Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Прецизионная доставка стволовых клеток под ультразвуковым контролем для восстановления сосудов при заболеваниях аорты

1.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68433

⸱

20 июня 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pathophysiology, School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 2Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 3Core Facilities Centre, Capital Medical University, 4Department of Radiology, The Second Medical Center & National Clinical Research Center for Geriatric Diseases, Chinese PLA General Hospital, 5Department of Cardiology, The First Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 6School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 7College of Basic Medicine, Inner Mongolia Medical University, 8State Key Laboratory of Neurology and Oncology Drug Development, 9Chinese Institute for Brain Research

В этой статье

Краткое содержание

В данной работе представлен протокол точной доставки сосудистых стволовых клеток к стенке сосуда аорты под ультразвуковым контролем. Методика эффективно воздействует на стенку сосуда и способствует восстановлению сосудов при аневризмах и расслоениях аорты.

Аннотация

Аневризмы аорты и разрывы расслоения являются опасными для жизни сердечно-сосудистыми неотложными состояниями. Ранняя профилактика и контроль прогрессирования заболевания имеют важное значение для улучшения результатов лечения пациентов. Сосудистые стволовые клетки играют решающую роль в восстановлении сосудистых повреждений при различных сосудистых заболеваниях. Тем не менее, внутрисосудистая инъекционная терапия стволовыми клетками сталкивается с проблемами в обеспечении эффективного приживления экзогенных стволовых клеток в сосудистой стенке.

Чтобы изучить более эффективный и минимально инвазивный подход к доставке стволовых клеток при заболеваниях аорты, мы разработали технологию точной доставки стволовых клеток под ультразвуковым контролем. В частности, в методе использовалась допплеровская ультразвуковая система ультразвуковой визуализации цвета мелких животных со сверхвысоким разрешением для точного определения местоположения сосудистой стенки восходящей аорты на мышиных моделях с заболеваниями аорты. Затем 1 × 10 сосудистых стволовых клеток, меченных6 mCherry, смешанных с 25 мкл Матригеля, вводили с помощью иглы 29 G. За прогрессированием заболевания следили с помощью ультразвукового исследования мелких животных. Наконец, аорта была собрана и проанализирована с помощью 3D-визуализации с помощью светового листового микроскопа для отслеживания введенных сосудистых стволовых клеток.

Приведенные выше результаты демонстрируют, что введенные сосудистые стволовые клетки были доставлены точно в сосудистую стенку восходящей аорты с минимальной инвазивностью, тем самым эффективно способствуя восстановлению сосудов при аневризмах и расслоениях аорты. Эта технология доставки стволовых клеток под ультразвуковым контролем предлагает многообещающий, минимально инвазивный метод трансплантации стволовых клеток, потенциально контролирующий прогрессирование аневризм и расслоений аорты и других связанных с ними сердечно-сосудистых заболеваний в клиниках в будущем.

Введение

Аневризмы и расслоения аорты (ААД) являются распространенными и высоколетальными сердечно-сосудистыми заболеваниями, обычно характеризующимися скрытым началом и быстрым прогрессированием. Заболеваемость ААД колеблется от 1,3% до 8%, при этом ежегодно во всем мире происходит от 150 000 до 200 000 случаевсмерти1,2. Из-за острого начала и малозаметных клинических симптомов многие пациенты к моменту постановки диагноза находятся в критическом состоянии, пропуская оптимальное окно для лечения. Хотя фармакологические методы лечения, такие как блокаторы β-адренергических и блокаторы рецепторов ангиотензина, могут в некоторой степени замедлить расширение аневризмы, эти методы лечения в первую очередь обеспечивают облегчение симптомов и не показали эффективных мер по предотвращению возникновения или прогрессирования ААД3.

В настоящее время клиническое ведение опирается в основном на хирургические вмешательства, включая реконструкцию корня аорты, замену восходящей аорты, операцию Бенталла и эндоваскулярное лечение аневризм аорты 4,5. Тем не менее, для пациентов с генетической ААД, особенно для тех, кто еще не достиг хирургических показаний, эффективные этиологические методы лечения отсутствуют, а фармакологические подходы с трудом контролируют долгосрочное прогрессирование заболевания. У пациентов с синдромом Марфана (МФС), несмотря на то, что медикаментозное лечение может отсрочить дилатацию аорты, исследования показывают, что некоторые люди испытывают более высокую скорость расширения аорты и сталкиваются с более высоким риском расслоения аорты. Таким образом, обеспечение эффективных вмешательств для этих пациентов, которые еще не соответствуют хирургическим критериям, остается серьезной клинической проблемой. Разработка более целенаправленных терапевтических стратегий стала ключевым вопросом, который необходимо решать при лечении заболеваний аорты.

Патогенез ААД в первую очередь включает обширный апоптоз гладкомышечных клеток (СМК) и истончение среды, что приводит к структурной хрупкости стенки аорты. В частности, прогрессирующая потеря СМК аорты является отличительной чертой ААД, проявляющейся в апоптозе СМК, деградации внеклеточного матрикса (ВКМ), инфильтрации иммунных клеток и повышенном окислительном стрессе2. Сосудистые стволовые клетки — это тип взрослых стволовых клеток, обитающих в стенке сосуда и способных дифференцироваться в SMC или эндотелиальные клетки. В нормальных физиологических условиях стволовые клетки остаются в покое, но в патологических условиях они активируются, подвергаясь самообновлению и дифференцировке,способствуя восстановлению тканей. Недавние исследования подчеркивают критическую роль стволовых клеток сосудистой стенки в повреждении сосудов, особенно в ремоделировании венозных трансплантатов, атеросклерозе, рестенозе, гипертензии, а также при заболеваниях или патологических состояниях, таких как AAD 7,8,9,10,11,12,13.

В то время как существующие технологии доставки стволовых клеток, такие как тканеспецифическая местная инъекция и системная внутривенная инфузия, являются относительно продвинутыми, доставка стволовых клеток к стенке аорты представляет собойсерьезную проблему. Быстрый кровоток в аорте в сочетании с динамическим сокращением и расслаблением сосудистой стенки затрудняет достижение эффективной доставки клеток и обеспечение долгосрочной выживаемости трансплантированных клеток в сосудистой ткани.

В этом исследовании мы описываем новую технику инъекции эпимембраны с закрытой сосудистой стенкой, которая обеспечивает минимально инвазивную, точно направленную доставку стволовых клеток сосудистой стенки под ультразвуковым контролем. Преимущество этого подхода заключается в том, что он прост в выполнении, не требует торакотомии или лапаротомии, а также позволяет избежать связанных с этим осложнений. Это также обеспечивает большую гибкость в процессе инъекции, позволяя достичь целевой концентрации стволовых клеток в нужной области при минимизации иммунных реакций и других побочных эффектов. Кроме того, достижения в технологии оптического очищения тканей теперь позволяют проводить визуализацию всего тела мышей с субклеточным разрешением, предлагая широкие возможности для трехмерной реконструкции тканевых структур с высоким разрешением, исследования патологических механизмов, моделирования заболеваний и скрининга лекарств. В сочетании со светолистовой микроскопией эта технология обеспечивает 3D-визуализацию с высоким пространственнымразрешением16. Используя этот подход, мы можем отслеживать введенные сосудистые стволовые клетки и наблюдать за их миграционной способностью. Таким образом, доставка стволовых клеток под ультразвуковым контролем представляет собой перспективный малоинвазивный метод трансплантации стволовых клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры проводятся в соответствии с правилами Комитета по исследованиям животных Столичного медицинского университета и одобрены Комитетом по благополучию и этике животных Столичного медицинского университета.

1. Препарирование введенных сосудистых стволовых клеток

Примечание: Для проверки постинъекционного состояния и эффектов сосудистых стволовых клеток клетки Sca1+ выделяют с помощью иммуномагнитного отбора шариков, как описано ранее 17,18,19, трансфицируют лентивирусом, несущим репортер mCherry, для последующего наблюдения за местоположением и распределением клеток, а затем культивируют. Клетки из пассажей 5 или более ранних с хорошими условиями роста и меченой mCherry экспрессией Sca1+ используют для последующих экспериментов20.

  1. Соберите аорту у мышей C57BL/6J в возрасте 6-8 недель, отделите адвентициальную ткань под микроскопом и измельчите примерно до 0,5 мм. Нанесите 0,04% желатина на дно колбы с культурой при температуре 37 °C в инкубаторе с 5% содержанием CO2 для стимулирования прикрепления и пролиферации клеток. Через 20 мин отсасывают желатин и помещают измельченную салфетку на дно культуральной колбы 17,21 дном вверх на 2-3 ч. После того как ткань плотно прилегает к дну колбы с культурой, поместите дно колбы для культуры вниз, добавьте в колбу питательную среду и инкубируйте при 37 °C в инкубаторе с 5% содержаниемCO2.
  2. Через 3 ч извлеките колбу с культурой и добавьте среду DMEM, содержащую 20% фетальной бычьей сыворотки, 10 нг/мл LIF, 100 ЕД/мл пенициллина/стрептомицина.
  3. Через 3 дня, когда клетки мигрировали из ткани и достигли 80%-90% слияния, добавьте 0,05% трипсина и субкультивируйте их в соотношении 1:3.
  4. Для пассажа 3 замените среду на DMEM, содержащую 15% фетальной бычьей сыворотки; для пассажа 5 замените среду на DMEM, содержащую 10% фетальной бычьей сыворотки (остальные компоненты остаются без изменений).
  5. Переваривайте адвентициальные сосудистые клетки и инкубируйте их на льду с микрогранулами, анти-Sca1+ . Добавьте суспензии к ячейкам в колонку, оснащенную магнитной системой сортировки ячеек, и соберите их18. Для последующих экспериментов используйте клетки с хорошими условиями роста из прохода 5 и ранее.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для обеспечения жизнеспособности клеток рекомендуется, чтобы клетки для инъекций in vivo имели жизнеспособность ≥90% , что определено с помощью окрашивания трипановым синим.
  6. За час до введения добавьте в клетки 0,05% трипсина, подсчитайте их с помощью гемоцитометра, и удалите надосадочную жидкость центрифугированием при комнатной температуре при 200 × г в течение 5 мин.
  7. Ресуспендируйте клетки в Матригеле (предварительно размороженном при 4 °С) в концентрации 4 × 107 клеток/мл в качестве носителя для трансплантации стволовых клеток, чтобы имитировать среду роста in vivo. Аккуратно перебейте смесь и держите ее на льду до готовности к инъекции.

2. Предоперационная подготовка мышей

  1. Подвергайте мышей натощак за 12 ч до инъекции без ограничения воды.
  2. Тщательно протрите индукционную камеру анестезии и ультразвуковую платформу 75% этанолом.
  3. Нанесите глазную мазь и поместите мышь в индукционную камеру для анестезии с потоком кислорода 1 л/мин и концентрацией изофлурана до 2-3%. Дождитесь, пока исчезнет болевой рефлекс, свидетельствующий об успешном обезболивании, а затем аккуратно извлеките мышь из камеры.
  4. Поместите нос и рот мыши под маску для анестезии, и отрегулируйте концентрацию изофлурана до 1,5-2%. Расположите мышь дорсально на платформе при температуре 37 °C, чтобы максимально увеличить воздействие на брюшную полость.
  5. Нанесите проводящий гель на четыре электрода на платформе, а четыре лапы мыши с помощью медицинской ленты прикрепите к электродам для контроля физиологического состояния.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оператор носит стерильные перчатки, маску, хирургическую шапочку и стерильный хирургический халат.
  6. Стерильным ватным тампоном нанесите крем для депиляции на место инъекции, оставьте на 1 минуту, а затем аккуратно вытрите новым тампоном. Продезинфицируйте место укола с помощью йодной настойки 3х.
  7. Накидывайте операционное поле, асептически подготовьте стерильный шприц и поддерживайте стерильное поле.

3. Инъекция клеток сосудистой стенки под ультразвуковым контролем

ПРИМЕЧАНИЕ: Все ультразвуковые процедуры проводятся с использованием ультразвуковой системы визуализации и программного обеспечения (см. Таблицу материалов). Используются щупы с центральной частотой 40 МГц и иглы 29 G.

  1. Отрегулируйте ультразвуковую платформу под углом примерно 30° относительно пола. Пусть оператор повернется лицом к правому боку животного, а голова животного будет направлена влево. Нанесите гель для ультразвука на депилируемую и продезинфицированную зону.
  2. Расположите зонд с правой стороны грудины, чтобы отобразить длинную ось дуги аорты.
  3. Загрузите 25 мкл суспензии 1 × 106 стволовых клеток сосудистой стенки в Матригеле в иглу 29 G. Перед инъекцией протрите кончик иглы стерильным спиртом, чтобы свести к минимуму эктопическую имплантацию стволовых клеток.
  4. Закрепите шприц с клеточной суспензией на инъекционном аппарате под ультразвуковым контролем, убедившись, что направление иглы совпадает с зондом и находится под углом 45° относительно стенки грудной клетки.
  5. Медленно введите иглу для инъекции в поле зрения ультразвука, отрегулируйте ее в фокальной плоскости и выровняйте по линии маркировки пути инъекции.
  6. По мере того, как игла приближается к краю кожи, используйте тупые щипцы, чтобы захватить кожу и брюшную стенку, и быстро продвигайте иглу через грудную стенку.
  7. Под ультразвуковым контролем направьте иглу в адвентициальную область между безымянной артерией и дугой аорты. Аккуратно снимайте шприц вверх и вниз, чтобы подтвердить положение иглы.
  8. Нажмите на шприц, чтобы ввести клеточную суспензию в целевую область.
  9. Медленно извлеките иглу для инъекции и продезинфицируйте место прокола в соответствии со стандартными процедурами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После хирургических процедур мышей следует помещать на грелку с температурой 37 °C до тех пор, пока они не придут в сознание и не смогут поддерживать лежачее положение грудины, и они должны находиться под постоянным наблюдением, находясь на грелке. Впоследствии переведите животных в чистые клетки со свежей подстилкой. Непрерывный мониторинг следует проводить ежечасно в течение 24 часов для оценки потенциальных послеоперационных осложнений, включая сгорбленную осанку и снижение активности.

4. Осветление сосудистой ткани

  1. Введите меченные mCherry стволовые клетки Sca1+ в адвентициальную область на стыке безымянной артерии и дуги аорты. Через 4 недели усыпьте мышей с помощью CO2, а затем соберите ткань аорты после перфузии.
  2. Зафиксируйте аортальную ткань в 4% параформальдегиде на 4 ч при комнатной температуре, после чего следует промывание PBS в течение 3 х 1 ч. Перенесите ткань в раствор для очистки тканей и инкубируйте на встряхивающей платформе при 37 °C в течение 2 дней для достижения прозрачности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Референтный раствор для очищения тканей представляет собой смесь 10% N-бутилдитаноламина и 10% Triton-X-100, растворенных в ddH2O11.
  3. Стирайте салфетку в течение 3 х 2 ч с PBS при комнатной температуре. Перенесите ткань в PBS, содержащую первичное антитело CD31 (1:100) и инкубируйте при 4 °C в течение 24 ч.
  4. После промывки в течение 3 х 1 ч с PBS инкубируйте ткань с козлятиной ослика (1:800) при комнатной температуре в течение 3-4 ч, после чего промывайте PBS в течение 3 х 1 ч.
  5. Перенесите ткань в раствор, соответствующий индексу преломления, и инкубируйте еще не менее 2 дней для сохранения прозрачности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Референтный раствор для согласования показателя преломления представляет собой смесь 45% антипирина, 30% никотинамида и 0,5% N-бутилдиэтаноламина, растворенных в ddH2O11.
  6. Приготовьте 2% агарозный гель, нагрейте и расплавьте его, погрузите прозрачную ткань в агарозный гель и дайте ей остыть, чтобы она сохранила форму цилиндра диаметром 5 мм. Закрепите его на предметном столике светолистового микроскопа, и отсканируйте его в 3D. В соответствии со следующими спецификациями: Объектив освещения: 2 единицы 10x 0,3 линзы с числовой апертурой (NA) для погружения в воду; Объектив обнаружения: 1 единица мультииммерсионного объектива 10x 0,5 NA; Изменение увеличения: 1x/0,75x, выполнена визуализация.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Доставка сосудистых стволовых клеток под контролем УЗИ
В этом исследовании инъекция под ультразвуковым контролем проводилась с использованием цветной допплеровской ультразвуковой системы визуализации мелких животных (рис. 1A, B). Во время процедуры мыши были иммобилизованы на нагретой ультразвуковой платформе, при этом платформа и ультразвуковой зонд были скорректированы по мере необходимости (Рисунок 1C).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

ААД, вызванные генетическими мутациями, классифицируются как наследственные ААД, среди которых MFS является наиболее распространенным. ААД представляет собой наиболее опасное для жизни осложнение MFS22. Для исследования этого состояния мы использовали хорошо зарекомендовавшую себя мышиную модель MFS (мыши Fbn1C1041G/+), у которых спонтанно развиваются аневризмы аорты, что делает ее идеальной для исследований раннего вмешательства. Эта модель та...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Национального крупного проекта по науке и технике (2023ZD0503304), Национального фонда естественных наук Китая (32271231) и Национальной программы ключевых исследований и разработок Китая (2023YFC3606500). Благодарим доктора Чао Чжэна за техническую поддержку в области 3D визуализации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,1% раствор желатинаOriCell     ГЛТ-11301
1,5 мл микропробирокАксигенMCT-150-C
10 μ Наконечники для пипеток LЛабораторияТ-001-10
1000 μ Наконечники для пипеток LЛабораторияТ-001-1000
Центрифужная пробирка 15 млЛабораторияСТ-002-15А
200 μ Наконечники для пипеток LЛабораторияТ-001-200
Микроцентрифужная пробирка объемом 5 млБиошарпБС-50-М
Центрифужная пробирка объемом 50 млЛабораторияСТ-002-50А
АнтипиринМаклинA800873
Анти-Sca-1 Набор микрогранул   Miltenyi Biotec     130-123-124
Система Bruker Luxendo MuVi -SPIM
СД31НИР DАФ3628Коэффициент разбавления 1:100
КУБИК-Лраствор для очищения тканей
КУБИЧ-РАРешение для согласования показателей преломления
DMEMАТКС30-2002
Вторичное антитело против коз от осла, Alexa Fluor 488ИнвитрогенА11055Коэффициент разбавления 1:800
ФБСКорнинг35-076-CV
HBLV-mcherry-PURO     ХАНБИО
Трубки для гомогенизаторовЛабораторияХГТ-003-200
Аппарат для инъекций иглой под визуальным контролем  Визуальная соника
Инсулиновый шприцБД328421
ИзофлуранАмеиксинШИРОТА-ЮГ
Микроскопы на световых листахBruker Luxendo       МуВи-СПИМ
МатригельКорнинг356234
Преобразователь Микроскан MS400       Визуальная соника
Платформа для работы с мышами и физиологического мониторингаВизуальная соника
N-бутилдитаноламин       Macklin     N802391
НикотинамидМаклинN814605
ПБСБиошарпБЛ302А
Офтальмологическая мазь PuralubeЭКВЛ1703321138
Triton X-100 Сигма-ОлдричТ9284
Раствор для синей морилки TrypanСоларбиоС0040
Трипсин-ЭДТАGibco25200-072
Система управления Vevo 2100yiswelsonics
Интегрированная железнодорожная система Vevo IIИсвельсанич

Ссылки

  1. Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
  2. Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
  3. Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
  4. Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
  5. Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
  6. De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
  7. Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
  8. Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
  9. Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
  10. Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
  11. Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
  12. Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
  13. Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
  14. Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
  15. Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
  16. Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
  17. Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
  18. Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
  19. Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
  20. Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
  21. Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
  22. Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
  23. Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
  24. Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Инъекция под контролем ультразвукасосудистые стволовые клеткианевризма аортырасслоение аортыультразвуковое исследование мелких животныхсветоsheet-микроскопиямалоинвазивная техникамаркировка mCherry
Прецизионная доставка стволовых клеток под ультразвуковым контролем для восстановления сосудов при заболеваниях аорты
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.