Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Исследовательская статья

Повышение фотосинтеза и эффективности использования воды у трансгенного сахарного тростника, экспрессирующего Arabidopsis DREB1A , в условиях стресса от засухи

735 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67861

⸱

3 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Agricultural Biotechnology Division, National Institute for Biotechnology and Genetic Engineering College, Pakistan Institute of Engineering and Applied Sciences (NIBGE-C, PIEAS), 2National Agricultural Research Center (NARC), 3Faculty of Agriculture and Veterinary Sciences, Superior University, 4Department of Laboratory & Blood Bank, Dr. Sulaiman Al Habib Medical Group, Qassim 51431, Saudi Arabia, 5Department of Horticulture, Faculty of Agriculture, University of the Punjab, 6Department of Biology, College of Science, Princess Nourah bint Abdulrahman University, P.O. Box 84428, Riyadh 11671, Saudi Arabia, 7Institute of Molecular Biology and Biotechnology (IMBB), The University of Lahore, 8School of Life Sciences, Nantong University

В этой статье

Краткое содержание

В этом исследовании оценивается засухоустойчивость, опосредованная Arabidopsis DREB1A у трансгенного сахарного тростника. В условиях стресса наблюдалось усиление фотосинтеза, эффективность использования воды и накопление биомассы. DR-21 продемонстрировал самую высокую экспрессию DREB1A , повышая устойчивость к засухе. Полученные результаты дают представление о молекулярных механизмах и предлагают потенциальную стратегию для разработки устойчивых к изменению климата сортов сахарного тростника в регионах с ограниченными водными ресурсами.

Аннотация

Стресс от засухи накладывает критическое ограничение на урожайность сахарного тростника, тем самым обуславливая необходимость разработки стрессоустойчивых сортов для устойчивого сельского хозяйства. Целью настоящего исследования было повышение засухоустойчивости сахарного тростника путем введения гена Arabidopsis DREB1A под контроль стресс-индуцируемого промотора rd29A . Трансгенные линии сахарного тростника были получены с помощью трансформации, опосредованной бомбардировкой частицами, и впоследствии оценены с помощью молекулярных, физиологических и агрономических оценок в контролируемых условиях и условиях засухи.

Молекулярный анализ подтвердил стабильную интеграцию трансгенов, при этом трансгенные линии демонстрируют до 10-кратного увеличения экспрессии DREB1A по сравнению с растениями дикого типа. Физиологические оценки показали, что в условиях стресса от засухи при 60% полевой емкости (ФК) трансгенные линии поддерживали скорость фотосинтеза (PN), которая была на 224-270% выше, устьичная проводимость (г/с) увеличилась на 84-167%, а относительное содержание воды (RWC) увеличилось на 25-31% по сравнению с нетрансгенным контролем. Кроме того, листья трансгенного сахарного тростника продемонстрировали улучшенную осмотическую регуляцию и эффективность использования воды. Агрономические оценки также выявили значительное улучшение роста и продуктивности растений. В условиях стресса от засухи (60% FC) трансгенные линии показали на 76-109% большую высоту тростника, а диаметр тростника на 71-86% больше. Биомасса побегов увеличилась на 39-87%, а биомасса корней увеличилась на 65-103%.

Кроме того, процент Брикса, свидетельствующий о накоплении сахарозы, увеличился на 36-55% у трансгенных растений при 60% FC. Эти результаты устанавливают устойчивую корреляцию между экспрессией DREB1A , повышенной физиологической устойчивостью и улучшенной агрономической эффективностью в условиях засухи. Способность трансгенного сахарного тростника, экспрессирующего DREB1A, поддерживать более высокую фотосинтетическую активность, превосходную эффективность использования воды и повышенное накопление биомассы подчеркивает его потенциал в качестве генетической стратегии для создания устойчивых к засухе сортов сахарного тростника. Это исследование предлагает новое понимание молекулярных механизмов, лежащих в основе засухоустойчивости, и предлагает многообещающий подход к обеспечению устойчивого выращивания сахарного тростника в регионах с дефицитом воды.

Введение

Сахарный тростник (Saccharum officinarum L.) является второй крупной товарной культурой Пакистана, в основном выращиваемой из-за высокого содержания сахарозы. Однако оптимальная производительность редко достигается из-за периодической нехватки воды 1,2. Он является членом семейства травяных Poaceae и сгруппирован в кладу PACCAD подсемейства Panicoideae3. Представители этой клады часто упоминаются как травы теплого сезона и демонстрируют систему фотосинтеза C4 4. Основным способом фиксацииСО2 в сахарном тростнике является фотосинтезС4 с минимальным фотодыханием5. ТравыC4, такие как сахарный тростник, могут фиксировать большеCO2, чем травыC3, производя более высокие уровни сахарозы и демонстрируя лучшую эффективность использования азота (NUE) и эффективность использования воды (WUE)6,7,8. Тем не менее, требования к влажности почвы для сахарного тростника довольно высоки 9,10,11.

В связи с изменением климата и ограниченным доступом к воде выращивание высокоурожайных сортов сахарного тростника, устойчивых к водному стрессу, имеет решающее значение 12,13,14. Устойчивость растений к водному стрессу является мультигенным признаком, на который влияют интенсивность, время и продолжительность стресса. Из-за географического положения Пакистана (30,3753° с.ш., 69,3451° в.д.) традиционные методы селекции невозможны из-за низкой цветучести и жизнеспособности пыльцы15. Таким образом, сортоулучшение с помощью традиционной селекции зависит от генетической изменчивости и последующего отбора желаемых агрономическихпризнаков. В этом контексте трансформация генов, связанных со стрессом, с помощью генной инженерии является одним из наиболее перспективных альтернативных подходов к повышению стрессоустойчивости растений 17,18,19.

Абиотические стрессовые реакции у растений регулируются семействами множественных факторов транскрипции (TF) и цис-действующими элементами, включая WRKY, MYB, bHLH, ERF и NAC. Эти ТФ регулируют сети в осмотической корректировке, поглощении активных форм кислорода (АФК), устьичной регуляции и путях передачи сигналов о стрессе 20,21,22,23,24,25,26. Например, WRKY TFs модулируют передачу сигналов стресса через ABA-зависимые пути, в то время как белки MYB регулируют биосинтез флавоноидов и функцию устьиц в условиях стресса от засухи. Аналогичным образом, факторы bHLH и ERF взаимодействуют с передачей сигналов этилена, тем самым повышая устойчивость к засухе28. Учитывая сложность реакции на стресс, ориентация на ключевые регуляторы, такие как DREB1A, является многообещающей стратегией для повышения устойчивости к засухе.

В этом исследовании мы изучили роль ArabidopsisDREB1A в трансгенном сахарном тростнике, уделяя особое внимание его влиянию на фотосинтез, водные отношения и характеристики урожайности в условиях водного стресса. Роль DRE-связывающих белков (DREB) в модуляции устойчивости к водному стрессу была описана ранее 27,29,30. Например, Kasuga et al. отметили, что DREB положительно регулирует экспрессию последовательности DRE у Arabidopsis thaliana31. Более того, многие исследователи предположили, что трансгенный сахарный тростник сверхэкспрессирует DREB1A демонстрирует конститутивную экспрессию стресс-индуцируемых генов и более высокий уровень сахара, чем сахарный тростник дикого типа 17,28,32,33.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Генерация rd29A: вектор экспрессии DREB1A (Рисунок 1)
Полноразмерную открытую рамку считывания DREB1A (ORF, 651.н.) амплифицировали из кДНК Arabidopsis thaliana L. с использованием ген-специфических праймеров, включающих сайты рестрикции BamHI и EcoRI: прямой 5/-GGCGGATCCATGAACTCATTCTGCT-3/ и обратный 5/-GGCGAATTCTTAATAACTCCATAACGA-3/. Аналогичным образом, промотор rd29A (499.н.) амплифицировали из геномной ДНК Arabidopsis с использованием праймеров, содержащих сайты KpnI и BamHI: прямой 5/-GCG GGTACCCCTATTAGAACGATTAAGGAG-3/ и обратный 5/-GGCGGATCCGGTGGTTCCTCTTTGATCC-3/. ПЦР-реакции проводили в объеме 25 мкл, содержащем 2,5 мкл 10-кратного ПЦР-буфера, 1,5 мМ MgCl2, 0,2 мМ каждого дНТФ, 0,4 мкМ каждого праймера, 1 Ед Taq-ДНК-полимеразы и 1 мкл ДНК-матрицы (примерно 100 нг для геномной ДНК или 50 нг для кДНК), с добавлением воды, не содержащей нуклеаз, к конечному объему. Условия амплификации фрагментов промотора DREB1A и rd29A были следующими: начальная денатурация при 95 °C в течение 3 мин; 35 циклов денатурации при 95 °С в течение 30 с, отжига при 58 °С в течение 30 с и удлинения при 72 °С в течение 1 мин; с последующим окончательным удлинением при температуре 72 °C в течение 7 минут. Амплифицированные продукты растворяли на 0,7% агарозном геле и очищали гелем с помощью набора для экстракции геля в соответствии с протоколом производителя.

Амплифицированные продукты ПЦР промотора DREB1A и rd29A клонировали в вектор клонирования pTZ57R/T с использованием клонирования TA, и продукты подвергали секвенированию по Сэнгеру для подтверждения. Последовательность DREB1A (Accession No. AM992886) был представлен в GenBank (промотор rd29A был вставлен в сайты KpnI и BamHI, а кодирующая последовательность DREB1A была вставлена ниже по потоку в сайты BamHI и EcoRI, тем самым заменив исходный промотор 2x35S и позиционировав DREB1A под контролем rd29A. Итоговая кассета (rd29A::DREB1A::CamV) была вырезана с использованием KpnIи EcoRV и клонирована в область Т-ДНК бинарного вектора pGA482 для создания конструкции, используемой для трансформации растений (рис. 1). После первоначального секвенирования по Сэнгеру для валидации клонированных продуктов дальнейшая проверка секвенирования не проводилась.

Анализ последовательности генов
С помощью референсного биоинформатического инструмента был проведен филогенетический анализ белковых последовательностей AtDREB1A и DREB1 от 13 различных видов двудольных и однодольных видов, который был сравнен с помощью метода соседского соединения. Аминокислотные последовательности были получены из Phytozome (http://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html) и GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/). Анализ множественного выравнивания последовательностей был выполнен с помощью онлайн-программы Clustal Omega. После того, как основные последовательности были получены от Phytozome и GenBank, больше нет необходимости в извлечении последовательностей.

Подготовка эксплантов и индукционного пистолета для каллуса20,34
Сорт сахарного тростника был выращен на экспериментальном поле в NIBGE, Фейсалабад. Через 6 месяцев верхняя часть здорового тростника была иссечена, чтобы извлечь апикальную область, которая была обрезана до терминальной почки. В стерильных условиях листовые скручивания были очищены на цилиндрические сегменты диаметром ~5 мм и поверхность стерилизованы 70% этанолом. Из области, непосредственно над апикальной меристемой, на одну трость получали примерно 10-15 апикальных дисков (размером ~3 мм). Диски культивировали на индукционной среде каллуса (CIM), как описано ранее 1,20,34. Через 4-6 недель полученные эмбриогенные Каллусы были субкультивированы на свежих КИМ для дальнейшей пролиферации. ПРИМЕЧАНИЕ: Использование 70% этанола для дезинфекции поверхностей было признано достаточным, и никаких дополнительных этапов стерилизации не потребовалось.

Генетическая трансформация rd29A: DREB1A в сахарном тростнике с помощью Gene Gun20,34
Пролиферировавшая эмбриогенная каллус располагалась в центре пластины Петри, содержащей КИМ. Через 3 дня каллусы подвергали бомбардировке позолоченным растительным экспрессируемым двоичным вектором pGA482, содержащим rd29A: DREB1A, с использованием биолистической пушки PDS-1000/He, как описано в деталях34. После бомбардировки небольшие порции каллусов культивировали на КИМ в течение 3 дней и помещали в темноту при 26 ± 2 °С. Затем каллусы культивировали на отборочной среде для каллуса (CSM), содержащей 60 мг/л генетина, субкультивировали на CSM каждые 10 дней и помещали в темноту при 26 ± 2o C.

Через 30 дней здоровые каллусы культивировали на селекционной среде для регенерации (RSM), содержащей антибиотик 60 мг/л, для получения побегов. Планшеты помещали в комнату для выращивания в течение 4 недель при контролируемой температуре (26 ± 2 °C), 16 ч/8 ч светлого/темнового фотопериода, 500 мкм м-2 с-1 интенсивности света и контролируемой влажности35. Регенерированные побеги здоровья культивировали на корнеотборочной среде (RtSM), содержащей антибиотик 60 мг/л, в стеклянных банках и помещали в помещение для выращивания в указанных условиях. Через 4-6 недель предполагаемые трансформанты переносили в небольшие пластиковые горшки со стерилизованной песчаной почвой и помещали в комнату для выращивания в указанных условиях. Более 10 дней не требуется субкультивирование на среде для отбора каллуса (CSM).

Молекулярное подтверждение трансгенных растений сахарного тростника
Как описано ранее, геномную ДНК выделяли из молодых листьев предполагаемых трансгенных ростков сахарного тростника с использованием метода экстракции CTAB36. Качество и концентрацию ДНК оценивали с помощью спектрофотометра NanoDrop и электрофореза в агарозном геле. ПЦР-амплификацию селективного маркерного гена nptII (750.о.) и трансгена DREB1A (651.о.) проводили с использованием ген-специфических праймеров, перечисленных в таблице 1. Каждая ПЦР-реакция объемом 25 мкл содержала 1x ПЦР-буфер, 2,5 мМ MgCl₂, 0,2 мМ dNTP каждый, 0,4 мкМ каждого праймера, 1 U Taq ДНК-полимеразы, ~100 нг геномной ДНК и деионизированную воду до объема. Реакции протекали в амплификаторе при следующих условиях: начальная денатурация при 95 °С в течение 3 мин; 35 циклов при температуре 94 °C в течение 30 с, 58 °C в течение 30 с, 72 °C в течение 45 с; с последующим окончательным удлинением при 72 °C в течение 5 мин. Продукты ПЦР определяли на 1% агарозном геле и визуализировали под ультрафиолетовым светом для подтверждения амплификации. ПЦР-положительные (T0) трансгенные саженцы затем переносили в большие земляные горшки и закаляли в контролируемых тепличных условиях до созревания. После созревания сегменты тростника из пяти случайно выбранных ПЦР-подтвержденных событий T₁ были посажены и размножены на микроучастках в течение 12 месяцев для получения достаточного количества клональных наборов для эксперимента по стрессу от засухи. Примечание: После подтверждения генов nptII и DREB1A дополнительные амплификации ПЦР не проводились.

Исследование экспрессии DREB1A
Относительная экспрессия DREB1A в стрессовых листьях трансгенных и нетрансгенных растений сахарного тростника была количественно определена с помощью ПЦР в реальном времени (кПЦР). Общую РНК выделяли из ~100 мг ткани листа с помощью экстракционного реагента в соответствии с протоколом производителя. Качество РНК проверяли с помощью электрофореза в агарозном геле и количественно определяли с помощью спектрофотометра. Для каждого образца 2 мкг РНК были подвергнуты обратной транскрибции с использованием набора для синтеза кДНК в соответствии с инструкциями поставщика, с олиго(dT) праймерами.

Полученная кДНК была использована в качестве матрицы для амплификации DREB1A мощностью 188.н. с использованием ген-специфичных праймеров: прямого 5'-ACAGAGGAGTTCGTCGGAGA-3' и обратного 5'-GAGTCTCCAAGCCGAGTCAG-3'. Каждая реакция кПЦР объемом 25 мкл содержала 12,5 мкл 2x SYBR Green qPCR Master Mix, 0,4 мкМ каждого праймера, 2 мкл разбавленной кДНК (~100 нг матрицы) и безнуклеазную воду для доведения объема до 25 мкл. Реакции проводили в трех экземплярах на термоамплификаторе с использованием следующей программы: начальная денатурация при 95 °C в течение 5 мин, затем 40 циклов при температуре 95 °C в течение 30 с, 56 °C в течение 30 с и 72 °C в течение 30 с, с окончательным продлением при 72 °C в течение 10 мин.

Для подтверждения эффективности и линейности реакций количественной ПЦР первоначально была построена стандартная кривая с использованием 10-кратных серийных разведений плазмидной ДНК, содержащей клонированный фрагмент DREB1A . Однако для анализа экспрессии относительная количественная оценка проводилась с использованием метода 2−ΔΔCt 37. Ген актина служил эндогенным эталоном, а уровень экспрессии DREB1A в каждой трансгенной линии был нормализован до уровня контроля дикого типа. Все значения Ct были собраны с использованием автоматических базовых и пороговых настроек, рекомендованных программным обеспечением прибора. Были приняты только кривые плавления с одинарными, острыми пиками, подтверждающие специфику. Высококачественная, недеградированная РНК имела важное значение для точного количественного определения. Нечистые или деградированные образцы РНК были исключены, чтобы избежать снижения надежности синтеза кДНК и последующего анализа экспрессии генов.

Исследование DREB1A -опосредованных изменений в сахарном тростнике: эксперимент по водному стрессу20,34
Через 1 год на глубину 5 см в земляные горшки, содержащие 18 кг почвы, были посеяны три репликации из пяти сегментов тростника (по два узла на сегмент) трансгенных и нетрансгенных (дикого типа) растений (ECe 1,34; 2,72 рияла; рН 7,8). Применялись три режима водного стресса: 100, 80 и 60% FC (Таблица 2). Фотосинтетическая активность сахарного тростника (PN, E и gs) и водные отношения растений (Ψw, Ψs и RWC) были изучены через 12 месяцев. Не стоит менять установленные водные режимы, так как это скажется на консистенции обработок.

Определение фотосинтетической активности
После 180 дней водного стресса параметры газообмена — скорость фотосинтеза (PN), скорость транспирации (E) и устьичная проводимость (г/с) — были измерены как в трансгенных, так и в диких растениях сахарного тростника с помощью портативной портативной системы фотосинтеза. Измерения проводились в период с 09:00 до 11:00 утра с использованием третьего полностью развернутого листа с верхушки каждого растения. Выбранный лист был аккуратно вставлен во встроенную прозрачную камеру для листьев (площадь зажима 3 см2 дюйма), обеспечивая полный контакт без складок и препятствий. Условия окружающей среды регистрировались системой в режиме реального времени, в то время как интенсивность света поддерживалась на уровне около 1000 мкмоль/м-2 с-1 при естественном солнечном свете. Прибору позволяли уравновешиваться в течение 30-60 с до тех пор, пока не были получены стационарные показания для ассимиляцииCO2 и обмена водяного пара. Внутренние датчики прибора автоматически регистрировали температуру листьев, относительную влажность и концентрациюCO2 в окружающей среде. Для каждого генотипа и лечения измерения были воспроизведены по крайней мере на трех биологически независимых растениях, а данные хранились внутри компании, а затем экспортировались для анализа. Были приняты меры для поддержания постоянных условий окружающей среды на всех репликациях для обеспечения надежности данных.

Определение водного потенциала листьев и осмотического потенциала
Водный потенциал (Ψw) третьего полностью развернутого листа от верхушки растений определяли с помощью барокамеры типа Шоландера. Затем листья замораживали при -20 °C в пробирках объемом 1,5 мл, а клеточный сок, полученный из замороженных листьев, использовали для анализа осмотического потенциала (Ψс) с помощью осмометра.

Определение относительного содержания воды в листьях
Подробно изучено содержание воды в листьях растений трансгенного и дикого типа. Был измерен вес листьев в свежем виде, и листья были погружены в дистиллированную воду на ночь. Впоследствии регистрировали упругий вес листьев, тогда как сухой вес определяли путем инкубации листьев при 70 °C в течение 72 часов. Leaf RWC рассчитывался по следующей формуле:

figure-protocol-1
ПРИМЕЧАНИЕ: Для точного анализа осмотического потенциала с помощью осмометра листья должны быть заморожены при температуре -20 °C после определения водного потенциала.

Атрибуты доходности
Характеристики урожайности сахарного тростника измерялись на стадии сбора урожая, такие как высота тростника (см), диаметр, количество поддающихся измельчению тростников, шкала Брикса (%), а также биомасса побегов и корней.

Статистический анализ
Полевые эксперименты (контролируемые с помощью забора) проводились с использованием рандомизированной схемы полного блока с тремя повторами на обработку (пять растений на реплику; n = 15). Проведен двухфакторный дисперсионный анализ с целью анализа изменений различных агрономических и физиологических признаков на уровне значимости P ≤ 0,05.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Молекулярная характеристика трансгенных линий сахарного тростника
Кассета для экспрессии rd29A: DREB1A была сконструирована и клонирована в виде экспрессируемого растениями бинарного вектора pGA482 (Рисунок 1), который затем был преобразован в геном сахарного тростника с использованием метода биологически опосредованной трансформации и успешно получил трансгенные ростки сахарного тростника, как описано (Рисунок 2). Присутствие трансг...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Развитие устойчивости растений к водному стрессу имеет решающее значение в связи с продолжающимся расширением подверженных засухе регионов во всем мире. В качестве потенциально возможного биотехнологического подхода мы изучили роль DREB1A в устойчивости к водному стрессу в трансгенных линиях сахарного тростника. В предыдущих исследованиях сообщалось о роли транскрипционного фактора DREB1A в индуцировании экспрессии нескольких генов, которые обеспечивают толерантность к ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Номер проекта поддержки исследователей Университета принцессы Нуры бинт Абдулрахман (PNURSP2025R39), Университет принцессы Нуры бинт Абдулрахман, Эр-Рияд, Саудовская Аравия.

ДОСТУПНОСТЬ ДАННЫХ:
Все данные приведены в данной статье.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Вектор клонирования, pTZ57R/TFermentas, Вильнюс, Литва
инфракрасный газообменный анализаторBio-Rad, Калифорния, США
ОсмометрBio-Rad, Калифорния, США
ПЦР-машинаBio-Rad, Калифорния, США
Пистолет PDS-1000/He BiolisticThermoFisher Sceintific Inc, США
ПЦР в реальном времениThermoFisher Sceintific Inc, США
Набор для синтеза кДНК RevertAidCI-340, CID Bio-Science, Inc., США
Барокамера типа ШоландераSkye instruments, Лландриндод Уэллс, Бирмингем, Великобритания
Реагент ТРИзолWescor-5500, Логан, штат Юта, США

Ссылки

  1. Ali, S., et al. Climate change and its impact on the yield of major food crops: evidence from Pakistan. Foods. 6 (6), 39(2017).
  2. Farooq, N., Gheewala, S. H. Water use and deprivation potential for sugarcane cultivation in Pakistan. Journal of Sustainable Energy & Environment. 10, 33-93 (2019).
  3. Grass Phylogeny Working Group. Phylogeny and subfamilial classification of the grasses (Poaceae). Ann Mo Bot Gard. 88 (3), 373-457 (2001).
  4. Gibson, D. Grasses and grassland ecology. , Oxford University Press. New York. (2009).
  5. CarmoSilva, A. E., Powers, S. J., Keys, A. J., Arrabaça, M. C., Parry, M. A. Photorespiration in C grasses remains slow under drought conditions. Plant Cell Environ. 31 (7), 925-940 (2008).
  6. Pinto, H., Powell, J. R., Sharwood, R. E., Tissue, D. T., Ghannoum, O. Variations in nitrogen use efficiency reflect the biochemical subtype while variations in water use efficiency reflect the evolutionary lineage of C4 grasses at interglacial CO2. Plant Cell Environ. 39 (3), 514-526 (2016).
  7. Jobe, T. O., Zenzen, I., Rahimzadeh Karvansara, P., Kopriva, S. Integration of sulfate assimilation with carbon and nitrogen metabolism in transition from C3 to C4 photosynthesis. J Exp Bot. 70 (16), 4211-4221 (2019).
  8. Ye, Z. P., et al. Quantifying light response of leafscale wateruse efficiency and its interrelationships with photosynthesis and stomatal conductance in C3 and C4 species. Front Plant Sci. 11, 374(2020).
  9. Dingre, S., Gorantiwar, S. Determination of the water requirement and crop coefficient values of sugarcane by field waterbalance method in a semiarid region. Agric Water Manag. 232, 106042(2020).
  10. Hess, T. M., et al. A sweet deal? Sugarcane, water and agricultural transformation in subSaharan Africa. Global Environmental Change. 39, 181-194 (2016).
  11. Tammisola, J. Towards much more efficient biofuel crops-can sugarcane pave the way. GM Crops. 1 (4), 181-198 (2010).
  12. Pissolato, M. D., et al. Enhanced nitric oxide synthesis through nitrate supply improves drought tolerance of sugarcane plants. Front Plant Sci. 11, 970(2020).
  13. Diniz, C. A., et al. RB0442drought tolerant sugarcane cultivar. Crop Breed Appl Biotechnol. 19 (4), 466-470 (2019).
  14. Deng, Q., Dou, Z., Chen, J., Wang, K., Shen, W. Drought tolerance evaluation of intergeneric hybrids of BC3F1 lines of Saccharum officinarum × Erianthus arundinaceus. Euphytica. 215 (12), 1-13 (2019).
  15. Shahid, M., Khan, F., Saeed, A., Fareed, I. Variability of red rotresistant somaclones of sugarcane genotype S97US297 assessed by RAPD and SSR. Genet Mol Res. 10 (3), 1831-1849 (2011).
  16. Khan, M. A., et al. Evaluation of new sugarcane genotypes developed through fuzz: correlation of cane yield and yield components. Pakistan J Applied Sci. 3 (4), 270-273 (2003).
  17. De Paiva Rolla, A. A., et al. Phenotyping soybean plants transformed with RD29A:AtDREB1A for drought tolerance in the greenhouse and field. Transgenic Res. 23 (1), 75-87 (2014).
  18. Bihmidine, S., et al. Activity of the Arabidopsis RD29A and RD29B promoter elements in soybean under water stress. Planta. 237 (1), 55-64 (2013).
  19. Chaves, M., Davies, B. Drought effects and water use efficiency: improving crop production in dry environments. Funct Plant Biol. 37 (2), iii-vi (2010).
  20. Raza, G., et al. Overexpression of an H+PPase gene from Arabidopsis in sugarcane improves drought tolerance, plant growth and photosynthetic responses. Turkish J Biol. 40 (1), 109-119 (2016).
  21. Augustine, S. M., et al. Overexpression of EaDREB2 and pyramiding of EaDREB2 with the pea DNA helicase gene (PDH45) enhance drought and salinity tolerance in sugarcane (Saccharum spp. hybrid). Plant Cell Rep. 34 (2), 247-263 (2015).
  22. Reis, R. R., et al. Induced overexpression of AtDREB2ACA improves drought tolerance in sugarcane. Plant Sci. 221 - 222, 59-68 (2014).
  23. Molinari, H. B. C., et al. Evaluation of the stressinducible production of proline in transgenic sugarcane (Saccharum spp.): osmotic adjustment, chlorophyll fluorescence and oxidative stress. Physiologia Plantarum. 130 (2), 218-229 (2007).
  24. Zhang, S. Z., et al. Expression of the Grifola frondosa trehalose synthase gene and improvement of droughttolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). J Integr Plant Biol. 48 (4), 453-459 (2006).
  25. Iwasaki, T. The dehydrationinducible RD17 (COR47) gene and its promoter region in Arabidopsis thaliana (accession no. AB004872). Plant Physiol. 115, 1287(1997).
  26. YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. A novel cisacting element in an Arabidopsis gene is involved in responsiveness to drought, lowtemperature or highsalt stress. Plant Cell. 6 (2), 251-264 (1994).
  27. Li, X., et al. Heterologous expression of the Arabidopsis DREB1A/CBF3 gene enhances drought and freezing tolerance in transgenic Lolium perenne plants. Plant Biotechnol Rep. 5, 61-69 (2011).
  28. Saint Pierre, C., Crossa, J. L., Bonnett, D., YamaguchiShinozaki, K., Reynolds, M. P. Phenotyping transgenic wheat for drought resistance. J Exp Botany. 63 (5), 1799-1808 (2012).
  29. Qin, F., et al. Regulation and functional analysis of ZmDREB2A in response to drought and heat stresses in Zea mays L. Plant J. 50 (1), 54-69 (2007).
  30. Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. Molecular responses to drought and cold stress. Curr Opin Biotechnol. 7 (2), 161-167 (1996).
  31. Kasuga, M., Liu, Q., Miura, S., YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. Improving plant drought, salt and freezing tolerance by gene transfer of a single stressinducible transcription factor. Nat Biotechnol. 17 (3), 287-291 (1999).
  32. Morran, S., et al. Improvement of stress tolerance of wheat and barley by modulation of expression of DREB/CBF factors. Plant Biotechnol J. 9 (2), 230-249 (2011).
  33. Liu, Q., et al. Two transcription factors, DREB1 and DREB2, with an EREBP/AP2 DNAbinding domain separate two cellular signal transduction pathways in drought and lowtemperatureresponsive gene expression, respectively, in Arabidopsis. Plant Cell. 10 (8), 1391-1406 (1998).
  34. Raza, G. Engineering drought tolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). , QuaidiAzam University. Islamabad, Pakistan. (2013).
  35. Basso, M. F., et al. Improved genetic transformation of sugarcane (Saccharum spp.) embryogenic callus mediated by Agrobacterium tumefaciens. Curr Protoc Plant Biol. 2 (3), 221-239 (2017).
  36. Richards, E., Reichardt, M., Rogers, S. Preparation of genomic DNA from plant tissue. Curr Protoc Mol Biol. 27 (1), 2.3.1-2.3.7 (1994).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using realtime quantitative PCR and the 2^-ΔΔCT method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  38. Blum, A. Drought resistance, wateruse efficiency and yield potential-are they compatible, dissonant or mutually exclusive. Australian J Agricultural Res. 56 (11), 1159-1168 (2005).
  39. Pinto, R. S., et al. Heat and drought adaptive QTL in a wheat population designed to minimize confounding agronomic effects. Theor Appl Genet. 121 (6), 1001-1021 (2010).
  40. Li, T., et al. a DREBbinding transcription factor from Daucus carota, enhances drought tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana and modulates lignin levels by regulating ligninbiosynthesisrelated genes. Environ Exp Bot. 169, 103896(2020).
  41. Nie, J., et al. The AP2/ERF transcription factor CmERF053 of Chrysanthemum positively regulates shoot branching, lateral root and drought tolerance. Plant Cell Rep. 37, 1049-1060 (2018).
  42. Kasuga, M., Miura, S., Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. A combination of the Arabidopsis DREB1A gene and stressinducible RD29A promoter improved drought and lowtemperature stress tolerance in tobacco by gene transfer. Plant Cell Physiol. 45 (3), 346-350 (2004).
  43. Datta, K., et al. Overexpression of Arabidopsis and rice stressgeneinducible transcription factors confers drought and salinity tolerance to rice. Plant Biotechnol J. 10 (5), 579-586 (2012).
  44. Ravikumar, G., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A transcription factor greatly improves drought stress tolerance in transgenic indica rice. Transgenic Res. 23 (3), 421-439 (2014).
  45. BhatnagarMathur, P., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A in transgenic peanut (Arachis hypogaea L.) increases transpiration efficiency under waterlimiting conditions. Plant Cell Rep. 26, 2071-2082 (2007).
  46. Qin, F., et al. Cloning and functional analysis of a novel DREB1/CBF transcription factor involved in coldresponsive gene expression in Zea mays L. Plant Cell Physiol. 45 (8), 1042-1052 (2004).
  47. Pellegrineschi, A., et al. Stressinduced expression in wheat of the Arabidopsis thaliana DREB1A gene delays water stress symptoms under greenhouse conditions. Genome. 47 (3), 493-500 (2004).
  48. Li, X. P., et al. Soybean DREbinding transcription factors that are responsive to abiotic stresses. Theor Appl Genetics. 110, 1355-1362 (2005).
  49. Gao, S. Q., et al. A cotton (Gossypium hirsutum) DREbinding transcription factor gene, GhDREB, confers enhanced tolerance to drought, high salt and freezing stresses in transgenic wheat. Plant Cell Rep. 28, 301-311 (2009).
  50. Dubouzet, J. G., et al. OsDREB genes in rice (Oryza sativa L.) encode transcription activators that function in drought, highsalt and coldresponsive gene expression. Plant J. 33 (4), 751-763 (2003).
  51. Morgan, J. M. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu Rev Plant Physiol. 35, 299-319 (1984).
  52. Gupta, A. S., Berkowitz, G. A. Osmotic adjustment, symplast volume and nonstomatal water stress inhibition of photosynthesis in wheat. Plant Physiol. 85 (4), 1040-1047 (1987).
  53. Gunasekera, D., Berkowitz, G. A. Evaluation of contrasting cellularlevel acclimation responses to leaf water deficits in three wheat genotypes. Plant Sci. 86 (1), 1-12 (1992).
  54. Brini, F., Hanin, M., Mezghani, I., Berkowitz, G. A., Masmoudi, K. Overexpression of wheat Na⁺/H⁺ antiporter TNHX1 and H⁺pyrophosphatase TVP1 improve salt and droughtstress tolerance in Arabidopsis thaliana plants. J Exp Bot. 58 (2), 301-308 (2007).
  55. Vadez, V., Rao, S., Sharma, K., BhatnagarMathur, P., Devi, M. J. DREB1A allows for more water uptake in groundnut by a large modification in the root/shoot ratio under water deficit. Journal of SAT Agricultural Research. 5 (1), 1-5 (2007).
  56. Vadez, V., Rao, J. S., BhatnagarMathur, P., Sharma, K. DREB1A promotes root development in deep soil layers and increases water extraction under water stress in groundnut. Plant Biol. 15 (1), 45-52 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

DREB1A
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.