. Моча грызунов, когда ее физически удерживают в положении лежа, имеет тенденцию оттягиваться вниз через вентральную брюшную стенку под действием силы тяжести6. Это явление может привести к поглощению мочи мехом и кожей живота, что, в свою очередь, занижает объем выделяемой мочи. Учитывая небольшое количество мочи, выделяемой мышами, влияние этой абсорбции на точность результатов еще более выражено7. Кроме того, в моделях ТСМ VV часто ниже, чем у нормальных мышей, из-за влияния диссинергии детрузорного сфинктера (DSD), что увеличивает риск давления в точках утечки и абсорбции мочи мехом8. Эти факторы оказывают существенное влияние на результаты. Таким образом, точное измерение ВВ и ПЖ во время терминальных уродинамических исследований у мышей имеет решающее значение9. В настоящее время в методологиях, представленных в опубликованной литературе, отсутствует подробная информация о том, как точно измерить объем мочи на мышиных моделях.

Цианоакрилатный клей - это тип клея, который обычно используется в хирургических процедурах на моделях человека и животных благодаря его быстрым и эффективным склеивающим свойствам 10,11,12. Этот клей особенно полезен для закрытия ран и рваных ран, так как при нанесении на кожу он образует прочное и гибкое соединение13. Кроме того, он может быть отличным барьером против мочи и влаги, которые могут соприкасаться с шерстью и ранами11.

В этой статье мы разработали новую и экономически эффективную методику, в которой используется цианоакрилатный адгезив для достижения точных результатов в цистометрии и регистрации EUS-EMG у бодрствующих мышей. Этот метод будет полезен для понимания основных причин дисфункции мочевого пузыря и разработки более эффективных методов лечения расстройств СНМП.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол исследования на животных был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Медицинской школы Университета Индианы. Код утверждения: 21098MD/R/MSS/HZ Дата утверждения: 29 сентября 2021 г.

1. Подготовка катетера

  1. Отрежьте полиэтиленовую трубку PE-30 диаметром 30 см (0,017 дюйма x 0,030 дюйма). Используйте зажигалку, чтобы раздуть один конец трубки, следя за тем, чтобы он не касался пламени, и вытащите зажигалку, как только трубка образует подходящий круглый наконечник в форме колокола.
  2. Осторожно введите около 3/4 иглы 25G в другой конец трубки. Приготовьте шприц объемом 1 мл и наполните его стерильным 0,9% NaCl. Подсоедините шприц к игле 25 G.
  3. Осторожно влейте физиологический раствор, чтобы убедиться в правильности круглого кончика и отсутствии вытекания с концов иглы. Убедитесь, что давление не ощущается и физраствор плавно течет через катетер.

2. Подготовка электродов

  1. Подготовьте 2 стальные проволоки длиной 20 см. Возьмите стальную проволоку и нанесите песочный лак на оба конца зоны покрытия, чтобы зачистить 5 мм проволоки.
  2. Возьмите иглу 25G и вставьте ее с одной стороны проволоки. Обязательно вставляйте иглу осторожно, чтобы не повредить проволоку. Согнуть зачищенную часть проволоки как крючок. Крючок поможет соединить провод с мышцей ЭУС.
  3. С помощью припоя прикрепите штифт к другому концу полосатого провода. Пайка поможет закрепить штырь на проводе и обеспечить прочное соединение. Обязательно нагрейте оловянно-свинцовую пайку до тех пор, пока она не расплавится и не покроет провод и контакт.

3. Подготовка животного

  1. Содержать самку мыши C57BL/6 (8 недель, масса тела 18-20 г) в помещении для животных в соответствии с Institutional Animal Care с 12-часовым циклом свет-темнота и неограниченным доступом к воде и стандартным кормовым гранулам.

4. Обезболивание во время операции

  1. Поместите животных в камеру с 2% изофлураном и чистым кислородом (1 л/мин). Подтвердите полную анестезию животного с помощью отрицательного исследования пальцев ног перед переносом его в маску. После подтверждения измените газовое состояние на маску.
  2. Убедитесь, что маска для анестезии зафиксирована в соответствующем положении на стерильном операционном поле. Положите животное лежа на стерильную простыню носом в небольшую ингаляционную маску (0,8-1 л/мин с 2% изофлураном) для продолжения введения анестезии.

5. Хирургическая подготовка

  1. Зафиксируйте конечности животного скотчем. Используйте электрическую бритву, чтобы сбрить шерсть в нижней части живота и вокруг уретрального прохода (области гениталий).
  2. Нанесите мазь для глаз, чтобы предотвратить возможную сухость глаз. Подготовьте выбритый участок с помощью раствора повидон-йода и сотрите раствор 70% этанолом. Наложите стерильную простыню на область операции.

6. Хирургическое вмешательство

  1. Имплантация катетера мочевого пузыря
    1. Под операционным микроскопом, используя прямые тупые ножницы Метценбаума, создают разрез 1-2 см по средней линии кожи брюшной полости. Приступайте к надрезу фасции и мышц по средней линии, чтобы обнажить мочевой пузырь через режущую рану.
    2. Как только мочевой пузырь станет виден через разрезную рану, продолжайте втягивать все окружающие органы или ткани по мере необходимости, чтобы получить четкий обзор операционного поля. Будьте осторожны, чтобы избежать любых ненужных манипуляций или напряжения мочевого пузыря, так как это может привести к осложнениям, таким как подтекание мочи или повреждение окружающих структур.
    3. Возьмитесь за купол мочевого пузыря и поместите кошельковую веревку, используя нерассасывающийся шов из мононити 5-0 с иглой с коническим кончиком.
    4. С помощью микроножниц создайте небольшую цистостому в кошельке и сделайте отверстие до тех пор, пока моча не вытечет.
    5. Возьмитесь за круглый конец катетера и вставьте его через отверстие. Как только кончик трубки пройдет через отверстие, зашите кошельковую веревку вокруг трубки. Затем аккуратно потяните трубку наружу, пока кончик не прощупается под швом.
    6. Медленно влейте 1 мл физиологического раствора с другого конца трубки, чтобы расширить мочевой пузырь. Проверьте наличие протечек вокруг катетера. Если подтекание присутствует, наложите дополнительный шов.
    7. Как только физиологический раствор выйдет из мочеиспускательного канала, извлеките физиологический раствор для декомпрессии мочевого пузыря.
  2. Имплантация электродов EUS (Рисунок 1)
    1. Используйте хирургические ножницы, чтобы расширить разрез брюшной полости до тазового дна.
    2. На одной линии с мочевым пузырем переместите мышцы и мембраны к половым каналам и найдите уретру и внешнюю мышцу сфинктера. Будьте осторожны, чтобы не повредить подвздошные и средние каудальные сосуды и половые нервы.
    3. Проколите кожу с двух сторон на расстоянии 1 см от прохода уретры с помощью иглы, содержащей электрод.
    4. Осторожно возьмитесь щипцами за кончик крючка и аккуратно оттяните иглу от кожи.
    5. С помощью кончика электрода осторожно зацепите мышцу EUS с обеих сторон. Избегайте слишком глубоких ударов, так как это может повредить мышцы, что может привести к возможной утечке мочи.
    6. Используйте нерассасывающуюся мононить 3-0 для наложения швов на мышцы таза и живота, а также на кожу.
  3. Гидроизоляция кожи
    1. Нанесите тонкий слой цианоакрилатного клея на кожу в месте выхода электродов, чтобы зафиксировать электроды на месте.
    2. Нанесите цианоакрилатный клей на расстоянии 1 см вокруг уретрального прохода и на 3 см дальше на живот и зашитую область. Чтобы избежать попадания клея, аккуратно удерживайте меатус вверх щипцами.
    3. С помощью микропипетки объемом 0,5-10 мкл выведите жидкость-ускоритель, чтобы высушить клей.
      ВНИМАНИЕ: Жидкость ускорителя является горючей жидкостью.
    4. Добавьте жидкость-ускоритель, чтобы обеспечить правильную адгезионную реакцию. Это поможет быстрее высохнуть клею и обеспечить его надежное схватывание.
  4. Уродинамическая подготовка
    1. Подготовьте лодку из перевернутого полистирола весом 4,5 см в длину, ширину и глубину. Разрежьте его в форме треугольника с основанием 4 см, чтобы поместить в это пространство уретру мыши на этом пространстве. Положите одноразовую форму для основания 37 мм x 24 мм x 5 мм под пространство для сбора мочи.
    2. Переместите мышь в положение лежа и осторожно переместите ее на изготовленную на заказ пластину, оснащенную противогазом.
    3. Убедитесь, что уретральный проход правильно расположен в бороздке. Аккуратно зафиксируйте голову и конечность мыши скотчем и поместите пластину на грелку до тех пор, пока мышь не придет в полное сознание (рисунок 2).
    4. Проводите цистометрию только тогда, когда мышь полностью проснулась, то есть не менее чем через 40 минут после восстановления после анестезии.

7. Цистометрия и подготовка к записи EUS-EMG

  1. Настройте и откалибруйте инфузионный насос в соответствии с инструкциями производителя.
  2. Возьмите шприц объемом 20 мл диаметром 19,05 мм и наполните его стерильным 0,9% NaCl комнатной температуры. Закрепите шприц на инфузионном насосе. Установите скорость инфузии на 0,01 мл/мин.
  3. Подсоедините шприц за трубку PE-30 с одной стороны трехконтактного разъема. Подсоедините катетер мочевого пузыря с другой стороны к датчику давления. Перед подключением катетера для мочевого пузыря обязательно удалите все пузырьки воздуха.
  4. Зафиксируйте датчик давления на том же уровне, что и мочевой пузырь мыши. Преобразователь давления подключается через усилитель к системе сбора данных.
  5. Прикрепите один крючок линии заземления к коже, а другой — к местам подключения электродов. Запишите давление в программном обеспечении.
  6. После запуска программного обеспечения проверьте внутрипузырное давление (IVP) и сигналы EUS-EMG. Сохраните имя образца и установите время.
  7. Запустите инфузию с помощью насоса. Записывайте сигналы.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для анализа данных использовали цисометрию и отслеживание активности ЭУС-ЭМГ. Метод непрерывной цистометрии предполагает вливание физиологического раствора в мочевой пузырь и одновременное измерение изменения давления и объема мочевого пузыря. Для измерения ВВ 0,4 мл физиологического раствора вводили со скоростью 0,01 мл/мин, а мочу собирали в течение 40 мин в колпачке. Остаточный остаток после мочеиспускания (PVR) может быть получен путем аспирации физиологического раствора через катетер. У нормальных мышей без клея сумма ВВ и ПЖ часто составляла менее 0,4 мл. После эксперимента шерсть в области живота и вокруг меатуса стала влажной из-за поглощения мочи (рисунок 3А). После нанесения тонкого слоя клея для покрытия мелких мехов было показано, что сумма VV и RV составила 0,4 мл, и влажного участка не было (рис. 3B, C).

Полученные в результате цистометрические исследования позволили провести подробный анализ различных параметров, включая максимальное давление сокращения мочевого пузыря при мочеиспускании (27,2 смГн2О), продолжительность сокращения (16,26 с) и интервал между сокращениями (4,48 мин). В то же время у нас была хорошая регистрация внутрипузырного давления и сигналов EUS-EMG у мышей, как показано на рисунке 4.

Многие уродинамические измерения у мышей проводятся под наркозом14. Хотя это может показаться удобным методом уменьшения шума электрических сигналов и потери мочи в результате движения животного, важно учитывать, что обезболивающие препараты могут влиять на мочеиспускание, что может привести к неточным или ненадежнымрезультатам. Поэтому уродинамическая регистрация у бодрствующих животных более популярна для получения результатов, приближенных к физиологическому состоянию. Запись уродинамики у бодрствующих животных обычно начинается после 40-50-минутного периода восстановления после приема изофлурана16. Этот процесс включает в себя тщательное наблюдение за мышами, чтобы убедиться, что они расслаблены и чувствуют себя комфортно без необходимости анестезии. В ходе нескольких экспериментов было замечено, что движение сознательной мыши может влиять на уродинамические сигналы 5,14, что приводит к неточным измерениям конкретных параметров, таких как давление в точке утечки, VV и VE17. В результате мы реализовали метод, частично ограничивающий находящихся в сознании мышей, чтобы обеспечить более надежные уродинамические результаты. Тем не менее, даже при ограниченном сдерживании, находящиеся в сознании мыши все еще испытывают трудности, когда они сразу же просыпаются от анестезии, что также может вызвать отслоение или нестабильный контакт между электродным крючком и ЭУС, а также создать значительный шум в сигналах ЭУС-ЭМГ. Как показано на рисунке 3В, чтобы свести к минимуму эти артефакты, мы применили подход фиксации электродов клеем в точке выхода из кожи. Этот метод доказал свою эффективность в минимизации движения электродов и последующих артефактов, которые они могут производить.

figure-results-1
Рисунок 1: Смещение электродов электромиографии. Имплантация электродов (желтая звездочка) двусторонне в наружную мышцу уретры (ЭУС; черные стрелки). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Удержание бодрствующей мыши. После имплантации катетера и электродов мышь была зафиксирована на пластине для устойчивости во время уродинамической записи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Области живота и меатуса после уродинамической регистрации. (A) Большая влажная область (очерченная красной пунктирной линией) была видна в области живота и гениталий. (B) Сухие, водонепроницаемые области живота и гениталий были созданы с помощью цианоакрилатного клея (обведенного красной пунктирной линией) после записи. (C) Капля мочи (желтая стрелка) образовалась в пищевом проходе во время уродинамической регистрации и оставалась в виде капли в течение длительного времени, не впитываясь кожей и шерстью. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Репрезентативные следы цистометрии и электромиографии наружного сфинктера уретры (ЭУС-ЭМГ) у бодрствующей и скованной самки мыши. (А) След А: Одновременная запись непрерывной цистометрограммы (КМГ) и ЭУС-ЭМГ (верхние и нижние следы, соответственно). (В) Трасса В представляет собой расширенную часть трассы А, обозначенную прямоугольником с различными временными шкалами. Во время фазы мочеиспускания прерывистое мочеиспускание совпадало со снижением внутрипузырного давления при регистрации КМГ (верхняя трасса; стрелки), которое происходило в периоды низкой тонической и редукционной активности ЭУС-ЭМГ (нижняя кривая; стрелки). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот уродинамический метод описывает усовершенствованную процедуру измерения объема мочи и сигнала ЭУС-ЭМГ у бодрствующих и удерживаемых мышей. Наличие шерсти вокруг уретрального прохода и области живота может мешать точности измерения ВВ из-за поглощения мочи. Хотя шерсть вокруг уретрального прохода и живота была тщательно сбрита перед операцией, оставшиеся мелкие меха в этих областях и кожа все еще впитывали мочу, обычно оставляя влажный участок в брюшной полости после записи. Эта проблема особенно заметна у самок грызунов из-за чрезвычайно короткого расстояния между уретральным проходом и окружающей кожей18. В этой технике цианоакрилатный клей наносился на кожу брюшной полости и окружающей уретры для создания водонепроницаемой поверхности кожи и обеспечения точной оценки объема мочи во время уродинамической записи, что позволяет лучше понять функцию мочевого пузыря. Клей был нанесен с точностью, гарантируя, что он покроет кожу вокруг меатуса и поблизости. Целью нанесения клея было создание водонепроницаемого барьера, который предотвратил бы впитывание мочи мехами. Клей был равномерно распределен, с осторожностью, чтобы избежать комков или закупорки уретрального прохода. Зарегистрированные результаты процедуры подтвердили, что наша цель была полностью достигнута, так как сумма VV и RV оставалась постоянной при объеме инфузии, и больше не наблюдалось никаких влажных участков. Чтобы убедиться в точности измерений, мы проверили мочевой пузырь после эксперимента, и оказалось, что он пустой. Этот дополнительный этап проверки мочевого пузыря имеет решающее значение, поскольку он исключает любую возможность задержки мочи, что приводит к несоответствию между количеством, которое мы взяли через шприц, и фактическим количеством RV.

Этот метод имеет ограничения: 1) он не подходит для лонгитюдных и многоточечных исследований. 2) его нельзя применять к свободно движущейся мыши. 3) если происходит отслоение электродов от ЭУС, вскрыть брюшную полость и установить их на место затруднительно. 4) Несмотря на то, что цианоакрилатные адгезивы являются ценным инструментом во многих хирургических учреждениях из-за их простоты использования и эффективности, важно использовать их осторожно и следовать надлежащим протоколам безопасности, чтобы свести к минимуму любые потенциальные риски. Цианоакрилат в целом безопасен для кожи, но следует избегать частого контакта с ним, а исследователям следует принимать соответствующие меры индивидуальной защиты. Цианоакрилатные клеи могут выделять токсичные пары при вдыхании. Чтобы свести к минимуму риск вдыхания этих паров, исследователи должны поддерживать более высокий уровень влажности и оптимизировать вентиляцию помещений врабочей среде. Специальные фильтры для кондиционирования воздуха также могут использоваться для дальнейшего снижения токсичности паров.

В целом, этот эксперимент позволил получить важную информацию о точности измерения мочеиспускания во время уродинамической регистрации и помог выявить потенциальные источники ошибок, которые могли привести к расхождениям в общем количестве ВВ и ПЖ после инфузии.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано NIH-NINDS (R21NS130241), IND DEPT HLTH (55051, 74247, 74244) и US ARMY (HT94252310700).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
УскорительBOB SMITH INDUSTRIESBSI-152
Цианоакрилат TED PELLA, Inc14478
Одноразовая базовая формаTED PELLA, Inc27147-4
Инфузионный насосHarvard Apparatus PHD ULTRA70-3006
ИзофлуранHenry Schein Inc1182097
PINWorld Precision Instruments5482
Полиэтиленовая трубка 30Braintree Scientific IncPE30
Стерильная весовая лодкаHEATHROW SCIENTIFIC797CK2
Windaq/Lite DATAQ INSTRUMENTS249022

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).">Leslie, S. W., Tadi, P., Tayyeb, M. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).
  2. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).">Doelman, A. W., Streijger, F., Majerus, S. J., Damaser, M. S., Kwon, B. K. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).
  3. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).">Fraser, M. O., et al. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).
  4. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).">Hashimoto, M., et al. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).
  5. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).">Kadekawa, K., et al. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).
  6. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).">Lee, J., et al. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).
  7. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).">Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  8. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).">Saito, T., et al. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).
  9. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).">Schneider, M. P., et al. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).
  10. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).">Habib, A., Mehanna, A., Medra, A. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).
  11. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).">Sunjic Roguljic, V., Roguljic, L., Jukic, I., Kovacic, V. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).
  12. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).">Sohn, J. J., Gruber, T. M., Zahorsky-Reeves, J. L., Lawson, G. W. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).
  13. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).">Ren, H., et al. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).
  14. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).">Ito, H., Pickering, A. E., Kanai, A., Fry, C. H., Drake, M. J. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).
  15. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).">Abdelkhalek, A. S., Youssef, H. A., Saleh, A. S., Bollen, P., Zvara, P. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).
  16. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).">Saab, B. J., et al. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).
  17. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).">Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).
  18. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).">Weiss, D. A., et al. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).
  19. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).">Leggat, P. A., Kedjarune, U., Smith, D. R. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mouse UrodynamicsCystometry RecordingExternal Urethral SphincterElectromyography SignalsUrine MeasurementSpinal Cord InjuryWaterproof Skin BarrierBladder CatheterizationPressure TransducerNeurogenic Bladder

Related Articles