Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Острая одноединичная многоэлектродная запись из ствола мозга мышей с фиксированной головой

2.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67205

⸱

11 октября 2024 г.

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University of Virginia, 2Neuroscience Graduate Program, University of Virginia, 3Department of Pharmacology, University of Virginia

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает метод получения in vivo однонейронных записей высокой плотности из ствола мозга мышей с фиксированной головой. Этот подход используется для измерения потенциала активации нейронов в вентролатеральном периакведукальном сером состоянии - области ствола мозга, неактивной во время быстрого сна (REM) - до и во время общей анестезии.

Аннотация

Записи на основе кремния на основе нескольких электродов становятся все более популярными для изучения нейронной активности при временном разрешении потенциалов действия во многих областях мозга. Тем не менее, запись нейронной активности из глубоких каудальных структур, таких как ствол мозга, с помощью многоканальных зондов остается сложной задачей. Серьезной проблемой является поиск траектории введения зонда, которая позволяет избежать крупных кровеносных сосудов, таких как верхний сагиттальный венозный синус и поперечный венозный синус. Повреждение этих крупных вен может привести к обширному кровотечению, повреждению подлежащей ткани мозга и, возможно, к смерти. Этот подход описывает нацеливание на структуры ствола мозга путем сопряжения передних координат с угловым подходом, что позволяет записывающему зонду проникать в мозг ниже сосудистых структур высокого риска. По сравнению со строго вертикальным подходом, угловой подход максимизирует количество областей мозга, которые могут быть нацелены. Используя эту стратегию, можно воспроизводимо и надежно получить доступ к вентролатеральному периакведутокальному серому (vlPAG), области ствола мозга, связанной с быстрым сном, для получения однокомпонентных многоэлектродных записей у мышей с фиксированной головой до и во время анестезии севофлураном. Возможность регистрировать активность нейронов в vlPAG и окружающих ядрах с высоким временным разрешением является шагом вперед в понимании взаимосвязи между быстрым сном и анестезией.

Введение

Записи на основе кремниевых мультиэлектродов становятся все более популярными для измерения нейронной активности во многих областях мозга с разрешением потенциала одиночного действия 1,2,3,4. За последнее десятилетие технологии записи с высокой плотностью значительно выросли. Современные записывающие электроды на основе кремния могут работать с большим количеством каналов, оптическими волокнами и записывающими устройствами электрокортикографии (ЭКоГ) 5,6. Более того, хроническая имплантация этих электродов позволяет проводить длительные записи 7,8.

Несмотря на последние технологические достижения, воздействие на глубокие каудальные структуры, такие как ствол мозга, с помощью многоканальных зондов остается сложной задачей. При нацеливании на структуры ствола мозга, такие как вентролатеральный периакqueductal gray (vlPAG), одним из существенных препятствий является определение траектории зонда, которая избегает крупных кровеносных сосудов, например, верхнего сагиттального венозного синуса и поперечного венозного синуса. Повреждение этих крупных вен может вызвать обширное кровотечение, повреждение подлежащей ткани мозга и даже летальный исход 9,10. Мы предлагаем нацеливаться на структуры ствола мозга от передних координат под углом, что позволяет записывающему зонду проникать в мозг ниже таких сосудистых структур высокого риска (см. рис. 1). Такой угловой подход, по сравнению с вертикальным, максимизирует количество областей мозга, доступных для записи. Кроме того, в экспериментальных условиях, когда желательны записи ЭКоГ, наклонный передний доступ обеспечивает большую поверхность черепа, доступную для имплантации гарнитуры ЭКоГ, поскольку краниотомическое окно для введения зонда расположено более кпередо10,11.

Идентификация конкретных групп клеток и цепей, ответственных за вызванные анестезией изменения быстрого сна, остается основной целью исследований в области анестезии. Таким образом, целью здесь был воспроизводимый и надежный доступ к vlPAG - области ствола мозга, связанной с быстрым сном - для получения однокомпонентных многоэлектродных записей у мышей с фиксированной головой до и во время анестезии севофлураном12,13. В предыдущих исследованиях использовались электрофизиологические измерения потенциала локального поля (LFP) vlPAG у бодрствующих мышей для выявления изменений состояния нейронов, связанных с анестезией14,15. Тем не менее, измерения LFP в первую очередь чувствительны к синаптической активности, а не к потенциалам действия, в пределах регистрируемой области16. Следовательно, остается ограниченное понимание того, как анестетики напрямую влияют на паттерны нейронной активности, производимые нейронами vlPAG. В данной работе описан метод получения однонейронных записей высокой плотности из ствола мозга мышей с фиксированной головой. Этот метод также может быть адаптирован для регистрации активности одиночных нейронов из различных других глубоких и задних структур ствола мозга.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все исследования были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию в Университете Вирджинии (Шарлоттсвилль, штат Вирджиния). Использовали пять самцов мышей C57BL/6J в возрасте 3-7 месяцев массой 25-30 г. Подробная информация о реагентах и используемом оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Имплантация оголовья и гарнитуры

  1. Изготовьте гарнитуру ECoG, припаяв провод из нержавеющей стали с покрытием перфторалкокси (PFA) к 3-контактному разъему разъема (рис. 2A).
  2. Определение координат вставки на основе стереотаксического атласамыши 17. Использование теоремы Пифагора для расчета угла и глубины введения зонда, особенно когда в литературе мало информации, является разумной отправной точкой (Рисунок 1)18.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В конечном счете, координаты будут корректироваться методом проб и ошибок. Для наведения на vlPAG у взрослых мышей использовали следующие координаты: переднезаднюю (AP) -3,6 мм, медиолатеральную (ML) +0,5 мм, дорсовентральную (DV) -4 мм. Щуп был введен под углом 20° (AP).
  3. Вызвать общую анестезию, поместив мышь в индукционную камеру (1,5%-3% изофлурана в кислороде). После обезболивания поместите мышь в стереотаксическую рамку, поместив нос животного в носовой конус и стабилизируя голову с помощью перекладин для головы.
  4. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить повреждение роговицы. Используйте систему контроля температуры для поддержания температуры тела на уровне 37 °C.
  5. Нанесите крем для эпиляции или сбрейте шерсть на кожу головы, затем продезинфицируйте повидон-йодом и 70% спиртом. Используйте асептическую технику «только наконечники» для поддержания стерильности операционного поля.
  6. Проведите тест на защемление пальцев ног, чтобы проверить глубину анестезии.
  7. Обезболивание: карпрофен 2,5 мг/кг, вводится подкожно в спину.
  8. Сделайте разрез кожи головы диаметром 5 мм, чтобы удалить круглый участок кожи над теменной и затылочной костями. Аккуратно удалите мозговые оболочки, соскоблив их лезвием скальпеля.
  9. С помощью лезвия скальпеля разрежьте мышечные прикрепления и обнажите теменные и затылочные кости19. Применяйте перекись водорода по мере необходимости, чтобы остановить кровотечение и высушить поверхность черепа. Очень важно нанести стоматологический цемент и смолу на сухой череп для достижения прочного соединения.
  10. Во-первых, определите брегму и лямбду ориентиры на черепе20. Затем отрегулируйте положение носового конуса, чтобы выровнять передне-заднее положение черепа, убедившись, что разница в высоте между двумя ориентирами не превышает 100 мкм.
  11. Чтобы выровнять медиально-латеральное положение черепа, выберите две противоположные точки между брегмой и лямбдой, каждая из которых находится на расстоянии 1 мм от сагиттального шва, и проверьте их уровень. Если разница в высоте между ними превышает 100 мкм, отрегулируйте медиально-латеральное положение черепа, манипулируя головными брусьями.
  12. Измерьте расстояние между брегмой и лямбдой и сравните его с расстоянием, указанным в стереотаксическом атласе Франклина-Паксиноса (обычно 4,2 мм)17. Используйте разницу между измеренным и сообщенным расстояниями для пропорционального масштабирования координаты точки доступа. Отметьте координаты трепанации черепа на черепе стерилизованным карандашом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если измеренное расстояние брегма-лямбда отличается от 4,2 мм, то координаты необходимо масштабировать пропорционально. Все координаты AP, указанные в стереотаксическом атласе, соответствуют стандартизированному расстоянию брегма-лямбда. Поскольку размер мышиного черепа вариален, важно соответствующим образом настроить свои координаты.
  13. С помощью стереотаксического микроманипулятора расположите оголовье непосредственно поверх лямбда-шва и закрепите его на черепе, наложив стоматологический цемент на оголовье и вокруг него (рис. 3A, B). Дайте цементу высохнуть не менее 10 минут.
  14. Просверлите отверстия для заусенцев (0,5 мм в диаметре) для двух кортикальных электродов (лобной и теменной коры) и для одного, который будет служить электродом сравнения (мозжечок). Поместите зачищенные концы (0,5 мм) электродов из серебряной проволоки с покрытием в отверстия для заусенцев и закрепите с помощью смолы, активируемой ультрафиолетовым светом.
  15. Полностью покройте проволоку из нержавеющей стали с покрытием стоматологическим цементом, чтобы ни одна проволока не обнажалась. Покройте нижнюю и боковые стороны гарнитуры стоматологическим цементом, чтобы она надежно закрепилась на месте. Убедитесь, что шовные нити брегмы и лямбды остаются видимыми после того, как гарнитура будет закреплена на месте (рис. 2B).
  16. Дайте мыши восстановиться в течение как минимум 7 дней, ежедневно осматривайте животное и место операции на предмет каких-либо нарушений. При необходимости вводите анальгетики (Карпрофен 2,5 мг/кг,/к).

2. Размещение и запись силиконового зонда

  1. Приучите мышь к записывающему устройству и фиксации головы (не менее 1,5 ч в два отдельных дня) (Рисунок 2D).
  2. В день записи поместите мышь в анестезиологическую камеру (изофлуран 1,5%-3% в кислороде).
  3. Расположите мышь в стереотаксической рамке, отрегулируйте носовой обтекатель и перекладины головы, как описано в 1.3. Поддерживайте анестезию (изофлуран 1,5%-3% кислорода) на протяжении всей стереотаксической операции. Проведите тест на защемление пальцев ног, чтобы проверить глубину анестезии.
  4. Наносите офтальмологическую мазь на глаза и поддерживайте достаточную температуру тела.
  5. Определите брегму и лямбду, убедившись, что разница в высоте между двумя анатомическими ориентирами не превышает 100 мкм.
  6. Найдите и отметьте вычисленные координаты на черепе стерильным карандашом, затем создайте контур окна трепанации черепа размером 2 мм х 2 мм вокруг координат.
  7. Проведите тест на защемление пальцев ног, чтобы проверить глубину анестезии.
  8. С помощью высокоскоростного сверла создайте окно для трепанации черепа размером 2 мм x 2 мм. Нанесите 0,5-1 мл физиологического раствора, чтобы предотвратить высыхание поверхности мозга. Удалите твердую мозговую оболочку с помощью иглы шприца и тонких щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за крупными сосудами (верхний сагиттальный синус, поперечный синус), чтобы избежать чрезмерного кровотечения (Рисунок 3).
  9. С помощью высокоскоростного сверла создайте отдельное отверстие для заусенцев для электрода сравнения силиконового зонда, обычно на расстоянии ~1-2 мм от краниального окна.
  10. Нанесите 0,2 мл малотоксичного силиконового клея на череп, чтобы полностью закрыть трепанацию черепа, с помощью прилагаемого аппликатора.
  11. Дайте мыши восстановиться в течение примерно 1 часа.
  12. Прикрепите головку мыши к электрофизиологическому регистрирующему стенду с помощью оголовья и винтов (рис. 2D).
  13. Покройте кремниевый хвостовик зонда флуоресцентным красителем DiI (1:4 DiI:Ethanol), чтобы траекторию зонда можно было реконструировать после эксперимента.
  14. Установите щуп на манипулятор и установите нужный угол. Для наведения vlPAG применялся угол AP 15-20°.
  15. Опустите записывающий зонд на поверхность мозга в центре черепного окна. Сначала вручную вставьте щуп на глубину ~300 мкм. После введения на эту глубину медленно опустите зонд автоматически (например, на 200 мкм/мин) на заданную глубину, чтобы свести к минимуму повреждение тканей21 (рисунок 2C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Первоначально рекомендуется вводить щуп вручную. Ручное введение датчика обеспечивает возможность остановки и втягивания датчика в случае его изгиба при первоначальном введении. После того, как зонд полностью проникнет в ткань, как правило, безопасно продолжать опускание зонда в автоматическом режиме.
  16. Нанесите минеральное масло на поверхность мозга в пределах окна трепанации черепа, чтобы предотвратить высыхание.
  17. Дайте записывающему щупу отстояться в течение 10 минут после введения.
  18. Записывайте данные с кремниевого зонда и ЭКГ на частоте 30 кГц с помощью записывающего контроллера Intan.
  19. Через 1-2 ч после записи используйте технику транскардиальной перфузии для фиксации мозга в 4% параформальдегида22.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за цемента может быть трудно удалить ростральную часть черепа. Вот почему предпочтительнее иссекать мозг путем удаления дорсальных частей черепа.
  20. Обезглавите мышь, разрежьте кожу по средней линии на спинной стороне, от шеи до нижней челюсти. Удалите мышцы и ткани, прикрепленные к черепу, отрежьте нижнюю челюсть для более легкого доступа к мозгу.
  21. Если перфузия выполнена правильно, мозг должен немного сузиться, оставив достаточно места для вставки тонких ножниц в дорсальную часть большого затылочного отверстия. Сделайте один медиальный надрез, один боковой и один контралатеральный надрез размером около 1 мм в затылочной кости.
  22. Аккуратно удалите тыльную часть черепа с помощью офтальмологических щипцов. Начните с затылочной кости, удалите все фрагменты черепа до тех пор, пока не обнажится вся дорсальная часть мозга.
  23. Проведите микрошпателем под мозг, начиная с обонятельных луковиц, чтобы вычерпать мозг.
  24. После перфузии и удаления мозг может храниться в 4% параформальдегиде при 4 °C в течение 24-48 часов.

3. Гистология для реконструкции траектории зонда

  1. Разрез мозга на корональные участки по 70 мкм с помощью вибратома.
  2. Закрепите секции на предметных стеклах с помощью монтажной среды DAPI, которая окрашивает ядра клеток. Закройте слайд и заклейте горки прозрачным лаком для ногтей.
  3. Изобразите предметные стекла на флуоресцентном микроскопе. Отрегулируйте контрастность/яркость так, чтобы следы щупа были четко видны. Убедитесь, что размер результирующего файла изображения tiff меньше 10 МБ, чтобы коды MATLAB работали без проблем. Восстановите треки зонда с помощью кода MATLAB23.

4. Анализ электрофизиологических данных

  1. Анализируйте записанные нейронные сигналы от кремниевого зонда с помощью автономного программного обеспечения для обнаружения и автоматической сортировки (Kilosort)24.
  2. Классификация обнаруженных кластеров с помощью Phy вручную как много- или одиночных блоков25. Классифицируйте кластеры как отдельные единицы, если они имеют физиологическую форму волны спайка, демонстрируют рефрактерный период в перекрестной коррелограмме и нормальное распределение амплитудного представления.
  3. Импорт данных об отдельных единицах измерения в MATLAB и анализ23.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Пятерым мужчинам C57BL/6J были имплантированы ЭКоГ-гарнитура и оголовье (Рисунок 4A). После выздоровления мышей приучили к фиксации головы и электрофизиологической регистрирующей установке в течение двух сеансов по 1,5 часа в разные дни (рис. 4B). Затем было создано окно для трепанации черепа размером 2 мм x 2 мм (рис. 4C) и силиконовый зонд был вставлен в рабочее состояние мыши и зафиксирована на голове (рис. 4...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Ядра ствола мозга опосредуют основные функции, такие как дыхание, сознание и сон 26,27,28. Расположение ствола мозга (глубоко и сзади) представляет собой проблему для изучения его нейронной активности in vivo с использованием стандартных методов. Здесь представлен угловой передний доступ, позволяющий воспроизводить одноединичную запись у мышей, закрепленных за головой.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов или других конфликтов интересов в связи с этой работой.

Благодарности

Рисунок 1, Рисунок 3, Рисунок 4, Рисунок 8 и Рисунок 9 были созданы с помощью BioRender.com. Мы хотели бы поблагодарить Скотта Килянски за помощь с кодом MATLAB и за то, что он поделился своими скриптами. Благодарим Анну Грейс Карнс за помощь в реконструкции траектории зонда.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1024-канальный контроллер записи RHDIntan Technologies, Лос-Анджелес, Калифорния, СШАC3008Запись силиконового зонда; записывающее аппаратное и программное обеспечение
24 мм x 50 мм No 1.5 VWR coverslipVWR, Раднор, Пенсильвания, США48393-081Гистология
4% PFA в PBSThermoFisher Scientific, Уолтем, Массачусетс, СШАJ61899. Гистология АК; перфузионный раствор
C& B метабондPatterson Dental, Ричмонд, Вирджиния, СШАпорошок: 5533559, быстрорастворимое основание: 5533492, катализатор: 55335007Оголовок и Имплантация гарнитуры
C57/6J мышам 4-6 недель, самцыThe Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, США000664
Capnomac UltimaDatex, Хельсинки, Финляндия Газоанализатор УЛТ-СВи-27-07; снят с производства; альтернативный газоанализатор можно приобрести в компании Bionet America 
CM-DiIThermoFisher Scientific, Уолтем, Массачусетс, СШАV22888 Красныйфлуоресцентный краситель для покрытия силиконового зонда
Разъем HeaderDigiKey, Thief River Falls, Миннесота, США1212-1788-NDECoG Гарнитура
DAPI Fluoromount-GSouthernBiotech, Бирмингем, Алабама, США0100-20Гистология
iBOND UniversalPatterson Dental, Ричмонд, Вирджиния, США044-1113Оголовье и Имплантация гарнитуры; для  крепление проводов из нержавеющей стали к черепу
Низкотоксичный силиконовый клейWorld Precision Instruments, Сарасота, Флорида, СШАна головной пластинеKWIK-SIL
New Scale Technologies, Виктор, Нью-Йорк, СШАМультизондовый манипулятор: XYZ Столик в сборе: 06464-0000, Комплект системы MPM: 06267-3-0001, MPM-платформа-360, кольцо MPM для ручного оружия MPM, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000Запись с помощью силиконового зонда; введение зонда в мозг
МикрозондыUCLA, Лос-Анджелес, Калифорния, США256 ANS, 64MСнято с производства; альтернативные силиконовые зонды можно приобрести в компании Neuropixels
Mineral OilSigma Aldrich, Сент-Луис, Миссури, СШАM8410-100MLЗапись силиконового зонда; предотвращение высыхания ткани во время записи
Нормальный физиологический растворThermoFisher Scientific, Уолтем, Массачусетс, СШАZ1376Оголовье и Имплантация гарнитуры; предотвращение высыхания мозга во время операции
проволока из нержавеющей стали с покрытием PFA-диаметр 0,008 дюйма с полосатыми концамиA-M systems, Sequim, Вашингтон, США791400ECoG Гарнитура и электрод сравнения для ECoG 
Проволока платиновая 24AWG World Precision Instruments, Сарасота, Флорида, СШАЭлектрод сравнения PTP201для записи кремниевого зонда 
Предметные стекла микроскопа Shandon Colorfrost PlusThermoFisher Scientific, Уолтем, Массачусетс, США99-910-01Гистология
Нержавеющая сталь ОголовьеСтар Рапид, Китайизготовленная на заказ детальОголовье и Имплантация гарнитуры; дизайн доступен по запросу
Стереотаксический аппаратKOPF, Туджунга, Калифорния, СШАМодель 940 Стереотаксический инструмент для мелких животных с цифровым дисплеем КонсольОголовье и Имплантация гарнитуры
Система микроманипулятора

Ссылки

  1. Wu, F., et al. Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals. Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).
  2. Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).
  3. Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning. Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).
  4. Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
  5. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).
  6. Nunez-Elizalde, A. O., et al. Neural correlates of blood flow measured by ultrasound. Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).
  7. Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. Open source silicon microprobes for high throughput neural recording. J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).
  8. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  9. Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).
  10. Dias, M., et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 8 (4), (2021).
  11. Gao, Z. R., et al. Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation. Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).
  12. Atluri, N., et al. Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption. Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).
  13. Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).
  14. Frontera, J., et al. Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey. Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).
  15. Weber, F., et al. Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons. Nat Commun. 9 (1), 354(2018).
  16. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  17. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).
  18. Pythagorean theorem. , Available from: https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845 (2024).
  19. The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml (2024).
  20. Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery. IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).
  21. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Sci Rep. 9, 111(2019).
  22. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).
  23. Peters, A. petersaj/AP_histology. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).
  24. Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. Solving the spike sorting problem with Kilosort. , (2023).
  25. Akam, T., Walton, M. E. pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition. Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).
  26. Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. Brainstem circuits for locomotion. Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).
  27. Benarroch, E. E. Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control. Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).
  28. Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. Neural control of breathing and CO2 homeostasis. Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).
  29. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Регистрация сигналов из ствола мозгакремниевые зондырегистрация отдельных нейроновстереотаксическая операцияпроцедура краниотомиинейронная активностьанестезия севофлураномвентролатеральная часть периакведукта серого вещества
Острая одноединичная многоэлектродная запись из ствола мозга мышей с фиксированной головой
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.