Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Синтез сложных гигантских униламеллярных везикул: биомиметическая модель нуклеатных клеток

1.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68274

⸱

3 июля 2025 г.

 ,  , 
1Centre for Research in Nanotechnology & Science, Indian Institute of Technology Bombay, 2Department of Chemistry, Indian Institute of Technology Bombay, 3Department of Chemical Engineering, Indian Institute of Technology Bombay

В этой статье

Краткое содержание

В данной статье представлен метод получения сложных гигантских униламеллярных везикул (цГУВ) со структурой везикул в везикуле, с настраиваемой электропроводностью во внутренней, кольцевой и внешней областях. Электрообразование синтезирует простые GUVs, которые превращаются в стоматоциты и цGUVs посредством осмотического шока, обеспечивая ценную модель для изучения биофизики ядросодержащих клеток.

Аннотация

Простая гигантская униламеллярная везикула (sGUV) представляет собой сферическую везикулу микронного размера, которая состоит из липидного бислоя, который заключает в себе водный раствор и подвешен в другой водной среде. В качестве биомиметических моделей биологических клеток sGUV являются хорошо зарекомендовавшими себя системами для биофизических исследований. Тем не менее, sGUV в основном имитируют ануклеатные клетки, что ограничивает их применение в качестве моделей для безядерных клеток. Мы предлагаем сложные гигантские униламеллярные везикулы (цГУВы) в качестве более подходящей биомиметической модели для ядросодержащих клеток. cGUVs представляют собой структуры везикул в везикулах, где можно предположить, что наружный и внутренний бислои везикул представляют собой клетку и ядерную мембрану клетки соответственно.

В данном исследовании мы описываем простой метод синтеза цГУВ. Вкратце, sGUV были получены с использованием липидного состава DMPC и холестерина в диапазоне 37-43 мол.% в сахарозной среде методом электроформирования. Затем эти sGUV подвергали осмотическому шоку путем введения гипертонического раствора глюкозы, что вызывало немедленный переход к соматоцитарной форме. Этот процесс привел к формированию промежуточного состояния, в котором наружные и внутренние везикулы оставались соединенными через шейку, что в конечном итоге привело к развитию структуры везикул в везикуле, называемой cGUVs.

Кроме того, известно, что GUV, приготовленные с более высоким уровнем холестерина в бислое, демонстрируют пониженную ионную проницаемость. Эта характеристика позволяет настраивать проводимость в кольцевом растворе цГУВ путем регулировки проводимости гидратирующей среды, внутреннего раствора через гипертоническую глюкозу и внешнего раствора путем регулировки разбавления или добавления проводящей среды, получая полученные цГУВ с контролируемой проводимостью во внешней, кольцевой и внутренней областях. актуально для исследований электрических полей. Мы предлагаем этот эффективный и простой подход к синтезу сложных везикул, который может быть использован в качестве биомиметической модели для эукариотических клеток с ядром, продвигая их применение в биофизических исследованиях.

Введение

Биомиметические модели широко используются для изучения сложных биофизических явлений клеточных мембран. Эти простейшие биомиметические модели дают ценную информацию, сводя к минимуму интерференцию от множества переменных, присутствующих в биологических клетках. Гигантские униламеллярные везикулы (ГУВ) — это фундаментальная биомиметическая система, используемая для изучения мембранной биофизики 1,2. ГУВ хорошо зарекомендовали себя в качестве репрезентативной модели клеточной мембраны. Они состоят из одного сферического липидного бислоя размером 10-30 мкм в диаметре и инкапсулированы и подвешены в водном растворе. В этой статье мы называем эти sGUV. Эти системы конструируются с использованием восходящего подхода, в котором основные клеточные компоненты – липиды, белки и катализаторы – собираются таким образом, чтобы имитировать структуру и функцию биологическихмембран.

Несмотря на то, что обычно используются простые sGUV, содержащие только водное ядро внутри, были разработаны более совершенные модели для воспроизведения специфических особенностей биологических клеток. Например, GUV со структурами, поддерживаемыми актином, имитируют цитоскелет 5,6,7, в то время как среды с высоким содержанием солей используются для имитации физиологических условий. Среды с более высоким содержанием солей имитируют физиологические условия, но их трудно получить в ГУВ, поскольку традиционные методы, такие как электроформование 8,9, часто непригодны для синтеза микронных ГУВ в таких условиях. Более новые методы, такие как метод с помощью геля, в котором используются полимерные или крахмальные гели для облегчения набухания бислоя во время гидратации, устраняют эти ограничения10,11. Аналогичным образом были изучены морфологические изменения sGUVs12. Добавление закрытых и открытых филаментов, таких как инкапсулированный актин, микротрубочки и другие компоненты цитоскелета, различной жесткости, а также состояние осмотического напряжения внутри них влияют на морфологический переход этих осмотически сдутых, но изначально квазисферических везикул. Теоретический анализ выявляет различные морфологические преобразования, включая трубчатые, сферические, ракетчатые, вишневые и капельные структуры, что хорошо согласуется с экспериментальныминаблюдениями. Эти результаты имеют важное значение для понимания организации филаментов, микротрубочек и наноколец в клетках и везикулах. В других исследованиях рассматриваются методы инкапсуляции белков и изучается, как инкапсулированный актин, микротрубочки и компоненты цитоскелета регулируют форму осмотических спущенных везикул12,13.

Кроме того, вдохновленные архитектурой эукариотических клеток, разрабатываются сложные модели на основе GUV с целью разработки искусственных моделей, напоминающих деление и деление клеток, размножение и многокомпонентные особенности эукариотических клеток, самовоспроизводящихся клеток 14,15,16,17 и многокомпартментных клеток. Помимо структурного применения, GUV также являются выбранными моделями для понимания электропорации клеток — процесса, при котором приложенное электрическое поле вызывает образование пор в липидной мембране из-за напряжения Максвелла. ГУВ, по размерам сравнимые с биологическими клетками, демонстрируют электродеформацию и электропорацию под действием электрических полей. Такие исследования GUV дают представление об электромеханических свойствах, таких как емкость мембраны и жесткость на изгиб18, а также о механизмах электропорации 2,19,20. Тем не менее, на практике эти исследования лучше всего репрезентативны для нуклеатных клеток, таких как эритроциты (эритроциты).

Чтобы восполнить этот пробел, мы предлагаем составные гигантские униламеллярные везикулы (cGUVs) в качестве новой биомиметической модели для ядровых эукариотических клеток21,22. Эти везикулы имеют структуру «везикул в везикуле», где внутренний бислой имитирует ядерную мембрану, а внешний бислой представляет плазматическую мембрану. Кроме того, мы демонстрируем, как можно модулировать электропроводность внутренней, кольцевой и внешней областей без необходимости использования современных приборов, таких как микроманипуляторы или микрошприцы. Этот упрощенный подход к синтезу cGUVs предлагает многообещающую платформу для продвижения биофизических исследований ядросодержащих клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Приготовление растворов липидных смесей

  1. Приготовьте 1 мл раствора ДМПК и холестерина в молярном соотношении 63:37 при конечной концентрации 5 мг/мл. Для этого добавьте 149 мкл DMPC (25 мг/мл в виде полученного растворенного в хлороформе), 252 мкл холестерина (5 мг/мл холестерина, растворенного в хлороформе) и 599 мкл хлороформа.
  2. Приготовьте еще 1 мл раствора DMPC: холестерин в молярном соотношении 57:43 в концентрации 5 мг/мл, смешайте 139,8 мкл DMPC (25 мг/мл в виде полученного растворенного в хлороформе) 301 мкл холестерина (5 мг/мл, приготовленный из порошка, растворенного в хлороформе) и 559,2 мкл хлороформа.
  3. Чтобы окрашивать липидный бислой, добавьте 100 мкл нильского красного (из 5 мМ исходного раствора) к 1 мл липидной смеси, содержащей DMPC и холестерин в молярном соотношении 63:37 (описано в шагах 1.1 и 1.2). В качестве альтернативы добавьте 30 мкл Liss Rhod-PE (1 мг/мл запаса Liss Rhod-PE) к 1 мл приготовленной липидной смеси (описано в шагах 1.1 и 1.2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку растворитель (хлороформ) является высоколетучим, после многократного вскрытия флакона для использования стокового раствора (25 мг/мл DMPC) он может концентрироваться, что может изменить состав.

2. Протокол электрообразования для синтеза простых гигантских униламеллярных везикул (sGUVs)

  1. Тщательно очистите предметные стекла, покрытые оксидом индия и олова (ITO), раствором средства для мытья посуды и промойте деионизированной водой (0,055 μСм/см). Очистите предметные стекла 100% раствором этанола, промойте деионизированной водой и высушите в духовке при температуре 85 °C.
  2. Определите проводящую сторону предметных стекол с покрытием ITO с помощью токоизмерительного клетка. Закрепите очищенное предметное стекло с покрытием ITO на столике прядильной машины с помощью вакуума проводящей стороной вверх.
  3. Нанесите 25 мкл липидного раствора (приготовленного на шаге 1.1), бросив четыре капли раствора на проводящую сторону предметного стекла ITO. Затем возьмите еще одно предметное стекло ITO и нанесите 25 мкл липидных растворов (приготовленных на шаге 1.2), нанеся четыре капли раствора на проводящую сторону предметного стекла ITO.
  4. Пропылесосьте оба предметных стекла с липидным покрытием в эксикаторе, который хранится в темноте не менее 2 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Защита от света защищает липиды от возможных химических изменений.
  5. Расположите предметное стекло с липидным покрытием (покрытое липидами, подготовленными на шаге 1.1) параллельно другим чистым предметным стеклам ITO, проводящими сторонами друг к другу, с прокладкой из силиконовой резины толщиной 3 мм между ними. Загерметизируйте сборку хомутом, чтобы создать надежную камеру электроформования.
  6. Выполните ту же процедуру, которая описана в шаге 2.5 для предметного стекла, покрытого ITO, липидным раствором, приготовленного на шаге 1.2, для формирования камеры электроформования.
  7. Поместите обе камеры в инкубатор, поддерживаемый при температуре 38-40 °C, и заполните камеру 100 мМ раствора сахарозы с помощью шприца объемом 2 мл. Подайте электрическое поле переменного тока 5 В между пиками на частоте 10 Гц с помощью двухканального функционального генератора в течение 4 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что проводящая сторона слайда ITO правильно закреплена на зажимах типа «крокодил», которые соединяются с генератором функций.
  8. Отсоедините камеру электрообразования от генератора функций. Выньте камеру из инкубатора и дайте ей остыть до комнатной температуры. Соберите синтезированные sGUV из обеих камер с помощью шприца и перенесите их в микроцентрифужную пробирку объемом 2 мл и инкубируйте при комнатной температуре (25-27 °C) в течение 1 часа, прежде чем подвергнуть осмотическому шоку.

3. Изменение формы при осмотическом шоке (sGUV-to-Stomatocyte-to-cGUV)

  1. Перенесите 200 мкл sGUVs, взвешенных в гидратирующей среде, содержащей 100 мМ раствор сахарозы, в камеру наблюдения.
  2. Введите 125 мкл раствора глюкозы (300 мМ) в эту суспензию sGUV, содержащую 200 мкл 100 мМ сахарозы в камере наблюдения, чтобы вызвать осмотический шок, который инициирует изменение формы sGUVs.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте той же процедуре (описанной в шаге 3) для синтеза sGUV из липидной композиции, приведенной на шагах 1.1 и 1.2 для перехода формы, вызванного осмотическим ударом.
  3. Дайте СГУВ, вызванным осмотическим шоком, отдохнуть в течение 1 ч в камере наблюдения, расположенной на предметном столике для микроскопии.
  4. Чтобы провести и наблюдать за изменением формы сГУВС, поместите камеру наблюдения (электрофузионную камеру, чашку Петри, вогнутое предметное стекло или любую другую камеру, которая может быть использована для микроскопического наблюдения) на предметное столико инвертированного микроскопа и дайте пузырькам осесть.
  5. Следите за переходами формы, происходящими в камере. Используйте дифференциальный интерференционный контраст (DIC) и эпифлуоресцентную микроскопию с объективами Plan fluor, ELWD 20x/0,45 и Plan fluor, ELWD 40x/0,60 для наблюдения за переходами формы sGUV.
  6. Наблюдайте за формированием устьицеобразных пузырьков во время перехода. Следите за камерой с течением времени, когда на дне оседают более крупные везикулы, за которыми следует увеличение количества более мелких пузырьков.

4. Изменение проводимости во внутренней, кольцевой и наружной областях цГУВ

  1. Отрегулируйте проводимость растворов в различных областях цГУВ (внутренней, кольцевой и внешней) путем добавления соответствующих количеств (μл) раствора исходной соли 7,5 мМ перед тем, как подвергнуть осмотический шок сГУВ.
    1. Например, чтобы создать более высокую проводимость во внешней и внутренней областях по сравнению с кольцевой областью, перенесите 200 мкл раствора сахарозы в электрофузионную камеру. Добавьте в камеру 20 мкл 7,5 мМ раствора соли. Вызвать осмотический шок путем добавления 125 мкл 300 мМ раствора глюкозы.
    2. Дайте подвергшимся осмотическому удару sGUV отдохнуть в течение 3-4 часов. В этом случае цГУВ получаются с более высокой проводимостью во внешней и внутренней областях, чем в кольцевой области на конце.
  2. Электродеформация цГУВ путем приложения электрического потенциала переменного тока 7,5 В между пиками на частоте 100 кГц с помощью функционального генератора в электрофузионной камере, содержащей проволочные электроды, расположенные на расстоянии 500 мкм друг от друга.
  3. После приложения переменного электрического поля захватите видео со скоростью 10 кадров в секунду и наблюдайте за деформацией сплюснутой формы наружных везикул и пролонгированной деформацией формы внутренних везикул, подтверждая более высокую проводимость во внешней и внутренней областях, чем в кольцевой области в доменах cGUV.

5. Микроскопический анализ кГУВ

  1. Визуализация с инвертированным микроскопом: выполнение дифференциально-интерференционно-контрастной (ДВС) и эпифлуоресцентной микроскопии с использованием инвертированного микроскопа в сочетании с монохроматической камерой. Используйте DIC и эпифлуоресцентную микроскопию с объективами Plan fluor, ELWD 20x/0,45 и Plan fluor, ELWD 40x/0,60 для наблюдения за изменениями формы sGUV. Используйте зеленый фильтр (EX 510-560, DM 575, BA 590) для бислоя красных пятен Нила для исследования эпифлуоресценции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения DIC дают ценную информацию о состоянии подключенной шеи, подтверждая, остается ли она неповрежденной или подвергается слиянию с образованием cGUV.
  2. Используйте программное обеспечение ImageJ для вставки масштабной линейки и обрезки микроскопических изображений. Чтобы добавить масштабную линейку, перейдите в раздел Анализ | Установите параметр «Масштаб » для калибровки изображения, затем перейдите в раздел «Анализ» | Инструменты | Масштабная линейка для вставки масштабной линейки.
  3. Конфокальная микроскопия для морфологии: Для получения более четкого представления о морфологии cGUV для сканирования по оси z с шагом 1 мкм используется лазерный сканирующий конфокальный микроскоп. Визуализация с помощью конфокального микроскопа: используйте лазерный сканирующий конфокальный микроскоп с объективом Plan-Apochromat 40x/1.3 Oil DIC для визуализации cGUVs. Изображение: окрашенные в красный цвет Нил или Родамин-ПЭ цГУВ, использующие красный одноканальный режим, с длиной волны возбуждения 561 нм и диапазоном излучения 561-695 нм.
  4. Чтобы изменить и извлечь файл .czi изображения в программном обеспечении, связанном с микроскопом, вставьте графику, как масштабную линейку, и включите 2D, 3D-вид, затем перейдите в раздел Обработка | Метод | Параметры и нажмите Применить , чтобы получить изображение в формате JPG.
  5. Подготовка к конфокальной микроскопии: заполнение водного раствора, содержащего цГУВ, в модифицированной специальной камере (нижнее стекло заменено на стекло Coverslip) для конфокальной визуализации. Оставьте образец в покое на 10-15 минут, чтобы цГУВ остыли для конфокальной визуализации; Загрузите смесь cGUVs в ползунок полости и запечатайте покровным стеклом для остановки движений cGUVs. После этого анализируют цГУВ с помощью конфокальной микроскопии и z-сканирования с интервалом 1 мкм.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

sGUVs синтезировали методом электрообразования (как показано на рисунке 1) и собирали из камеры с помощью шприца. Собранные sGUV первоначально визуализировали под инвертированным микроскопом и подвергли осмотическому шоку, чтобы индуцировать их трансформацию в форму устьиц. После дальнейшего ремоделирования мембраны этот устьица трансформируется в структуру везикулы в везикуле, называемую сложным гигантским униламеллярным везикулом (cGUV) (

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Состав и типы липидов во многом определяют механические свойства бислоя, составляющего ГУВ. Бислой, состоящий из DMPC/Chol, демонстрирует уникальные изменения формы при воздействии осмотического удара. При сильном гипертоническом осмотическом ударе водная жидкость внутри sGUV выталкивается, что приводит к деформации бислоя GUV. Наблюдаемые переходы формы в первую очередь обусловлены внешним потоком воды и жесткостью бислоя на изгиб. Эти деформации проявляются в различных формах, в том чи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Рупеш Кумар благодарит Министерство развития человеческих ресурсов (MHRD) правительства Индии за стипендию PMRF и грант на непредвиденные расходы. Выражаем благодарность за конфокальный лазерный сканирующий микроскоп Центрального объекта, IRCC, IIT Бомбей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Cholesterol (Sigma grade, 99%)Avanti Polar Lipids, Inc.C8667Для синтеза sGUV
CholoroformMerck Life Science Pvt. Ltd.DA2P711602Используется в качестве растворителя для приготовления липидного стокового раствора
DMPCAvanti Polar Lipids, Inc.850345CДля синтеза sGUV
EthanolHaymanF204325Для очистки ITO слайдов
FITC-DEXTRAN (4 Kda-MW)Sigma-Aldrich466994Для инкапсуляции внутри внутренних везикул cGUV
GlucoseSigma-AldrichG-7021Для приготовления глюкозного раствора, используется для осмос-шока sGUV, подвешенных в растворе сахарозы
Liss Rhod PESigma-Aldrich810150C-1MGДля окрашивания липидных молекул
Nile redSigma-Aldrich72485Для окрашивания мембраны cGUV и sGUV
Sodium chloride (NaCl)Sigma-Aldrich1936060521Для приготовления стокового раствора соли, для изменения проводимости компартиментов cGUV
SucroseSigma-AldrichS9378Для сукрозного р-ра в качестве гидратирующей среды электроформирующей камеры
Оборудование
Cavitly слайдыBlue starcGUV суспензия для микроскопического наблюдения
cMOS pco.edge 4.2 камераExcelitas61009524Для флуоресцентных монохроматических изображений и DIC изображений
Крышка слайда (22 x 60 мм)Blue starДля накрывания кавитных слайдов
Eppendrof электрофузионная камераSigma-AldrichsGUV суспензия, помещенная в камеру для осмос-наблюдения и микроскопии, также может быть использована любая другая простая камера
Генератор функций (Двухканальный)TektronixAFG3022CГенератор функций, используемый для подачи переменного электрического поля в электроформирующую камеру
ИнкубаторМестная настройкаЭлектроформирующая камера, размещенная при 40°
ITO слайдыSigma-Aldrich576352-10PAKITO слайды, используемые в методе электроформирования
Никон Eclipse инвертированный микроскопNikonTE2000-UДля визуализации sGUV и cGUV
Силиконовая лента (толщина 3 мм)Sigma-AldrichGF49463141Для размещения в электроформирующей камере
Шприц (2 мл)Becton Dickinson India Pvt Ltd.300844Используется для впрыска гидратирующей среды и сбора sGUV из электроформирующей камеры
Конфокальный микроскоп Zeiss setupЦентральное оборудование ИИТ Бомбей

Ссылки

  1. Dimova, R. Chapter one - Giant vesicles: A biomimetic tool for membrane characterization. Advances in planar lipid bilayers and liposomes. Iglic, A. 16, 1-50 (2012).
  2. Maoyafikuddin, M., Thaokar, R. M. Effect of the waveform of the pulsed electric field on the cylindrical deformation of uncharged giant unilamellar vesicles. Langmuir. 39 (28), 9660-9670 (2023).
  3. Nair, K. S., Bajaj, H. Advances in giant unilamellar vesicle preparation techniques and applications. Adv Colloid Interface Sci. 318, 102935(2023).
  4. Göpfrich, K., et al. One-pot assembly of complex giant unilamellar vesicle-based synthetic cells. ACS Synth Biol. 8 (5), 937-947 (2019).
  5. Chen, S., Sun, Z. G., Murrell, M. P. In vitro reconstitution of the actin cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. J Vis Exp. (186), e64026(2022).
  6. Merkle, D., Kahya, N., Schwille, P. Reconstitution and anchoring of cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. ChemBioChem. 9 (16), 2673-2681 (2008).
  7. Fink, A., et al. Extracellular cues govern shape and cytoskeletal organization in giant unilamellar lipid vesicles. ACS Synth Biol. 12 (2), 369-374 (2023).
  8. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discuss Chem Soc. 81, 303-311 (1986).
  9. Angelova, M. I., Soléau, S., Meleard, P., Faucon, F., Bothorel, P. Preparation of giant vesicles by external AC electric fields. Kinetics and applications. Trends in Colloid and Interface Science VI. Progress in Colloid & Polymer Science. Helm, C., Loesche, M., Moehwald, H. 89, 127-131 (1992).
  10. Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophys J. 105 (1), 154-164 (2013).
  11. Maoyafikuddin, M., Pundir, M., Thaokar, R. Starch aided synthesis of giant unilamellar vesicles. Chem Phys Lipids. 226, 104834(2020).
  12. Shi, C., et al. Morphological transformations of vesicles with confined flexible filaments. Proc Natl Acad Sci USA. 120 (18), e2300380120(2023).
  13. Litschel, T., Schwille, P. Protein reconstitution inside giant unilamellar vesicles. Annu Rev Biophys. 50, 525-548 (2021).
  14. Kurihara, K., et al. Self-reproduction of supramolecular giant vesicles combined with the amplification of encapsulated DNA. Nat Chem. 3 (10), 775-781 (2011).
  15. Zong, W., et al. A fissionable artificial eukaryote-like cell model. J Am Chem Soc. 139 (29), 9955-9960 (2017).
  16. Zong, W., Li, Q., Zhang, X., Han, X. Deformation of giant unilamellar vesicles under osmotic stress. Colloids Surf B: Biointerfaces. 172, 459-463 (2018).
  17. Shin, J., Jang, Y. Multicompartment synthetic vesicles for artificial cell applications. ACS Appl Eng Mater. 2 (12), 2758-2770 (2024).
  18. Riske, K. A., Dimova, R. Electro-deformation and poration of giant vesicles viewed with high temporal resolution. Biophys J. 88 (2), 1143-1155 (2005).
  19. Maoyafikuddin, M., Kulkarni, S. V., Thaokar, R. M. Synthesis method and high salt concentration can affect electrodeformation of GUVs under strong pulsed DC fields. ACS Omega. 10 (7), 6427-6436 (2025).
  20. Behera, N., Thaokar, R. M. Numerical modeling of giant pore formation in vesicles under msPEF-induced electroporation: Role of charging time and waveform. Bioelectrochemistry. 164, 108926(2025).
  21. Kumar, R., Chakrabarti, R., Thaokar, R. M. Compound giant unilamellar vesicles as a bio-mimetic model for electrohydrodynamics of a nucleate cell. Soft Matter. 20 (35), 6995-7011 (2024).
  22. Sinha, K. P., Thaokar, R. M. Electrohydrodynamics of a compound vesicle under an AC electric field. Journal of Physics. 29 (27), 275101(2017).
  23. Méléard, P., et al. Bending elasticities of model membranes: Influences of temperature and sterol content. Biophys J. 72 (6), 2616-2629 (1997).
  24. Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
  25. Needham, D., McIntosh, T. J., Evans, E. Thermomechanical and transition properties of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol bilayers. Biochemistry. 27 (13), 4668-4673 (1988).
  26. Almeida, P. F. F., Vaz, W. L. C., Thompson, T. E. Lateral diffusion in the liquid phases of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol lipid bilayers: a free volume analysis. Biochemistry. 31 (29), 6739-6747 (1992).
  27. de Meyer, F., Smit, B. Effect of cholesterol on the structure of a phospholipid bilayer. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (10), 3654-3658 (2009).
  28. Kraske, W. V., Mountcastle, D. B. Effects of cholesterol and temperature on the permeability of dimyristoylphosphatidylcholine bilayers near the chain melting phase transition. Biochim Biophys Acta. 1514 (2), 159-164 (2001).
  29. Corvera, E., Mouritsen, O. G., Singer, M. A., Zuckermann, M. J. The permeability and the effect of acyl-chain length for phospholipid bilayers containing cholesterol: theory and experiment. Biochim Biophys Acta. 1107 (2), 261-270 (1992).
  30. Kamiya, K., Osaki, T., Takeuchi, S. Formation of vesicles-in-a-vesicle with asymmetric lipid components using a pulsed-jet flow method. RSC Advances. 9 (52), 30071-30075 (2019).
  31. Doğan Güzel, F., Kaur, J., Zendeh, Z. Cheap portable electroformed giant unilamellar vesicles preparation kit. J Liposome Res. 33 (2), 183-188 (2023).
  32. Kaur, J., et al. On-chip label-free impedance-based detection of antibiotic permeation. IET Nanobiotechnol. 15 (1), 100-106 (2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

GUV
Синтез сложных гигантских униламеллярных везикул: биомиметическая модель нуклеатных клеток
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.