В настоящем исследовании подчеркиваются преимущества использования метода, разработанного Джеффри и Хамфри для извлечения и количественного определения жирорастворимых пигментов из микроводорослей. Этот метод служит ценным инструментом для оценки влияния факторов роста на продукцию хлорофилла и содержание клеток в этих организмах.
Методическая статья
Оценка влияния факторов роста на продукцию хлорофиллов а и в из микроводорослей
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Микроводоросли содержат две основные группы пигментов: хлорофиллы и каротиноиды. Хлорофилл – это зеленый пигмент, который поглощает световую энергию и преобразует ее в химическую энергию, способствуя синтезу органических соединений. Этот пигмент служит ценным первичным источником для биотехнологических продуктов в пищевой, фармацевтической и косметической промышленности благодаря своим высоким антиоксидантным свойствам и красящим свойствам. Целью данного исследования была оценка влияния факторов роста (концентрация CO2 , цвет и интенсивность света) с помощью экспериментального дизайна Taguchi L4 на рост клеток и содержание хлорофилла a и b в клетках Chlorella sorokiniana с последующей валидацией метода с использованием Haematococcus pluvialis микроводоросли в качестве дополнительной модели для исследования. Количественный рост клеток определяли с помощью спектрофотометрического метода оптической плотности на длине волны 550 нм. Для количественного определения хлорофиллов был получен клеточный экстракт с использованием 90% чистого раствора ацетона, а затем концентрации хлорофиллов a и b количественно определяли с помощью спектрофотометрических методов на длинах волн 647 нм и 664 нм, согласно методу, описанному Jeffrey and Humphrey. Экспериментальные результаты показали, что контроль условий низкого присоединенияCO2 , фиолетового света и низкой интенсивности света увеличивает как рост клеток, так и концентрацию хлорофиллов a и b в клетках. Реализация этого метода количественного определения хлорофилла позволяет быстро, просто и точно определить содержание хлорофилла, поскольку используемые длины волн находятся на пиках поглощения обоих типов хлорофиллов, что делает этот метод легко воспроизводимым для любых изучаемых микроводорослей.
Введение
В последние годы растущие экологические проблемы, вызванные антропогенной деятельностью, и ее негативное воздействие на здоровье и баланс экосистем привели к поиску более эффективных и экологически чистых производственных систем. Это ускорило процессы в промышленности и способствовало внедрению биомедикационных процедур и разработке биосоединений для смягчения этих вредных последствий1.
Этот контекст привел к значительному росту изучения микроводорослей, что обусловлено необходимостью поиска инновационных решений текущих экологических и экономических проблем. Микроводоросли процветают в водной среде, используя солнечный свет и углекислый газ в качестве источников энергии и углерода соответственно. Эта характеристика делает их устойчивой и перспективной альтернативой для производства различных ценных продуктов. Исследования в этой области были сосредоточены на понимании физиологии и метаболизма этих клеток, а также на разработке эффективных технологий их культивирования и переработки2.
Существует очевидная потребность в разработке доступных и надежных инструментов для изучения микроводорослей для ускорения исследовательских процессов и углубления понимания их физиологии, метаболизма и потенциального применения. Эти инструменты должны позволить проводить оперативный анализ влияния факторов окружающей среды и производства на ключевые параметры, такие как концентрация хлорофилла, которая является фундаментальным показателем здоровья и развития этих организмов. Снижение содержания хлорофилла может указывать на экологический стресс, дефицит питательных веществ или заболевания.
Эти зеленые пигменты играют решающую роль в фотосинтезе, улавливая энергию солнечного света для преобразования углекислого газа и воды в глюкозу и кислород и составляют от 0,5% до 5% биомассы микроводорослей. Помимо своей важной роли в поддержании жизненных процессов, хлорофиллы нашли применение в различных отраслях промышленности. Экстракты хлорофилла используются в пищевой промышленности и производстве напитков в качестве натуральных красителей, придавая продуктам яркие зеленые оттенки, а также обладая антиоксидантными свойствами. Кроме того, добавки на основе хлорофилла набирают популярность в секторе здоровья и хорошего самочувствия из-за их предполагаемого детоксикационного и противовоспалительного действия. Используя многогранные свойства хлорофилла, промышленность может разрабатывать инновационные продукты, способствующие как визуальной привлекательности, так и благополучию потребителей.
В связи с этим одной из микроводорослей, имеющих большое биотехнологическое значение, является C. sorokiniana. Этот микроорганизм отличается быстрыми темпами роста, что делает его очень эффективным в производстве биомассы. Кроме того, C. sorokiniana отличается разнообразным содержанием высокопитательных соединений, включая белки, липиды и витамины, что делает его ценным для различных применений в продуктах питания, кормахи производстве биотоплива. Кроме того, было обнаружено, что этот вид микроводорослей продуцирует внеклеточные ферменты с различными функциями, открывая возможности для биотехнологических применений, таких как очистка сточных вод, биоремедиация и фармацевтика4. В дополнение к быстрому росту и универсальному применению, C. sorokiniana также демонстрирует значительный потенциал для производства хлорофилла. Являясь фотосинтезирующим микроорганизмом, C. sorokiniana обладает механизмами, необходимыми для синтеза хлорофилла, который составляет от 0,5% до 5% биомассы микроводорослей3. Эта способность делает C. sorokiniana привлекательным кандидатом для производства хлорофилла в промышленных масштабах и обещает стать устойчивым решением насущных экологических и пищевыхпроблем5.
С другой стороны, еще одним видом микроводорослей, представляющим значительный интерес, является H. pluvialis. Эта микроводоросль известна своим производством астаксантина, мощного антиоксидантного пигмента с многочисленными промышленными применениями. Астаксантин служит защитным механизмом для фотосистемы H. pluvialis , защищая ее от окислительного стресса, вызванного факторами окружающей среды. Этот пигмент пользуется большим спросом в косметической, нутрицевтической промышленности и аквакультуре благодаря своим антиоксидантным свойствам и потенциальной пользе для здоровья. Обладая обширной способностью продуцировать астаксантин, H. pluvialis представляет собой многообещающее направление для разработки инновационных продуктов, отвечающих различным промышленным и потребительским потребностям6.
Недавние исследования также выявили потенциал H. pluvialis1 для производства хлорофилла, что еще больше повысило его промышленное значение. Например, в исследовании изучалось содержание хлорофилла в H. pluvialis при различных условиях роста и было обнаружено, что при оптимальных параметрах культивирования H. pluvialis демонстрирует замечательные темпы производства хлорофилла, превосходящие показатели других видов микроводорослей7. Это открытие подчеркивает потенциал H. pluvialis в качестве устойчивого источника хлорофилла, предлагая новые возможности для его использования в различных отраслях промышленности.
Протокол
1. Приготовление питательных сред и посевного материала
- Приготовьте 1 л питательной среды 3N-BBM+ V(CCAP) (макроэлементы: NaNO3 [0,75 г л-1], CaCl2 [0,019 г л-1], MgSO4 [0,019 г л-1], K2HPO4 [0,057 г л-1], NaCl [0,025 г л-1], KH2PO4 [0,175 г л-1]; микроэлементы: Na2 EDTA [0,0186 г л-1], FeCl3 [0,0024 г L-1], MnCl2 [0,001 г L-1], ZnCl2 [1,25 x 10-4 г L-1], CoCl2 [5 x 10-5 г L-1], Na2MoO4 [9,98 x 10-5 г L-1])8 и стерилизуют в течение 15 мин при 121 °C и давлении 1,5 фунта на квадратный дюйм.
- Инокулировать колбу 1 л питательной среды в приблизительной концентрации 3 х 106 клеток мл-1 для микроводоросли C. sorokiniana; Или добавьте от 5% до 10% (v/v) инокулюма в питательную среду.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для поддержания стерильных условий рекомендуется использовать капюшон с ламинарным потоком, перчатки, лабораторный халат и маску для лица. - Инкубируют инокулированную колбу при источниках красного света с приблизительной интенсивностью от 3 600 до 4 200 лк, при температуре от 22 до 26 °С, с фотопериодом 12 ч в свете и 12 ч в темноте для C. sorokiniana и 16 ч в светлой и 8 ч в темноте для H. pluvialis, и вручную перемешивают каждые 24 ч. Примерно в течение 7 дней для обоих штаммов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Выдерживайте в условиях роста не менее 7-10 дней (до получения интенсивного зеленого цвета) для C. sorokiniana и 10-12 дней для H. pluvialis. Для получения концентрата микроводорослей, который будет служить инокулюмом в кинетике, необходимо удалить надосадочную среду из образующихся водорослей. - В стерильной среде наполните стерильные конические центрифужные пробирки объемом 15 мл приблизительно 10 мл инокулированной среды и центрифугируйте при давлении 3000 x g в течение 20 минут при температуре 25-30 °C.
- В стерильных условиях надосадочную жидкость удаляют с помощью микропипетки или путем наливания и концентрирования биомассы в стерильной конической центрифужной пробирке объемом 50 мл.
- Повторяйте этот процесс по мере необходимости до тех пор, пока не будет получен необходимый для кинетики объем инокулята.
- Измерьте оптическую плотность (наружный диаметр550 нм) инокулюма, чтобы определить клеточную концентрацию микроводорослей и храните его при температуре 3-4 °C до готовности к использованию.
ПРИМЕЧАНИЕ: Прямой подсчет клеток первоначально проводился для корреляции концентрации клеток с абсорбцией. После подсчета инокулят можно хранить в холодильнике не более 4 дней.
2. Изучение кинетики роста
- Приготовьте необходимое количество 3N-BBM+ V(CCAP), подходящее для каждого эксперимента (8 л для испытаний на уровне фотобиореактора для C. sorokiniana и 0,5 л для испытаний на уровне колбы для H. pluvialis) в соответствии со стандартными лабораторными процедурами, обеспечив надлежащую стерилизацию.
- Как для фотобиореактора, так и для колб настройте источник света на желаемый цветовой спектр (синий на 460 нм, фиолетовый, смесь 460 нм и 630 нм для C. sorokiniana и красный на 630 нм для H. pluvialis); Накройте обе системы, чтобы избежать внешних световых помех.
Примечание: Из-за изменения длины волны, излучаемой каждым светоизлучающим диодом, спектрорадиометрия была выполнена с использованием спектрорадиометра на источниках света для определения длины волны и мощности излучения каждого диода9. Фиолетовый свет был получен путем объединения красных и синих светодиодов, в результате чего длина волны составила 460 нм с мощностью излучения 1,65 Вт нм-1 для синих светодиодов и 630 нм с мощностью излучения 0,6 Вт нм-1 для красных светодиодов. Эти измерения использовались для испытаний, проводимых исключительно под синим и красным светом. - Запрограммируйте таймер на чередование 12-часовых световых и 12-часовых темновых циклов для C. sorokiniana и 16-часовых световых и 8-часовых темных циклов для H. pluvialis.
- Подключите систему аэрации CO2 к емкости для культивирования фотобиореактора для обеспечения подачи углекислого газа с интервалом в 12 часов для C. sorokiniana.
- Инокулируют культуральный сосуд достаточным объемом предварительного инокулята для достижения исходной клеточной плотности 3 х 105 клеток мл-1 или ее эквивалента по оптической плотности (наружный диаметр550 нм) = 0,180.
ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте асептическую технику во время инокуляции, чтобы предотвратить загрязнение. - Образец культуры с регулярными интервалами 12 ч для C. sorokiniana и 8 ч для H. pluvialis для мониторинга роста клеток и физиологических параметров. Соберите образцы с использованием стерильных методов для поддержания целостности культуры.
3. Количественное определение хлорофиллов
ПРИМЕЧАНИЕ: Данные для количественного определения сотовой связи представлены в Дополнительном файле 1.
- Поместите 40 мл образца в пластиковые конические центрифужные пробирки.
- Центрифугируйте при давлении 3 000 x g в течение 20 минут при 15 °C и удалите надосадочную жидкость путем декантации или с помощью пастеровской пипетки.
- Переложите клеточную гранулу в стеклянную трубку, покрытую алюминиевой фольгой и завинчивающейся крышкой, чтобы предотвратить окисление.
- Суспендируйте клеточную гранулу 3 мл 90% чистого раствора ацетона с помощью вихря.
- Ультразвуковую обработку взвешенного образца на ледяной бане в течение двух циклов по 5 мин каждый и дать ему отдохнуть при температуре 4 °C в течение 16 ч10 мин.
- Через 16 ч снова провести ультразвуковую обработку в тех же условиях, упомянутых на предыдущем этапе (шаг 3.5), и снова центрифугировать в ранее описанных условиях (шаг 3.2).
- Отделите пигментный экстракт с помощью пастеровской пипетки и переложите его в другую чистую пробирку, защищенную от света.
- Поместите экстракт пигмента в кварцевую ячейку для считывания в спектрофотометре на длинах волн 630 нм, 647 нм и 664 нм.
ПРИМЕЧАНИЕ: Предварительно откалибруйте спектрофотометр с 90% ацетоном. - Для расчета концентраций хлорофилла используют следующие уравнения11:
Хлорофилл А = 11,93 А664 - 1,93 А647
Хлорофилл b = 20,36 А647 - 5,50 А664
ПРИМЕЧАНИЕ: Результаты выражаются в мкг-мл-1 экстракта, которые умножаются на объем экстракта и делятся на количество мл образца для получения концентраций хлорофилла в мкг-мл-1 культуры. - Для получения значений в μg chl cell-1 используют следующую формулу:
μг chl клетка-1 = μг chl в 1 мл культуры / [клетки мл-1] концентрация клеток в культуре.
Результаты
Для наблюдения за эффективностью метода обнаружения вариаций концентрации хлорофилла в клетках и оценки влияния факторов роста у C. sorokiniana был разработан экспериментальный дизайн Taguchi L4 , в котором оценивалось добавление объемаCO2 , цвет света и интенсивность света. Каждый фактор оценивался на низком и высоком уровнях, как показано в таблице 1, в условиях, определенных планом эксперимента в таблице 2.
После завершения экспериментального процесса результаты показали, что сочетание низкой добавкиCO2, фиолетового света и высокой интенсивности света (C1, P,I2), соответствующей лечению 2, увеличивает рост микроорганизмов до 7,83 x 105 клеток мл-1. С другой стороны, содержание хлорофилла было выше при обработке 4 в условиях C2, P, I2, достигая концентрации 5,92 x 10-7 г cel-1 в течение 132 ч (рис. 1), что совпадало с фиолетовым светом и высокой интенсивностью света в качестве оптимальных уровней факторов в обоих случаях.
В то же время аналогичное поведение наблюдалось по всем четырем оцениваемым линиям. Тем не менее, явная благоприятность наблюдалась в испытаниях, проведенных под фиолетовым светом. Эта закономерность предполагает, что фиолетовый свет может положительно влиять на результаты, потенциально способствуя созданию оптимальных условий для роста или активности клеток. Эти результаты подчеркивают важность тщательного учета условий освещения в биологических экспериментах.
На основе статистического анализа был получен график основных эффектов. На рисунке 2 можно увидеть, как каждый уровень оцениваемых факторов влияет на продукцию хлорофилла в C. sorokiniana. Наилучшими условиями для производства хлорофилла были высокая добавка CO2, фиолетовый свет и высокая интенсивность света (C2, P, I2), где цвет и концентрация углекислого газа имеют очень близкие значения значимости, в то время как интенсивность света оказывает более низкое значимое влияние на оцениваемые переменные отклика.
Кроме того, была построена контрастная диаграмма (рис. 3), показывающая поведение концентрации хлорофилла в клетках в зависимости от эффекта добавления объемаСО2 и цвета света, воздействию которого они подвергались.
Было замечено, что фиолетовый свет (смесь синего и красного света) и высокая интенсивность света значительно способствуют росту микроорганизмов и производству хлорофилла. Между тем, высокая добавкаСО2 влияет на оба параметра положительно и отрицательно соответственно, так как увеличивает концентрацию хлорофилла в клетках до максимума во время эксперимента, но препятствует росту микроорганизмов. Тем не менее, заметно, что при фиолетовом свете объемное добавление CO2 на 20 с импульсов CO2 каждые 12 ч при расходе 8,5 фут³ ч-1 обеспечивает благоприятный отклик для обоих параметров.
Для валидации метода и результатов, полученных от C. sorokiniana, был проведен подтверждающий тест на уровне колбы на H. pluvialis в условиях красного света из-за его естественной способности разрушать хлорофилл для синтеза астаксантина в стрессовых условиях, которые индуцировались через 168 ч за счет увеличения солености среды. Был построен график концентраций (рис. 4), на котором максимальная концентрация хлорофилла была получена через 0 ч с концентрацией 1,41 x 10-7 мкг cel-1. При этом в связи с естественным поведением микроводорослей наблюдалось снижение концентрации хлорофилла, что свидетельствует о возможных физиологических изменениях в исследуемой биологической модели. Это дополнительно проиллюстрировано на рисунке 5, на котором показана микрофотография C. sorokiniana (рисунок 5A) и две микрофотографии H. pluvialis: одна в зеленой фазе (рисунок 5B) и одна в фазе изменения и выработки астаксантина (рисунок 5C). Интересно, что, несмотря на это снижение, не произошло никаких помех от присутствия каротиноидных соединений, которые, в свою очередь, являются жирорастворимыми пигментами, присутствующими в них; Это убедительное доказательство селективности и воспроизводимости метода у микроводорослей с различными способностями и поведением.
На графике показано снижение общей концентрации хлорофилла на протяжении всего эксперимента. Примечательно, что наблюдается увеличение хлорофилла а по сравнению с хлорофиллом b через 50 ч, где концентрация хлорофилла b значительно снижается. Наиболее существенное снижение концентрации хлорофилла происходит в конце фазы экспоненциального роста. Это снижение связано с выработкой каротиноидов у H. pluvialis.
Аналогичным образом, анализ состава хлорофилла а и в был проведен для обработки с наибольшей продукцией C. sorokiniana (C1, P, I2) на рисунке 6. В отличие от H. pluvialis, продукция хлорофиллов демонстрировала последовательное увеличение на протяжении всего периода экспериментов, который анализировался исключительно в течение экспоненциальной фазы. Было замечено, что, как и H. pluvialis, хлорофилл а первоначально присутствует в меньших пропорциях, чем хлорофилл b в начале эксперимента; Тем не менее, эти пропорции претерпевают заметное изменение на отметке 50 часов, при этом хлорофилл А демонстрирует более высокую скорость производства, чем хлорофилл В .
Аналитический метод, использованный в этом исследовании, доказал свою эффективность в обнаружении изменений внутри биологической модели и между различными биологическими моделями. Эти результаты подчеркивают чувствительность и точность аналитического метода, позволяя детально понять динамику хлорофилла внутри и между биологическими системами. Такие знания бесценны для разгадки сложных механизмов, управляющих синтезом и метаболизмом пигментов, прокладывая путь к дальнейшему прогрессу в биотехнологических и экологических исследованиях.
Рисунок 1: Содержание хлорофилла в клетках при экспериментальном дизайне обработок. Клеточное содержание хлорофилла в Chlorella sorokiniana измерялось при различных экспериментальных методах лечения. Данные представлены в виде стандартного отклонения для n = 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 2: График основных эффектов содержания хлорофилла в клетках. График основных эффектов, иллюстрирующий влияние различных обработок на содержание хлорофилла в клетках Chlorella sorokiniana. Данные представлены в виде стандартного отклонения для n = 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 3: Контурный график концентрации хлорофилла в клетках. Контурная диаграмма, показывающая взаимосвязь между концентрацией хлорофилла в клетках, концентрациейCO2 и цветом света. Цвет света представлен осью 1 как синий, а ось 2 — фиолетовым, с промежуточными уровнями, указывающими на добавление красного света. Данные представлены в виде стандартного отклонения для n = 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 4: Концентрация хлорофилла во время кинетики роста H. pluvialis . Концентрация хлорофилла измерялась в зависимости от кинетики роста Haematococcus pluvialis. Данные представлены в виде стандартного отклонения для n = 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 5: Микрофотографии C. sorokiniana и H. pluvialis. Микрографические изображения Chlorella sorokiniana (A) и Haematococcus pluvialis, иллюстрирующие один экземпляр в зеленой фазе (B) и другой в ранней красной фазе (C). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 6: Концентрация хлорофилла во время кинетики роста C. sorokiniana . Концентрация хлорофилла измерялась в зависимости от кинетики роста Chlorella sorokiniana. Данные представлены в виде стандартного отклонения для n = 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
| Фактор | Низкий уровень | Высокий уровень |
| Добавка CO2 (L) | С1 | С2 |
| Цвет света | Синий (B) | Фиолетовый (P) |
| Интенсивность света (люкс) | Я1 | Я2 |
Таблица 1: Факторы и уровни кинетики. Обзор кинетических факторов и их соответствующих уровней: C1 = 0,078 L; С2 = 0,15 л; B = синий свет; P = фиолетовый свет; I1 = 550 люкс; I2 = 1200 люкс.
| Лечение | Добавление CO2 | Цвет света | Интенсивность света (люкс) |
| (Л) | |||
| 1 | С1 | B | Я1 |
| 2 | С1 | P | Я2 |
| 3 | С2 | B | Я1 |
| 4 | С2 | P | Я2 |
Таблица 2: Дизайн эксперимента и методы лечения. Краткое описание плана эксперимента и примененных методов лечения: C1 = 0,078 л; С2 = 0,15 л; B = синий свет; P = фиолетовый свет; I1 = 550 люкс; I2 = 1200 люкс.
Дополнительный файл 1: Данные количественного определения сотовой связи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Обсуждение
Сравнительное исследование между H. pluvialis и C. sorokiniana выявило значимые различия в динамике продукции хлорофилла. В то время как H. pluvialis демонстрировала снижение концентрации хлорофилла на протяжении всего эксперимента, C. sorokiniana показала устойчивое увеличение. Кроме того, первоначально наблюдалась более низкая доля хлорофилла а у обоих видов, но это соотношение менялось в определенных условиях роста, что может указывать на индукцию продукции указанных хлорофиллов посредством селективности или воздействия определенных длин волн. Эти результаты свидетельствуют об уникальной реакции каждого вида на экспериментальные условия, подчеркивая чувствительность аналитического метода, используемого для обнаружения изменений внутри и между биологическими моделями. Способность различать тонкие изменения в пропорциях хлорофилла а и b дает новое понимание регуляции синтеза пигмента в микроводорослях, что может иметь значительные последствия в таких областях, как биотехнология и экологические исследования.
Обнаружение периодов повышенной выработки хлорофилла имеет решающее значение из-за его роли в качестве основного пигмента в процессе фотосинтеза. Хлорофилл А необходим для улавливания световой энергии и преобразования ее в химическую энергию, которая затем используется для управления клеточным ростом и метаболизмом. Таким образом, увеличение выработки хлорофилла указывает на повышение фотосинтетической способности организмов, предполагая оптимальные условия для роста микроорганизмов12; Это подтверждает наблюдение у C. sorokiniana о том, что тесты, в которых была получена более высокая концентрация хлорофилла, были теми, в которых был получен больший рост клеток, что дает ценную информацию о том, когда условия окружающей среды наиболее благоприятны для развития и размножения фотосинтезирующих микроорганизмов.
В частности, понимание пропорций хлорофилла в H. pluvialis особенно интригует, поскольку они могут давать важные сигналы о стрессовом статусе микроводорослей. Когда условия становятся неблагоприятными, например, при сильном освещении или недостатке питательных веществ, микроводоросли могут снижать выработку хлорофилла и вместо этого синтезировать каротиноидные пигменты, такие как астаксантин11. Этот переход от фаз зеленого роста, характеризующихся высокой концентрацией хлорофилла, к фазам, богатым астаксантином, индуцированным стрессом, благоприятен для максимизации выхода астаксантина. Это подчеркивает важность мониторинга уровня хлорофилла в качестве показателя реакции на стресс и динамики производства пигмента при культивировании H. pluvialis .
Кроме того, несмотря на то, что ограничения метода немногочисленны из-за его высокой селективности, необходимы такие меры предосторожности, как хранение экстрактов вдали от света для предотвращения окисления и тщательное обращение с центрифугированными образцами для устранения мутности из остатков биомассы. Кроме того, недостатком метода является требование относительно больших объемов образцов, особенно для разбавленных сред или длительных кинетических исследований на уровне колбы, что может создавать логистические проблемы. Эти соображения подчеркивают важность тщательного планирования эксперимента и обработки образцов для максимального повышения эффективности методов анализа хлорофилла в исследованиях микроводорослей.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Авторы выражают благодарность за частичное финансирование со стороны TecNM в рамках Призыва к научным исследованиям, технологическому развитию и инновациям (16898.23-P) для Institutos Tecnologicos Federales. Они также высоко оценивают поддержку со стороны Instituto de Ciencia, Tecnología e Innovación del Estado de Michoacán de Ocampo (FCCHTI23_ME-4.1.-0001).
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| C3H6O | Meyer | 67-64-1 | Ацетон 90% |
| 15 мл Пробирка | Biologix | 10-9502 | Пробирка |
| 2510-DTH | Branson | D-73595 | Соникатор |
| 5 мл завинчивающаяся крышка пробирка | Kimax | 45066-13100 | Пробирка |
| для 50 мл центрифужная пробирка | Biologix | 10-9151 | Пробирка |
| Алюминиевая фольга | стандарта Reynolds | 611, 12 дюймов x 1000 футов | Крышка пробирки |
| CaCl2 | Meyer | 0925-250 | Центрифуга на основе хлорида кальция |
| Dynamica | 14 R | Центрифуга охлаждаемая | |
| CoCl2 | Merck | 1057-100 | Дихлорид кобальта |
| FeCl3 | Merck | 157740 | Хлорид железа (III) |
| K2HPO4 | Meyer | 2051-250 | Дикалийфосфат |
| KH2PO4 | Meyer | 2055-250 | Монокалийфосфат |
| MgSO4 | Meyer | 1605-250 | Микропипетка сульфата магния |
| LabNet | Model Beta-Pette | Micropipette | |
| MnCl2Merck | 429449 | Хлорид марганца(II) | |
| Na2 EDTA | Merck | 200-449-4 | Edatamil, Edetato Динатриевая соль дигидрат |
| Na2MoO4 | Merck | 243655 | Молибдат натрия |
| NaCl | Meyer | 2365-500 | Натрия хлорид |
| NaNO3 | Meyer | 2465-250 | Нитрат натрия |
| RGB светодиодная лента | Steren | GAD-LED2 | Light |
| источник Спектрофотометр | PerkinElmer | Модель Lambda35 | Спектрофотометр Спектрорадиометр |
| Gigahertz-Optik | модель BTS256 | ||
| Vortex | Scientific Industries | Vortex-Genie® 2 | Vortex |
| ZnCl2 | Merck | 208086 | Цинк Хлорид |
Ссылки
- Ramírez, M. E., Rendón, L., Veléz, Y. Microalgas para la industria alimenticia. , 1ra edición, Universidad Pontífica Bolivariana. http://hdl.handle.net/20.500.11912/2306 (2013).
- Khan, M. I., Shin, J. H., Kim, J. D. The promising future of microalgae: Current status, challenges, and optimization of a sustainable and renewable industry for biofuels, feed, and other products. Microb Cell Fact. 17 (1), 36(2018).
- Otero-Paternina, A. S. M., Cruz-Casallas, P. Effect of the hydrocarbon phenanthrene on Chlorella vulgaris (Chlorellaceae) growth. Acta Biol Col. 18 (1), 87-98 (2013).
- Pancha, I., et al. Salinity-induced oxidative stress enhanced the biofuel production potential of microalgae Scenedesmus sp. CCNM 1077. Bioresour Techno. 189, 341-348 (2015).
- Ortiz, M. L., Cortés, C. E., Sánchez, J., Padilla, J., Otero, A. M. Evaluating microalgae Chlorella sorokiniana growth in different culture mediums in autotrophic and mixotrophic conditions. Orinoquia. 16 (1), 11-20 (2012).
- Camacho Kurmen, J. E., González, G., Klotz, B. Astaxanthin production in Haematococcus pluvialis under different stress conditions. Nova. 11 (19), 94-104 (2013).
- Pérez Zambrano, E., Ayala Agudelo, Y. Production of chlorophyll and astaxanthin from Haematococcus pluvialis under nitrogen deficiency stress in a 5-liter Biostat Aplus bioreactor. , Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. https://repositorio.unicolmayor.edu.co/handle/unicolmayor/2735 (2019).
- Bischoff, H. W., Bold, H. C. Phycological studies IV. Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species. University of Texas. 6318, 95(1963).
- Cerezo, R. LED characterization through the use and programming of a spectrometer. Universidad Politécnica de. 22323, (2013).
- Arredondo, B. O. Analytical methods and tools for microalgal biomass evaluation. , CIBNOR. México. http://dspace.cibnor.mx:8080/handle/123456789/1403 (2017).
- Couso, I., Vila, M., Vigara, J., Cordero, B. F., Vargas, M. Á Synthesis of carotenoids and regulation of the carotenoid biosynthesis pathway in response to high light stress in the unicellular microalga Chlamydomonas reinhardtii. Eur J Phycol. 47 (3), 223-232 (2012).
- Vera-López, F., Martínez, A. Pigments in microalgae: Functions, applications, and overproduction techniques. BioTechnology. 25 (5), 35-51 (2021).
Перепечатки и разрешения
