Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Перфузия почек крыс с помощью нормотермического аппарата для трансплантации

1.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 января 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает экс виво нормотермическую машинную перфузию почки крысы для последующей трансплантации в крысу-реципиента.

Аннотация

Метод нормотермической машинной перфузии (NMP) — это перспективная технология сохранения органов, предоставляющая экс-виво платформу для оценки и вмешательства органов. Из-за ограниченной доступности клинически отброшенных органов и высокой стоимости крупных животных моделей НМП мелких животных считается перспективной альтернативой для исследований. Здесь мы разработали стандартизированный протокол НМП и трансплантации почек крыс, предоставляя пошаговое руководство по получению почек, сохранению НМП и трансплантации. Детали и параметры NMP были зафиксированы. Все реципиенты крыс успешно выжили благодаря этой хирургической процедуре и технике НМП, а функция почечного трансплантата осталась нормальной после трансплантации. Показатели выживаемости и гистология трансплантата НМП не показали значимых различий от статического холодного хранения (СКС) на 7-й день после операции. Эта новая стратегия НМП в моделях мелких животных может быть полезна для базовых исследований, связанных с сохранением, оценкой и вмешательством органов в будущем. Кроме того, эта модель предлагает экономичную, масштабируемую платформу для доклинического тестирования терапевтических средств, методов визуализации и вмешательств, связанных с перфузией.

Введение

Терминальная стадия заболевания почек (ЭСКД) — это быстро растущая нагрузка на системы здравоохранения и здравоохранения по всему миру 1,2,3. Хотя диализ является основной терапией ЭСКД в большинстве стран, трансплантация почки остаётся золотым стандартом лечения, обеспечивая лучшее качество жизни и улучшая выживаемость и прогноз по сравнению сдиализом 1,3,4,5. Однако нехватка донорских почек ограничивает дальнейшее распространение трансплантации почки и приводит к увеличению использования трансплантатов, пожертвованных после смерти кровообращения (DCD) или полученных у доноров с расширенными критериями (ECD)6,7,8.

Статическое холодное хранение (СКС) в настоящее время является стандартным методом сохранения органов, но длительное прохладное ишемическое лечение увеличивает риск задержки функции трансплантата (ДГФ) и провоцирует острое и хроническое отторжение, особенно при ДКД или ЭКДграфтах 9,10,11,12. Поэтому крайне важно найти метод сохранения органов для минимизации повреждений от холодной ишемии и улучшения прогноза трансплантата. Нормотермическая машинная перфузия (НМП) — это новая техника сохранения органов, которая может имитировать физиологические условия, циркулируя нагретый и насыщенный кислородом перфусат через орган 12,13,14,15. Это также позволяет поддерживать почти физиологическое метаболическое состояние, что позволяет оценивать жизнеспособность органов, смягчать охлаждённые ишемические повреждения и даже восстанавливать поврежденияорганов 16,17,18,19,20. По сравнению с SCS, NMP приводит к снижению доли DGF и лучшему прогнозу трансплантата как у DCD, так и у ECD 17,21,22.

Свиные почки и клинически выброшенные человеческие почки в настоящее время используются в базовых исследованиях НМП20, 23 и 24. Тем не менее, следует отметить, что модели свиней сталкиваются с серьёзными ограничениями, включая высокие затраты на содержание, большие требования к дозировке лекарств и дефицит видоспецифическихреагентов 25. Кроме того, использование выброшенных человеческих органов связано с ограниченной доступностью и сложными этическими процессами проверки. Эти ограничения в совокупности ограничивают их широкое применение в фундаментальных исследованиях. В отличие от этого, мелкие модели грызунов (особенно крыс), хотя и недостаточно представлены в литературе, предлагают значительно более низкие операционные затраты и обильное количество коммерчески доступных реагентов. Эти преимущества делают их перспективными платформами для продвижения фундаментальныхисследований (26, 27, 28). Исходя из этой логики, мы разработали и подтвердили модель НМП и трансплантации на крысах в этой рукописи.

В этой статье представлен подробный протокол установления НМП и трансплантации в почки крыс. Он включает подготовку перфузиата и перфузионной системы, а также подробное описание хирургической процедуры как для донора, так и для реципиента. Эта модель демонстрирует потенциал быть идеальной животной моделью для изучения трансплантации почек, особенно как платформа для обработки и мониторинга эффективности соответствующих лекарств 19,29,30,31.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протоколы для животных были утверждены Комитетом по уходу и использованию животных Центра лабораторных животных Университета Сунь Ятсена (No SYSU-IACUC-2023-000717). Все животные, участвовавшие в этом исследовании, были самцами крыс типа Спраг–Доули возрастом от 7 до 8 недель (250–300 г), без специфических патогенов (SPF), и соответствовали стандартным требованиям безопасности лабораторных животных (см. список исключения патогенов в дополнительной таблице S1). Их кормили стандартным питанием и содержали в комнате без патогенов в Центре лабораторных животных Университета Сунь Ятсена.
Стерилизуйте все хирургические инструменты с помощью автоклава (121 °C, 30 минут) перед экспериментами. Используйте исключительно одноразовые стерильные расходники во время процедур и строго соблюдайте асептические протоколы во всех операциях.

1. Подготовка базового перфусата

  1. Объедините 2,5 г сывороточного альбумина для крупного рогатого скота (BSA), 50 мл RPMI 1640, 2% пенициллин-стрептомицина и 0,6 мг креатинина для получения базового перфусата (Дополнительная таблица S2).
  2. Добавьте 5% раствора бикарбоната натрия (0,5–1,2 мл), чтобы скорректировать pH до ~7,3, а избыток оснований (BE, важный индикатор для измерения кислотно-щелочного баланса перфузионной системы) до ~0, достигая общего объёма ~60 мл.
  3. Фильтруйте раствор через фильтр диаметром 0,22 мкм для удаления частиц и бактерий.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Полный перфузат требует 50 мл базового перфузата и 10 мл донорской крови (см. шаг 2.13).

2. Закупка почек

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте 8-0 Хирургические швы для всех связок.

  1. Индуцировать анестезию с помощью 3% изофлурана в камере анестезии и поддерживать общий наркоз с использованием 1,5% изофлурана на протяжении всей операции.
  2. Подготовка перед операцией.
    1. Добавьте 20 мл предварительно охлаждённого физиологического раствора в чашку Петри для сохранения почек, собранных на шаге 2.12.
    2. Наполните шприц 10 мл холодного гипертонического цитратаденина (HCA) и 1 250 U гепарина. Соедините шприц с инфузионной удлинительной трубкой и иглой 24 G.
  3. Выберите и анестезируйте донорскую крысу изофлураном. Подтвердите достаточную глубину анестезии, проверив отсутствие рефлексов задней стопы.2.3. После индукции анестезии используйте электрическую машинку для бритья брюшных волос (диапазон: от ксифовидного отростка до лобкового симфиза, с обеих сторон до среднепазивной линии).
  4. Используйте медицинскую ленту, чтобы закрепить крысу на спине на хирургической доске с помощью грелки. Продезинфицируйте кожу брюшной полости ватным шариком, пропитанным йодом, а затем ватным шариком, пропитанным спиртом, для дополнительного антисептика. Наложите стерильную марлю на дезинфицированную кожу брюшной поверхности.
  5. Используйте скальпель и щипцы, чтобы сделать средний разрез от кесифовидного отростка до мочевого пузыря (примерно 8 см в длину). Последовательно раскрывайте кожу брюшной полости и мышечные слои.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости зажмите сосуды брюшной стенки, чтобы предотвратить кровотечение.
  6. Оттяните брюшную стенку с помощью крючка, чтобы открыть хирургическое поле.
  7. Используйте щипцы микроскопа для вскрытия соединительной ткани, чтобы изолировать левую почку и мочеточник.
  8. Наместите лигатуру (Лигатура I) вокруг левого мочеточника. Вскрыть левый почечный мочеточник на 0,5-1,0 см дистально от почечного холма и катетеризировать его трубкой длиной 26 G длиной ~0,5 см, затем затянуть лигатуру I (рисунок 1A,B).
  9. Отдельте левые почечные сосуды. Разместите лигатуры на почечную артерию (Лигатура II) и почечную вену (Лигатура III) (Рисунок 1A,B).
  10. Последовательно подтягивайте связки II и III. Вскрытие кровеносных сосудов и мочеточника дистально от места перевязки. Вскрытие перипочечной соединительной ткани и перенесите почку в подготовленную чашку Петри.
  11. Канюлировать левую почечную артерию с помощью заранее собранной 24 G внутри иглой. Фиксируйте канюлю с помощью лигатуры (лигатура IV) и перфузируйте при расходе 100 мл/ч, пока почка не побледнеет (рисунок 1A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предварительно наполните инфузионную трубку и внутреннюю иглу раствором, чтобы избежать пузырьков воздуха.
  12. Поместить перфузионную почку в чашку Петри на лед до начала НМП (см. шаг 2.1.1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Что касается группы SCS, перфузированные почки сохранялись в центрифугной трубке объемом 15 мл с раствором HCA при 4 °C в течение 3 часов, тогда как почки группы NMP проходили 3 часа.
  13. Введите 1 250 U гепарина из брюшной аорты с помощью 24 G встроенной игли, соединённой с шприцом объемом 20 мл. Затем соберите 10 мл гепаринизированной крови с помощью описанной выше игли для полной подготовки перфузата. Усыпить донорских крыс путём эксагвинации под поддерживаемой газовой анестезией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Полный перфузат поддерживает уровень гематокрита (ГКТ) на уровне 6-8%.

3. Подготовка системы NMP и перфузия

  1. Соберите систему перфузии (рисунок 2).
  2. Настройте водяную баню так, чтобы органная камера поддерживала температуру 37 °C. Включите 90% приток газаO2 , чтобы насыщать кислородом кислородный кислородатор животной мембраны.
  3. Смешайте 10 мл донорской крови (Шаг 2.13) с базовым перфусатом (Шаг 1) в камере органа после фильтрации через клеточное сито, чтобы получить полный перфузат. Оставьте ~2 мл образца смеси в качестве базового образца.
  4. Включите перистальтический насос, запустите перфузию (3 мл/мин) и заполните перфузионную трубку этой смесью. Закрепите стерильную круглую нитку над камерой с помощью зажимов.
  5. После того как смесь заполнит трубку и вытечет, соедините почку (шаг 2.12) с перфузионной системой и начните перфузию. Используйте зажим для закрепления трубопровода (рисунок 1A,C).
  6. Соедините канюлю мочеточника с удлинительной трубкой. Собирайте мочу в микроцентрифугной трубке во время перфузии.
  7. Во время перфузии поддерживайте давление перфузии на уровне ~80 мм рт. ст. и температуру почки на уровне ~37 °C. Контролировать и фиксировать поток перфузии, давление и сосудистое сопротивление (определяемое как давление перфузии, делённое на поток перфузии).
  8. Добавьте 1,0 мл стерильной воды и насыщайте кислородом в течение 20 с (3 л/мин, 90%O2) каждые 30 минут, а также собирайте 1 мл перфусата и мочи, вырабатываемых в течение часа, для хранения образцов, а также измеряйте газы крови и биохимию перфусата.
  9. В конце перфузии измеряйте биохимию перфусата в крови, чтобы рассчитать фракционное выделение (FE) натрия и калия. Формулы расчёта для вышеупомянутых индексов следующие:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    где PNa обозначает концентрацию натрия в перфусате. U Cr — это концентрация креатинина в моче. U Na — это концентрация натрия в моче. PCr представляет концентрацию креатинина в перфусате. представляет собой концентрацию калия в перфусате. U K означает концентрацию калия в моче.
    1. Контролировать pH во время перфузии в зависимости от выбросов газов в крови. Уменьшить вентиляцию при респираторном алкалозе (гипервентиляции).
    2. В случае метаболического ацидоза добавьте соответствующее количество раствора бикарбоната натрия в перфузат.
  10. После 3 часов НМП удалите удлинительную трубку мочеточника и возьмите образец мочи.
  11. Удалите почку из перфузионной системы. Подключите внутренний насос к микронасосу. Пропустите почки предварительно охлаждённым раствором HCA (хранится в холодильнике при 4 °C и забирайте только нужное количество перед использованием), пока почка не побледнеет.
  12. Удалите почку из игли. Храните его в растворе HCA при 4 °C перед трансплантацией.

4. Пересадка почки крыс

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте 8-0 швы для всех связок и швы 11-0 для проведения анастомоза почечного сосуда и мочеточника. Используйте 3-0 швы для проведения анастомоза кожи и мышц брюшной полости.

  1. За день до операции введите мелоксикам (2 мг/кг) всем реципиентным крысам внутрибрюшно для обезболивания. Индуцировать анестезию с 3% изофлураном в камере анестезии и поддерживать общий наркоз с использованием 1,5% изофлурана на протяжении всей операции. Послеоперационно наносите спрей 2% лидокаина на место разреза брюшной полости для локальной анальгезии.
  2. Выберите и анестезируйте крысу-реципиента в анестезиологической камере. Подтвердите достаточную глубину анестезии, проверив отсутствие рефлексов задней стопы.
  3. После индукции анестезии используйте электрическую машинку для бритья брюшных волос (диапазон: от ксифовидного отростка до лобкового симфиза, с обеих сторон до среднеподмышной линии).
  4. Используйте медицинскую ленту, чтобы закрепить крысу на спине на хирургической доске с помощью грелки. Продезинфицируйте кожу брюшной полости ватным шариком, пропитанным йодом, а затем ватным шариком, пропитанным спиртом, для дополнительного антисептика. Повторите вышеописанную процедуру дезинфекции всего три раза. Наложите стерильную марлю на дезинфицированную кожу брюшной поверхности.
  5. Используйте скальпель и щипцы, чтобы сделать средний разрез от кесифовидного отростка до мочевого пузыря (примерно 8 см в длину). Последовательно раскрывайте кожу брюшной полости и мышечные слои. Зажмите сосуды брюшной стенки, чтобы предотвратить кровотечение.
  6. Оттяните брюшную стенку с помощью крючка, чтобы открыть хирургическое поле. Изолировать и обнажить правую почку от соединительной ткани. Диссоциировать и перевязать правые почечные сосуды (лигатура V) и мочеточник (лигатура VI). Отрезать правую почку на дистальном конце лигатуры V и проксимальный конец VI (рисунок 1A,D).
  7. Изолировать и обнажить левые почечные сосуды. Затем последовательно зажмите левую почечную артерию и вену сосудистым зажимом. Отрезать левую почку путём перерезания почечных сосудов и мочеточника (рисунок 1A,E).
  8. Полностью обнажают сосудистую люмина как артерии, так и вены. Промыть левую почечную артерию и вену реципиента гепаринизированным физиологическим раствором (дополнительная таблица S2), пока не останется остаточная просветная жидкость.
  9. Перенесите левую почку донора в шаге 3.12 в левую брюшную полость реципиента. После переноса вводите почки в почку холодным физиологическим раствором каждые 3-5 минут для поддержания гипометаболических условий и снижения ишемических повреждений.
  10. Проведите сквозной анастомоз почечной артерии (анастомоз I) и вены (анастомоз II) с помощью швов 11-0. Во время процесса накладки шва поливайте поверхность трансплантата холодным физиологическим раствором.
    1. Сделайте прерванное закрытие как верхнего, так и нижнего полюса почечной артерии.
    2. Обеспечьте непрерывное закрытие вентральной части почечной артерии. Обнажите дорсальную часть почечной артерии. Обеспечьте непрерывное закрытие дорсальной части почечной артерии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Затяните швы, чтобы в стенке сосуда не было щелей. Обеспечьте полное размещение сосудистой стенки при каждом наложении шва, избегая трансмурального проникновения на противоположную сторону.
    3. Сделайте прерванное закрытие как верхнего, так и нижнего полюса почечной вены.
    4. Обеспечьте непрерывное закрытие дорсальной части почечной вены. Зафиксируйте непрерывный анастомотический шов перед следующим закрытием. Обеспечьте непрерывное закрытие вентральной части почечной вены.
  11. Освободите сосудистые зажимы и откройте почечную артерию и вену.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если есть небольшое кровотечение, используйте чистый ватный тампон, чтобы прижать и остановить кровотечение.
  12. Вставьте мочеточную канюлю 26 G мочеточника донора в мочеточник реципиента. Закрепите пеньку мочеточника с правой и левой стороны (анастомоз III).
  13. Фиксируйте трансплантат, пришивая соединительную ткань к перипочечной жировой ткани (рисунок 1A,F).
  14. Посмотрите внешний вид трансплантата до закрытия брюшной поверхности (рисунок 1A,G). После процедуры последовательно зашивайте мышечный слой брюшной и кожный слои и закройте брюшную полость. Нанесите спрей лидокаина на анастомоз. Используйте грелку, чтобы поддерживать температуру тела крысы во время восстановления, и поместите её в метаболическую клетку для наблюдения после передвижения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните многослойное закрытие брюшной стенки с точным расположением тканей и закреплением натяжения в каждом положении шва. При закрытии кожи включите часть подлежащего мышечного слоя, чтобы предотвратить образование мёртвого пространства.

5. Периоперационное введение и послеоперационное обнаружение

  1. Периоперационное лечение: Следующие препараты ежедневно вводились через интрабрюшинную инъекцию: Мелоксикам в дозе 2 мг/кг для предоперационной анальгезии с 1 дня до операции до 3 дней после операции. Метилпреднизолон натрий сукцинат в дозе 4 мг/кг для предотвращения отторжения аллотрансплантата с дня операции до 7-го дня после операции. Отслеживайте и фиксируйте выживаемость и ежедневный выброс мочи у крыс-реципиентов после операции.
  2. На седьмой день после операции унесите крысу анестезией и возьмите кровь из брюшной аорты для биохимических измерений. Забирайте почечный трансплантат. Эвтаназия крыс путём экскрангинации под длительной газовой анестезией после сбора тканей.
  3. Зафиксировать образцы почек в растворе 4% параформальдегид (PFA), затем обработать их через стандартное обезвоживание, очистку и внедрение парафина (Таблица дополнений S3). Разрезать парафин-вложенные блоки толщиной 4 мкм. Впоследствии для гистологической оценки проводится окрашивание гематоксилином и эозином (H&E, таблица дополнений S4) и периодической кислотной кислотой (PAS, таблица дополнения S5)).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подробные процедуры окрашивания приведены в Дополнительной таблице S3, Дополнительной таблице S4 и Дополнительной таблице S5.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

С помощью описанного метода изолированные почки крыс могут оставаться жизнеспособными для экс виво нормотермической перфузии не менее 3 часа. Во время НМП перфузионная резистентность почек (рисунок 3A, полный базовый набор данных на рисунках 3 и 4 доступен в дополнительной таблице S6) стабильно поддерживается на уровне 5,958 ± 1,106 мм рт.ст./(мл/мин), демонстрируя стабильн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

НМП может сократить продолжительность ишемии трансплантата и позволить оценивать и лечить их качество ex vivo 16,17,18,19,20,32,33. Однако для NMP модели крыс нет единого стандарта. В этой статье мы разработали животную модель для НМП и последующего...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликтов интересов, которые нужно раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана финансированием Национального фонда естественных наук Китая (Общая программа, грант No 82470778); Национальный фонд естественных наук Китая (проект Молодежного научного фонда, грант No 82201961); Фонд естественных наук провинции Гуандун (Общая программа, грант No 2024A1515011447); и Гуандунская провинциальная ключевая лаборатория донорства органов и иммунологии трансплантации (грант No 2023B1212060020); Университет Сунь Ятсена — лаборатория регенерации почек и восстановления суставов ARM (Грант No SYSU-50000-20240428-0001).

Авторы выражают благодарность Центру лабораторных животных Университета Сунь Ятсена за предоставление лабораторных животных, помещений и оборудования. Рисунок 1 и Рисунок 2 были подготовлены с помощью FigDraw; Graphpad Prism предоставляла услуги по построению графиков данных, а Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited выполняла сечение парафина и патологическое окрашивание.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Алкоголь (75 %)МУСИЯНJJ-75-1
Аппарат для переливания кровиFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Бычий сывороточный альбумин (BSA)Аладдин Научная Корпорация.B265991-100 г
Клеточное сито (70 & mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Центрифуга (1,5 мл)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Центрифугная трубка (15 мл)ExCell BioCS015-0001
Ватный шарикГруппа Хэнань ПяоАнМаленький размер
Ватная палочкаFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
КреатининШанхайская биотехнологическая компания YuanyeS20198-100g
Двойной круглый игольчатый нейлоновый шов (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Электронная шкалаSENSSUNEHA17
Дозатор жидкостиЧжию МедикалYZ-00-0231
МарляZITTARC11001-001
ГрелкаГуанчжоу Дэвэй Биологическая Технологическая КомпанияDK0032
Инъекция гепарина натрия (12500 U, 2 мл)Фармацевтическая компания Chengdu Hepatunn LtdH51021209
Инфракрасный термометрДеликатесный магазинDL333380
Инъекционный шприц (1 мл)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Инъекционный шприц (10 мл) Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Инъекционный шприц (20 мл)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
ИзофлуранRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  Анализатор кровиЭбботт04P75-03 (США)
Картридж i-STAT CG4+Эбботт03P85-25
Картридж i-STAT CHEM8+Эбботт09P31-25
Жидкостная удлинительная трубкаJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Rat OxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
МикронасосEDCAPTAINSYS-3011
Игольчатый фильтр (0.22 & mu; m)Миллипор MerckSLGPR33RB
Решение по сохранению органовФармацевтическая группа реки ЯнцзыHCA II
ОксигенаторОугелиOZ-3-02HWO
Пенициллин-стрептомицин (10 000 U/мл)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Перистальтический насосKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Трубка перистальтического насосаFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Чашка ПетриBKMAMBKM001
Датчик давленияEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
Приёмник датчика давленияСингулярность МедикалCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 мл)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Физиологический растворАПТЕКА YXHA1001346
Крысы SDЦентр лабораторных животных Университета Сунь ЯтсенаNA
БритваBeyotimeFS600
Одноугольный игольный нейлоновый шов (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Однокруглый игольный нейлоновый шов (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Аппарат для анестезии мелких животныхRWD Life Science Co., LTDR500
Аппарат для перфузии мультиорганов Small AnimalLife  Perfusor  МедицинаPU-100Включайте металлическую чашу, водяную баню, нагревательный насос и датчик температуры
Набор для хирургии мелких животныхBeyotimeFS500
Раствор бикарбоната натрия (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Стерильный хирургический листHengAo TechnologySKR-BY-DD0001
Стерильная водаХайван БиоH35021140
Катетер с прямой ручкой (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Хирургический микроскопМурцидерMSD203
ЗаписьMinnesota Mining and Manufacturing Co. Ltd1527C-0
Разъём тройникаFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Игла-катетер внутривенного катетера Y-образного типа (24 G)ЦЗЯНСИ ФЭНЛИНYZDW-7-5
Y-образная внутривенная катетерная игла (26 G)ЦЗЯНСИ ФЭНЛИНYZDW-7-6

Ссылки

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Трансплантация почки крысыконсервация органовex vivo перфузиязабор почкимодель на мелких животныхстатическое холодное хранениефункция почечного трансплантатасосудистый анастомозпараметры перфузии
Перфузия почек крыс с помощью нормотермического аппарата для трансплантации
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.