Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Микрофлюидика в оценке функции тромбоцитов

2.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67214

⸱

8 ноября 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Trauma and Transfusion Medicine Research Center, Department of Surgery, University of Pittsburgh

В этой статье

Краткое содержание

Можно оценить функцию тромбоцитов под действием потока и смоделировать гемостатическую реанимацию с помощью микрофлюидного устройства, которое применяется в травматологии и трансфузионной медицине.

Аннотация

Микрофлюидика включает в себя физиологически значимые субстраты и потоки, которые имитируют сосудистую сеть и, следовательно, являются ценным инструментом для изучения аспектов тромбоза и гемостаза. В средах с большим сдвигом, имитирующих артериальный поток, микрофлюидный анализ облегчает изучение функции тромбоцитов, поскольку богатые тромбоцитами тромбы образуются в локализованной стенотической области проточного канала. Использование устройств, которые позволяют использовать небольшой объем образца, может дополнительно помочь в оценке функции тромбоцитов в потоке из образцов пациентов с ограниченным объемом или животных моделей. Изучение образцов пациентов с травмами или образцов после переливания тромбоцитарных продуктов может помочь в определении терапевтических стратегий для групп пациентов, у которых функция тромбоцитов имеет решающее значение. В этой модели также могут быть изучены эффекты ингибирования тромбоцитов с помощью фармакологических агентов. Целью данного протокола является создание микрофлюидной платформы, которая включает в себя физиологический поток, биологические поверхности и соответствующие гемостатические механизмы для оценки функции тромбоцитов с последствиями для изучения травматической коагулопатии и трансфузионной медицины.

Введение

Травма является одной из основных причин смерти и инвалидности во всем мире. Тяжелая травма часто осложняется уникальным эндогенным нарушением гемостаза и тромбоза, называемым травматической коагулопатией (ТИК)1. Тромбоциты играют решающую роль при ТИК, и они были описаны как обладающие как адаптивными, так и дезадаптивными функциями2. Механизмы дисфункции тромбоцитов после травмы остаются неясными, и существует острая необходимость в лучшем понимании клеточного ответа для разработки улучшенной реанимации и терапии. Еще одной неприятной проблемой, связанной с функцией тромбоцитов после травмы, является неопределенность надежности имеющихся показаний функции тромбоцитов у пациента с травмой.

Многочисленные исследования показали, что даже пациенты с легкими травмами, без известного фенотипа клинического кровотечения, имеют аномальную функцию тромбоцитов при использовании обычного тестирования функции тромбоцитов, такого как агрегометрия 3,4. Тем не менее, ограничения в агрегометрии для оценки функции тромбоцитов в условиях травмы включают отсутствие физиологически значимой поверхности повреждения, редукционистский подход к стимуляции агонистов, разведение образцов с помощью импедансной агрегометрии цельной крови, разделение плазмы с помощью агрегометрии оптического пропускания света и оценку застойных образцов. Кроме того, остается неясным, представляет ли эта чувствительность функции тромбоцитов истинную клеточную дисфункцию или артефакт измерения, такой как повышенный исходный электрический импеданс, в условиях травмы2. Таким образом, изучение соответствующих функций тромбоцитов в контексте травмы имеет решающее значение для понимания TIC, и в этой области есть значительные возможности для инноваций и улучшений.

Платформы, традиционно используемые для изучения функции тромбоцитов, не включают динамику и поток жидкости, что может иметь решающее значение для понимания дисфункции тромбоцитов, связанной с травмой и коагулопатией, вызванной травмой5. Механизмы гемостаза, которые зависят от потока, включают удлинение фактора Виллебранда (VWF) при высоком сдвиге, выше критической скорости сдвига, и захват тромбоцитов с помощью гликопротеина 1b 6,7,8, который не захватывается с помощью анализа застойной функции тромбоцитов. Кроме того, тромбоциты преимущественно связываются с VWF или фибриногеном в зависимости от режима кровотока и играют дифференцированную роль в артериальном и венозном тромбозе 9,10. Артериальные тромбы в основном состоят из тромбоцитов, в то время как венозные тромбы в основном состоят из эритроцитов, основанных, в частности, на режимах потока11. Анализы, включающие режимы потока, могут помочь в выяснении дисфункций, относящихся к спектру фенотипов TIC, от гипокоагуляции и фенотипов кровотечения до гиперкоагуляции и тромботических фенотипов. Наконец, ограничения по объему забора крови в популяциях пациентов с травмами могут затруднить традиционное функциональное тестирование тромбоцитов. В то время как такие анализы, как проточная цитометрия, могут и должны использоваться в этих обстоятельствах, результаты часто отражают физическую характеристику образца, а не функциональную оценку гемостаза.

В то время как механизмы дисфункции тромбоцитов могут быть не до конца поняты при травме, моделирование дисфункции тромбоцитов in vitro, например, с антагонистами P2Y12, также может помочь в изучении терапевтических вмешательств. Гемостатическая реанимация критически важна для пациентов с травмами, когда продукты крови переливаются сбалансированным подходом для лечения шока, коагулопатии и эндотелиального повреждения либо цельной кровью, либо компонентами крови (эритроцитами, плазмой и концентратами тромбоцитов) в соотношении единиц 1:1:1 12,13,14. У пациентов с травмами раннее использование препаратов крови связано с улучшением выживаемости15,16. Для продления срока годности все чаще изучаются тромбоцитарные продукты, хранящиеся в холоде. Исследование тромбоцитов, хранящихся в холоде, показывает повышенную гемостатическую активность, а также безопасность при переливании крови после травмы17,18.

Эволюция реанимации тромбоцитов, хранящихся в холоде, подчеркивает необходимость проведения дополнительных тестов, чтобы понять, какой тромбоцитарный продукт наиболее эффективен при травме. Тем не менее, традиционные анализы функции тромбоцитов часто подвергаются чрезмерной или недостаточной потенциации для выявления дисфункции, возникающей как у пациента с травмой, получающего терапевтическое переливание тромбоцитов, так и у самого переливаемого продукта, наблюдаемой при повреждениях при накоплении тромбоцитов. Определение происхождения дисфункции может быть сложной задачей, учитывая ограничения в современных анализах функции тромбоцитов, в том числе статический характер большинства этих тестов. Таким образом, при изучении гемостатической реанимации in vitro платформа и методы обнаружения как реципиентных, так и продуктовых тромбоцитов имеют решающее значение для определения оптимальных терапевтических вмешательств.

Микрофлюидное тестирование предлагает профили потока и биофиделические поверхности для создания физиологически релевантного анализа для изучения тромбоцитов. Микрофлюидные устройства могут быть настроены для изучения определенной патофизиологии или типов травм, таких как пункция сосудов19 или повреждение эндотелия20. Эти устройства обычно состоят из полидиметилсилоксана (PDMS), прикрепленного к предметному стеклу стеклянного микроскопа с модификациями поверхности, такими как коллаген, для имитации субэндотелия и повреждения тканей. Использование этих типов устройств на основе потока может помочь в проведении исследований дисфункции тромбоцитов, связанных с травмой, и помочь в изучении оптимальных подходов трансфузионной медицины для улучшения дисфункции тромбоцитов. Эти стратегии могут помочь прояснить существующую путаницу в отношении актуальности статических анализов тромбоцитов, таких как агрегометрия, у пациента с травмой.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все исследования проводились в соответствии с институциональными рекомендациями. Было получено одобрение от Управления по защите исследований человека Университета Питтсбурга и получено информированное согласие от здоровых добровольцев.

1. Подготовка микрофлюидных устройств

  1. Чтобы изготовить часть устройства PDMS, подготовьте мастер-форму с использованием латуни с помощью микрообработки с числовым программным управлением (ЧПУ).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от размеров канала, для создания мастер-формы могут использоваться методы фотолитографии. Устройство, используемое в данном протоколе, включает в себя восемь параллельных микромеханических каналов шириной приблизительно 480 мкм, высотой 140 мкм на входе и выходе устройства и высотой 40 мкм на стенозе устройства, с длиной пандуса в/от стенозирующей области приблизительно 0,3 мм. Длина канала составляет примерно 6 мм.
  2. С помощью полученной мастер-формы вылейте силиконовую эластомерную основу (полученную из набора эластомеров) в чашку для взвешивания. Добавьте силиконовый отвердитель (полученный из набора эластомеров), который способствует сшивке цепей силиконового полимера для преобразования жидкого PDMS в прочное и гибкое твердое вещество в соотношении 10:1 (базовый агент) и хорошо перемешайте смесь.
  3. Поместите форму в чашку Петри и вылейте на форму неотвержденный PDMS. Поместите чашку Петри в вакуумный эксикатор на 30 минут, чтобы удалить пузырьки.
  4. Завершите отверждение PDMS в мастер-форме, поместив ее в печь, настроенную на 70 °C, на 90 минут.
  5. После полного отверждения PDMS вырежьте микрофлюидный слепок с помощью бритвенного лезвия или скальпеля. Пробейте отверстия по краям каналов (1,5 мм в диаметре с обеих сторон).
  6. С помощью лабораторной ленты очистите поверхность предметного стекла и протравленную сторону микрофлюидного слепка. При необходимости используйте сжатый воздух для удаления оставшегося мусора.
  7. Поместите предметное стекло и микрофлюидный слепок травленой стороной вверх в плазменный очиститель. Запустите вакуумный насос, загерметизируйте камеру и включите плазменный очиститель на высокую настройку. Оставьте предметное стекло и PDMS в плазменном очистителе на 30 с, затем выключите плазменный очиститель и снимите вакуум.
  8. Свяжите очищенный плазмой литой материал и предметное стекло вместе, аккуратно прижав друг к другу стороны, которые были обращены вверх в плазменном очистителе. Затем поместите микрофлюидное устройство в духовку/конфорку при температуре 70 °C на 10 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не прикладывайте слишком большого давления при склеивании литого литья и стекла вместе, так как это может привести к потере морфологии канала.
  9. Промойте каждую камеру 10-30 μл 70% этанола для стерилизации и дайте микрофлюидному устройству высохнуть на горячей плите при температуре 70 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Устройства должны быть изготовлены не менее чем за 24 часа, но могут быть изготовлены за недели или месяцы. Устройства следует хранить в герметичном контейнере или закрытой чашке Петри при комнатной температуре.
  10. За день до эксперимента с микрофлюидным устройством повторно промойте каждую камеру 10-30 мкл 70% этанола для стерилизации и дайте микрофлюидному устройству высохнуть на конфорке при температуре 70 °C.
  11. Покройте камеру реагентом для фибриллярного коллагена лошадей 1-го типа (1 мг/мл), разведенным в 0,9% NaCl в объемном соотношении 1:5 через назначенное выходное отверстие к назначенному входу. Убедитесь, что направленность в эксперименте сохраняется. Храните устройство в теплом, влажном закрытом контейнере, чтобы предотвратить испарение коллагена с покрытием внутри канала.
  12. Через 1 час промойте фосфатно-солевым буфером (PBS), чтобы вымыть раствор коллагена. Заподлицо в направлении, противоположном нанесению покрытия. Когда устройство не используется, храните его в теплом, влажном закрытом контейнере.

2. Подготовка образца крови

  1. Получите образец цитратной цельной крови с помощью венепункции. Инкубируйте цицитированную цельную кровь с раствором, блокирующим рецепторы ФК (1:600).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Образцы крови хранятся при комнатной температуре до и во время эксперимента.
  2. Инкубируйте цицитированную цельную кровь с флуоресцентно-конъюгированными (с использованием флуорофора выбора) антителами к CD41 (1:600). Заморочьте на 30 минут на качалке.
  3. В качестве положительного контроля ингибирования тромбоцитов добавьте Тикагрелор, антагонист рецепторов P2Y12, восстановленный в растворе 30% w/v 2-гидроксипропил-β-циклодекстрина (HP-β-CD) в PBS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо подготовить запасы тикагрелора до 6,4 мМ и провести дальнейшее разведение запасов тикагрелора в растворе HP-β-CD (30% HP-β-CD, растворенных в PBS) до начала эксперимента (рекомендуется 1000-кратная концентрация запаса).
  4. Инкубировать цитратный образец с тикагрелором (конечная концентрация до 6,4 мкМ) в течение 30 мин для наблюдения за ингибированием тромбоцитов.
  5. При смешивании продукта крови с цитратным образцом окрасьте продукт крови раствором, блокирующим рецептор ФК (1:600) и флуоресцентно-конъюгированным (с использованием отдельного флуорофора к цитратированному образцу) антителом CD41 (1:600).
    1. Смешайте объемный эквивалент единиц перелитого продукта с цитратным образцом. Например, чтобы смоделировать 2 единицы продуктов тромбоцитов, перелитых человеку с кровотечением (примерно 250 мл на продукт в общем объеме крови 5000 мл), смешайте 100 мкл продукта крови с 1000 мкл образца цитратной крови.
  6. Непосредственно перед экспериментом отфильтруйте образец крови через фильтр 40 мкм в стерильную микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл.

3. Проверка функции тромбоцитов под действием потока (Метод 1)

  1. Включите микроскоп и соответствующее программное обеспечение.
  2. Установите уровень отвода шприца насосом с помощью предметного столика микроскопа. Отрегулируйте настройки на шприцевой помпе.
    1. Рассчитайте объемный расход (Q) для желаемой средней скорости сдвига стенки (γ) 3 500 с-1 в стенотической области канала, используя уравнения (1) и (2)21.
      figure-protocol-1(1)
      figure-protocol-2(2)
      Где A — площадь поперечного сечения канала, P — увлажненный периметр, λ — коэффициент формы, b — короткая сторона прямоугольника (высота), а a — длинная сторона прямоугольника (ширина).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Значение 3,500 с-1 выбрано из-за критического сдвига VWF и находится в артериальном режиме 7,22,23.
  3. Поместите микрофлюидное устройство на предметный столик микроскопа. Прикрепите края микрофлюидного устройства к сцене, чтобы избежать движения. Убедитесь, что выходное отверстие обращено к задней части микроскопа.
  4. Подсоедините один конец трубки с внутренним диаметром 1/16 дюйма (длиной около 30 см) к локтевому соединителю, а другой конец — к шприцу объемом 10 мл с внутренним разъемом 1/16 дюйма.
  5. Наполните шприц стерильным PBS и подсоедините его к шприцевому насосу.
  6. Вставьте локтевый разъем в розетку устройства.
  7. Подготовьте впускные трубопроводы длиной около 10 см с коленчатым соединителем на одном конце и угловым вырезом на другом конце.
  8. Подсоедините входной угловой разъем к входу устройства.
  9. Поместите впускную линию в пробирку для отходов микроцентрифуги на угловом держателе.
  10. Используйте объектив 10x для размеров канала шириной около 500 μм и сосредоточьтесь на краях канала микрофлюидного устройства.
  11. Загрунтуйте трубопроводы PBS и очистите канал от PDMS/мусора, перемещая шприцевой насос вручную. Обязательно проверьте рядом с входом и выходом канала.
  12. Откройте сохраненные настройки захвата изображений или создайте процедуру захвата изображений временных рядов, снятых каждые 1–2 с с помощью светлопольного канала и флуоресцентных каналов, соответствующих флуоресцентным антителам к CD41, используемым в образце крови.
  13. Возьмите отфильтрованный образец цитированной крови и смешайте с помощью пипетирования вверх и вниз непосредственно перед экспериментом. Поместите образец на угловой держатель микроцентрифуги.
  14. Поместите впускную линию в образец.
  15. Начните запись снимка.
  16. Медленно извлеките шприц, чтобы заполнить мертвый объем в трубке. Как только кровь достигнет канала, немедленно нажмите кнопку воспроизведения на шприцевом насосе, чтобы возобновить поток с желаемой скоростью сдвига.
  17. При необходимости отрегулируйте фокус.
  18. Проводите эксперимент до тех пор, пока тромбоциты полностью не окклюзируют стенотическую область микрофлюидного устройства или до экспериментальной конечной точки (т.е. 10 минут).
  19. Убедитесь, что входная трубка погружена в образец крови на время эксперимента.
  20. После завершения эксперимента остановите захват изображения и остановите работу шприцевого насоса. Сохраните снимок.
  21. Снимите впускной соединитель колена и вылейте содержимое трубки в конус для отходов. Слейте содержимое шприца и выпускных линий также в коническую для отходов.
  22. При необходимости замените впускной и выпускной патрубки и трубки для последующих проб.

4. Проверка функции тромбоцитов в потоке с образцами малого объема (менее 1 мл) (метод 2)

  1. Повторите шаги с 1.1 по 1.4, как указано выше.
  2. Пробейте выпускное отверстие диаметром 1,5 мм и входное отверстие диаметром 3 мм по краям каналов.
  3. Повторите шаги с 1.6 по 3.6, как указано выше.
  4. Используйте объектив 10x для размеров канала шириной около 500 μм и сосредоточьтесь на краях канала микрофлюидного устройства.
  5. Очистите канал от PDMS/мусора, вручную переместив шприцевой насос и откачав доступную жидкость с помощью лабораторной салфетки. Удалите мусор с помощью лабораторной ленты в верхней части микрофлюидного устройства.
  6. Вручную продвиньте насос, чтобы заполнить впускной бачок диаметром 3 мм PBS.
  7. Откройте сохраненные настройки захвата изображений или создайте процедуру захвата изображений временных рядов, снятых каждые 1–2 с с помощью светлопольного канала и флуоресцентных каналов, соответствующих флуоресцентным антителам к CD41, используемым в образце крови.
  8. Начните забор на шприцевом насосе (вручную или с заданной скоростью) и как только PBS будет продвигаться в канал и линия наполнения в резервуаре пойдет вниз, приостановить забор на насосе.
  9. Удалите излишки PBS из резервуара с помощью пипетки.
  10. Запустите захват изображения.
  11. Нанесите образец крови пипеткой в резервуар (примерно 40 мкл) и немедленно запустите шприц для забора. Убедитесь, что поток запустился.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если двигатель шприцевого насоса для вывода не был заправлен на шаге 4.8, поток не начнется немедленно, и эксперимент следует повторить.
  12. Пополняйте резервуар с кровью на время эксперимента, следя за тем, чтобы в канал не попадали воздушные карманы.
  13. Проводите эксперимент до тех пор, пока тромбоциты полностью не окклюзируют стенотическую область микрофлюидного устройства или до экспериментальной конечной точки (т.е. через 10 минут).
  14. После завершения эксперимента остановите захват изображения и остановите работу шприцевого насоса. Сохраните снимок.
  15. Удалите избыток крови в резервуаре с помощью пипетирования. Вылейте содержимое отводной трубки в отработанную коническую трубку.
  16. При необходимости замените соединители и трубки для последующих образцов.

5. Обеззараживание

  1. Очистите входные и выходные линии от крови, промыв в 10% растворе отбеливателя.
  2. Если все каналы микрофлюидного устройства были использованы, выбросьте устройство в контейнер для биологически опасных отходов Sharps.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все биологические отходы должны быть утилизированы вместе с биологически опасными отходами надлежащим образом.

6. Анализ изображений

  1. Экспортируйте изображения из кинетических экспериментов с помощью программного обеспечения, нажав «Файл» | Экспорт/Импорт | Экспорт.
  2. Выберите следующие параметры: тип файла: Tagged Image File Format (TIFF); компрессия: LZW; проверить исходные данные и сдвинуть пиксель; снимите флажок Применить кривую отображения и цвет канала; отметьте Определить подмножество (Область, Прямоугольная область и выберите область канала с сохранением измерения ширины и высоты между условиями). Экспортируйте в нужную папку и отметьте галочкой «Создать папку».
  3. Обратите внимание на следующие экспериментальные значения в программном обеспечении: запуск кадра , когда кровь поступает в канал; частота кадров (информация, временные ряды).
  4. Измерьте нормализованную среднюю интенсивность флуоресценции каждого кадра в эксперименте с использованием кода Matlab, предоставленного в качестве дополнительного файла 1, изменяя следующие входные данные для каждого эксперимента: начальный кадр/конечный кадр в зависимости от длины эксперимента (убедитесь, что длина эксперимента сохраняется между условиями); название эксперимента/название папки; обрезка параметров X, Y, H и W. Запустите код один раз для флуоресцентного канала тромбоцитов получателя и один раз для флуоресцентного канала тромбоцитов продукта. Отчет о нормализованных значениях MFI (столбец 2) и нормализованных значениях AUC (нормализованных к начальному кадру). Вычтите значение длины эксперимента из нормализованного значения AUC.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Микрофлюидные эксперименты после использования этого метода должны показать образование богатых тромбоцитами тромбов в области стеноза проточного канала (рис. 1). На рисунке 1А показаны репрезентативные результаты, когда функциональные тромбоциты образовывали тромб в стенозированной области канала, блокируя кровоток через канал. Кривые средней интенсивности флуоресценции (MFI) кинетических изображений, полученных в течение эксперимента, иллюстрируют запаздывающу...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Вышеуказанный протокол включает в себя некоторые важные шаги для обеспечения надежности и воспроизводимости экспериментов. Во-первых, следует тщательно рассмотреть вопрос о флуоресцентных антителах. Антитела, используемые для обнаружения тромбоцитов в образце, не должны блокировать функцию рецептора гликопротеина Ib (GPIb) тромбоцитов. Согласование партий, когда это возможно между экспериментами, также имеет решающее значение для обеспечения воспроизводимости флуоресцентного сигнала. Еще...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Авторы выражают признательность и благодарят всех доноров крови, которые приняли участие, а также флеботомистов Исследовательской лаборатории травматологии и трансфузионной медицины и Центр клинических и трансляционных исследований UPMC Montefiore за помощь в сборе средств. SMS поддерживает K25HL161401. MDN поддерживается 1R01HL166944-01A1.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Equipments
Axio ObserverZeiss491917-0001-000
Bel-Art Space Saver Вакуумные десикаторыFisher Scientific08-594-15A
Fisherbrand Isotemp Цифровая мешалка с подогревомFisher ScientificFB30786161
Смеситель для нутацииFischer Scientific88-861-043
OHAUS Scout ВесыUlineH-5852
ДуховкаFisher Scientific15-103-0520
Плазменный очистительHarrickPDC-32G (115V)
Шприцевой насос (PHD ULTRA CP, I/W программируемый)Гарвардский аппарат883015
Zen 3.4ZeissBlue editionПрограммное обеспечение
<прочный>Материал
1/16 дюймов ID - Колючие угловые соединителиQosina11691
10 мл шприцFischer Scientific14-955-459
2-гидроксипропил-&бета;-циклодекстринCayman Chemicals1616930% растворенный в фосфате буферный физиологический раствор
40 микрон фильтрыFischer Scientific
антитело к CD41Novus Biologicals  NB100-2614Соотношение 1:600 в цельной крови
Коллагеновый реагент Chrono-Par ChronoLog Corporation385Соотношение 1:5 в 0,9% солевой
электронной микроскопии Sciences Miltex Biopsy Punch с поршнем, 3,0 ммFisher ScientificNC0856599
Eppendorf Snap-Cap Микроцентрифуга SafeLock Tubes, 1,5 млFisher Scientific05-402-25
Essendant 121 унция Clorox Бактерицидный отбеливательFischer Scientific50371500
этанолFisher Scientific07-678-00570%
Falcon Безопасная пыль DPSXLRCP сжатый газSupra1381978
человека TruStainBiolegend422302соотношение 1:600 в цельной крови
LevGo smartШпатель одноразовый полипропиленовый шпательFisher Scientific18-001-017
Предметные стекла для микроскопаFisher Scientific12-550-A3
Фосфат буферный физиологический растворGibco10010-023
Безопасность СкальпельFisher Scientific22-079-718
Солевой растворМиллипор5674420,90%
Весы из полистирола SartoriusFisher Scientific13-735-744
Superslip Cover Slip - Superslip No. 1.5Fisher Scientific12-541-055
SYLGARD 184 Набор силиконовых эластомеровFisher ScientificNC9285739полидиметилсилоксан (PDMS)
TicagrelorCayman Chemicals15425
Tygon PVC Прозрачные трубки 1/16" ID, 1/8" OD, 50 футов длинаMcMaster-Carr6516T11
Ultra-Machinable 360 Латунь СтерженьMcMaster-Carr8954K721Для изготовления мастер-форм
VacutainersBD363083
World Precision Instrument многоразовый биопсийный пуансон, 1,5 ммFisher ScientificNC1215626
NC1469671

Ссылки

  1. Moore, E. E., et al. Trauma-induced coagulopathy. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 1-23 (2021).
  2. Vulliamy, P., et al. Alterations in platelet behavior after major trauma: adaptive or maladaptive. Platelets. 32 (3), 295-304 (2021).
  3. Starr, N. E., et al. Identification of injury and shock driven effects on ex vivo platelet aggregometry: A cautionary tale of phenotyping. J Trauma Acute Care Surg. 89 (1), 20-28 (2020).
  4. Kutcher, M. E., et al. Characterization of platelet dysfunction after trauma. J Trauma Acute Care Surg. 73 (1), 13-19 (2012).
  5. Yakusheva, A. A., et al. Traumatic vessel injuries initiating hemostasis generate high shear conditions. Blood Adv. 6 (16), 4834-4846 (2022).
  6. Colace, T. V., Diamond, S. L. Direct observation of von Willebrand factor elongation and fiber formation on collagen during acute whole blood exposure to pathological flow. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (1), 105-113 (2013).
  7. Schneider, S. W., et al. Shear-induced unfolding triggers adhesion of von Willebrand factor fibers. Proc Natl Acad Sci USA. 104 (19), 7899-7903 (2007).
  8. Savage, B., Almus-Jacobs, F., Ruggeri, Z. M. Specific synergy of multiple substrate-receptor interactions in platelet thrombus formation under flow. Cell. 94 (5), 657-666 (1998).
  9. Savage, B., Saldívar, E., Ruggeri, Z. M. Initiation of platelet adhesion by arrest onto fibrinogen or translocation on von Willebrand factor. Cell. 84 (2), 289-297 (1996).
  10. Ruggeri, Z. M., Mendolicchio, G. L. Adhesion mechanisms in platelet function. Circ Res. 100 (12), 1673-1685 (2007).
  11. Chernysh, I. N., et al. The distinctive structure and composition of arterial and venous thrombi and pulmonary emboli. Sci Rep. 10 (1), 5112(2020).
  12. Holcomb, J. B., et al. Transfusion of plasma, platelets, and red blood cells in a 1:1:1 vs a 1:1:2 ratio and mortality in patients with severe trauma: The PROPPR randomized clinical trial. JAMA. 313 (5), 471-482 (2015).
  13. Shea, S. M., et al. Doing more with less: low-titer group O whole blood resulted in less total transfusions and an independent association with survival in adults with severe traumatic hemorrhage. J Thromb Haemost. 22 (1), 140-151 (2024).
  14. Cardenas, J. C., et al. Platelet transfusions improve hemostasis and survival in a substudy of the prospective, randomized PROPPR trial. Blood Adv. 2 (14), 1696-1704 (2018).
  15. Sperry, J. L., et al. Prehospital plasma during air medical transport in trauma patients at risk for hemorrhagic shock. N Engl J Med. 379 (4), 315-326 (2018).
  16. Meyer, D. E., et al. Every minute counts: Time to delivery of initial massive transfusion cooler and its impact on mortality. J Trauma Acute Care Surg. 83 (1), 19-24 (2017).
  17. Shea, S. M., et al. Cold-stored platelet hemostatic capacity is maintained for three weeks of storage and associated with taurine metabolism. J Thromb Haemost. 22 (4), 1154-1166 (2024).
  18. Sperry, J. L., et al. Early cold stored platelet transfusion following severe injury: a randomized clinical trial. Ann Surg. 280 (2), 212-221 (2024).
  19. Schoeman, R. M., et al. A microfluidic model of hemostasis sensitive to platelet function and coagulation. Cell Mol Bioeng. 10 (1), 3-15 (2017).
  20. Sakurai, Y., et al. A microengineered vascularized bleeding model that integrates the principal components of hemostasis. Nat Commun. 9 (1), 509(2018).
  21. Miller, C. Predicting non-Newtonian flow behavior in ducts of unusual cross section. Ind Eng Chem Fundamentals. 11 (4), 524-528 (1972).
  22. Kim, D., Bresette, C., Liu, Z., Ku, D. N. Occlusive thrombosis in arteries. APL Bioeng. 3 (4), 041502(2019).
  23. Kroll, M. H., Hellums, J. D., McIntire, L. V., Schafer, A. I., Moake, J. L. Platelets and shear stress. Blood. 88 (5), 1525-1541 (1996).
  24. Sorrells, M. G., Neeves, K. B. Adsorption and absorption of collagen peptides to polydimethlysiloxane and its influence on platelet adhesion flow assays. Micromachines. 11 (1), 62(2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Микрофлюидный анализфизиологический потоктромбоз и гемостазагрегация тромбоцитовобразцы пациентов с травмамиингибирование тромбоцитовпокрытие коллагеномфлуоресцентная микроскопияшприцевой насос
Микрофлюидика в оценке функции тромбоцитов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.