Методическая статья

Структурированный подход к экстубации у крыс с искусственной вентиляцией легких

763 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68510

⸱

18 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

В этой статье

Краткое содержание

В этом исследовании предлагается структурированный подход к экстубации, адаптированный к моделям механической вентиляции легких (ИВЛ) на крысах. Такой подход способствует плавному переходу от МВ к спонтанному дыханию, сводя к минимуму осложнения, связанные с экстубацией. Стандартизация отлучения от груди, обеспечения проходимости дыхательных путей и ухода после экстубации повышает надежность и воспроизводимость экспериментальных исследований.

Аннотация

Механическая вентиляция легких (ИВЛ) широко используется в интенсивной терапии, но связана с различными осложнениями, которые влияют как на краткосрочные, так и на долгосрочные исходы, включая повреждение легких, вызванное аппаратом ИВЛ, дисфункцию диафрагмы, вызванное ИВЛ, и повреждение головного мозга, связанное с ИВЛ. Это ключевые компоненты синдрома постреанимационного отделения (PICS). Модели грызунов жизненно важны для исследования длительных воздействий и основных механизмов MV, однако стандартизированные модели после экстубации остаются ограниченными. Экстубация является критически важным этапом перехода, который часто выполняется непоследовательно в существующих моделях крыс, что приводит к неудачам и осложнениям. В данном исследовании представлен четырехступенчатый структурированный подход к экстубации для моделей MV на крысах Спрага-Доули, предназначенный для оптимизации перехода от MV к спонтанному дыханию при минимизации осложнений, связанных с экстубацией. Подход включал в себя: (1) начало отлучения от груди путем снижения седации пропофолом до 50% и оценку готовности по частоте дыхания, смещению грудной клетки, газам артериальной крови и рефлексам; (2) подготовка к экстубации путем очистки дыхательных путей и поддержание оксигенации; (3) выполнение экстубации с поддержанием седации и контролируемым удалением трубки; и (4) обеспечение ухода после экстубации, включающего непрерывное наблюдение и кислородную поддержку. Эта модель, проверенная на основе 20 успешных экстубаций после первоначальных неудач, представляет собой ценную платформу для изучения долгосрочных эффектов MV, особенно в контексте PICS. Этот подход оптимизирован для 6 ч MV и, как предполагается, может быть расширен на другие штаммы и более длительную вентиляцию, хотя такая адаптация требует тщательной проверки и мониторинга для обеспечения надежности и благополучия животных.

Введение

Механическая вентиляция легких (ИВЛ) остается краеугольным камнем интенсивной терапии, обеспечивая необходимую респираторную поддержку при острой дыхательной недостаточности и выступая в качестве жизненно важного дополнения во время анестезии при хирургических процедурах1. Тем не менее, МВ связан с рядом осложнений, таких как повреждение легких, вызванное аппаратом ИВЛ2, индуцированное вентиляцией диафрагмы и дисфункция мышц выдоха 3,4,5,6 и ассоциированное с ИВЛ повреждение головного мозга 7,8. Эти осложнения способствуют неудачной экстубации, длительному пребыванию в отделениях интенсивной терапии (ОИТ) и больницах, а также увеличению смертности9. По мере улучшения показателей выживаемости в ОРИТ внимание все больше смещается в сторону долгосрочных последствий МВ, при этом пост-ОРИТ синдром (ПИКС) становится критической проблемой10. Патофизиологические механизмы, лежащие в основе PICS, остаются неясными, отчасти из-за отсутствия надежных животных моделей, отражающих нюансы восстановления после экстубации и долгосрочных последствий MV11.

Модели на крысах сыграли ключевую роль в углублении понимания травм, вызванных MV, предлагая масштабируемость, воспроизводимость и механистическое понимание. Тем не менее, большинство существующих моделей сосредоточены на острых эффектах МВ, при этом трахеостомия является преобладающим методом МВ в экспериментальных условиях 12,13,14. В то время как трахеостомия облегчает МВ и отлучение от груди после нее, она обходит верхние дыхательные пути, критически важный анатомический и функциональный барьер. Это повышает восприимчивость к легочным осложнениям, таким как вентиляционно-ассоциированная пневмония15,16. Кроме того, отсутствие носового воздушного потока в моделях трахеостомы нарушает синхронизацию сети мозга. Это усложняет исследования когнитивных и неврологических исходов17,18. В отличие от этого, модели эндотрахеальной интубации/экстубации сохраняют целостность верхних дыхательных путей. Они избегают присущих трахеостомии недостатков и больше напоминают клиническую траекторию отлучения от МВ.

Тем не менее, существующим моделям экстубации часто не хватает стандартизации, что приводит к значительной вариабельности при переходе от МВ к спонтанному дыханию19,20. Такое отсутствие структуры создает риск осложнений, связанных с экстубацией, включая обструкцию дыхательных путей, респираторный дистресс и аспирацию, которые могут привести к гибели животных. Такие неудачи не только ставят под угрозу способность исследовать долгосрочные результаты, но и делают первоначальную модель MV неэффективной, тратя впустую драгоценное время, ресурсы и финансовые вложения. Эти проблемы подчеркивают критическую необходимость структурированного подхода к экстубации для обеспечения успешной выживаемости после экстубации и надежных долгосрочных исследований.

Для решения этих проблем был разработан структурированный подход к экстубации для моделей Спрага-Доули (SD) на крысах, который тесно связан с клинической практикой отлучения от MV. Этот подход включает в себя четыре ключевых этапа: приближение к отлучению, подготовка к экстубации, выполнение экстубации и уход после экстубации. Основные процедурные рекомендации включают поддержание седации от легкого до умеренного во время отлучения от груди, в частности, снижение инфузии пропофола до 50% от дозы, используемой во время полного MV, чтобы обеспечить спонтанное дыхание и предотвратить возбуждение. Готовность к экстубации следует оценивать на основе стабильной частоты дыхания 60-70 вдохов в минуту и адекватного спонтанного дыхательного объема, который можно аппроксимировать с помощью простых, откалиброванных домашних весов. Полное восстановление сознания перед экстубацией не требуется. Инфузию пропофола следует прекратить во время экстубации, чтобы еще больше снизить риск возбуждения, вызванного интубацией. Стандартизируя процесс экстубации, этот подход сводит к минимуму вариабельность, позволяет избежать осложнений, связанных с экстубацией, и повышает выживаемость. Эта модель была оптимизирована для длительности MV до 6 часов; Продление МВ после этого периода может потребовать модифицированных протоколов седации, стратегий постепенного отлучения от груди и тщательного физиологического мониторинга для обеспечения выживаемости и надежных результатов. Несмотря на то, что протокол был валидирован на крысах SD, он может быть адаптирован для других штаммов путем регулировки настроек вентиляции с учетом специфичной для штамма механики дыхания и различной восприимчивости к повреждению легких. С соответствующими модификациями структурированный подход может также способствовать более долгосрочным исследованиям вентиляции, повышая как воспроизводимость, так и трансляционную релевантность экспериментальных моделей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Исследование было сосредоточено на поведенческом тестировании после экстубации и было одобрено Комитетом по экспериментам на животных и благополучию экспериментальных животных Столичного медицинского университета (No. AEEI-2024-391). Все крысы в возрасте 8 недель (SD, самец, 200-250 г) были акклиматизированы в помещении для животных в Capital Medical University за 3 дня до начала эксперимента. Крыса содержалась в контролируемой среде, включая 12-часовой цикл света/темноты, начинающийся в 8:00 утра, при температуре 25 °C ± 1 °C и влажности на уровне 50% ± 10%. Еда и вода предоставлялись в неограниченном количестве. Все процедуры, включающие анестезию, отсасывание и обработку крови, проводились с соблюдением соответствующих мер безопасности, включая использование средств индивидуальной защиты, стерильные методы и соблюдение институциональных протоколов биобезопасности. Все процедуры были выполнены в соответствии с рекомендациями ARRIVE. Все оборудование, использованное в настоящем исследовании, представлено на рисунке 1. Перечень реагентов и используемого оборудования приведен в Таблице материалов.

1. Видеозапись ротовой интубации с помощью ларингоскопии

  1. Подготовьте устройство для интубации.
    1. Используйте специально модифицированное устройство для интубации, адаптированное к устройству для удаления ушной серы (диаметр совка 5,5 мм, изогнутый в депрессор языка). Это устройство оснащено источником света и камерой, подключенной по Bluetooth к смартфону для визуализации в режиме реального времени (рисунок 2A).
  2. Выберите эндотрахеальную трубку.
    1. Выбирайте эндотрахеальную трубку 16-G в зависимости от веса крысы.
  3. Вызвать анестезию (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
    1. Введите пропофол (2 мг/100 г) через хвостовую вену. Подтвердите анестезию, проверив отсутствие зрительной реакции и реакции на щипцы ног. Следите за дистальным цветом кожи в качестве индикатора уровня оксигенации.
  4. Расположите крысу.
    1. Закрепите крысу под наркозом на маленьком столике для животных. Зафиксируйте конечности и резцы, а также поддерживайте температуру тела на уровне 37-38 °C с помощью одеяла для мелких животных.
  5. Провести интубацию.
    1. Аккуратно подтяните язык к правому уголку рта. Вставьте интубационное устройство у основания языка и продвигайте его к надгортаннику.
    2. Поднимите кончик устройства, чтобы обнажить голосовую щель. Введите эндотрахеальную трубку во время ингаляции (рисунок 2-C). После интубации крыса будет подключена к аппарату искусственной вентиляции легких.

2. Искусственная вентиляция легких

  1. Подключите кислородный концентратор.
    1. Отрегулируйте соответствующую концентрацию кислорода и подключитесь к аппарату искусственной вентиляции легких (обычно 80%).
  2. Настройка параметров аппарата ИВЛ.
    1. Проветривать крысу в течение 6 ч с помощью аппарата ИВЛ для мелких животных с легочными защитными настройками: дыхательный объем: 4-6 мл/кг, PEEP: 0 смЧ2О.
  3. Поддержание анестезии: Вводите пропофол (4 мг/кг/ч) через шприцевой насос.
  4. Следите за газообразным составом крови.
    1. Проверяйте газы артериальной крови каждые 3 ч с помощью газоанализатора крови. Непрерывно контролируйте дистальный цвет кожи между анализами газов крови в качестве индикатора состояния оксигенации.

3. Процедура экстубации конечного пункта давления в дыхательных путях (APEC)

ПРИМЕЧАНИЕ: После того, как запланированная продолжительность механической вентиляции будет завершена, приступайте к четырехэтапному протоколу экстубации: (1) Приближение к отлучению, (2) Подготовка к экстубации, (3) Выполнение экстубации и (3) Уход после экстубации (Рисунок 3). Такой системный подход обеспечивает плавный переход к спонтанному дыханию при минимизации осложнений, связанных с экстубацией, и сохранении целостности экспериментальной модели.

  1. Приближение отлучения от груди
    1. Уменьшите инфузию пропофола: уменьшите скорость инфузии пропофола на 50%, чтобы обеспечить реактивацию диафрагмы и свести к минимуму движения конечностей и головы.
    2. Оцените готовность к отлучению: Перед отключением аппарата ИВЛ проверьте следующие параметры - Частота дыхания: 60-70 вдохов/мин; Смещение грудной клетки: ≥1 мм (измеряется с помощью стальной иглы, помещенной на мечевидный отросток); PaCO2: 35-45 мм рт.ст.; рН: 7,35-7,45; Наличие усов и языковых рефлексов (по желанию).
      Примечание: Усы и языковые рефлексы были определены как бинарные индикаторы (отсутствуют или присутствуют). Рефлекс усов относится к непроизвольному движению или подергиванию вибрисс в ответ на легкую тактильную стимуляцию. Речевой рефлекс характеризовался отведением языка или движением при слабой стимуляции.
    3. Отключите аппарат ИВЛ: Отключите аппарат ИВЛ, как только все критерии будут выполнены, и приступайте к подготовке крысы к экстубации.
  2. Подготовка к экстубации
    1. Обеспечьте насыщение кислородом: используйте самодельную маску для лица для поддержания адекватного насыщения кислородом (обычно 80%) и используйте цвет кожи в качестве индикатора уровня оксигенации.
    2. Прозрачные выделения из дыхательных путей: Используйте самодельное отсасывающее устройство (укороченный эпидуральный катетер [~5,5 см], подключенный к шприцу объемом 10 мл). Контролируйте скорость всасывания со скоростью ~2 мл/с в течение 3-4 с за сеанс.
    3. После надлежащей подготовки и очистки дыхательных путей процедура переходит к выполнению экстубации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Типичный объем секрета составляет <0,5 мл на одну аспирацию. Всасывание выполняется каждые 30 минут во время MV для минимизации накопления. Во время экстубации частота отсасывания обычно составляла 5-8 раз, при этом общее количество отсасывания составляло 2-4 мл.
  3. Выполнение экстубации
    1. Поддерживайте седативный эффект: Держите пропофол в половинной дозе, чтобы предотвратить возбуждение во время экстубации.
    2. Удалите эндотрахеальную трубку: используйте двуручную технику и стабилизируйте голову крысы указательным и большим пальцами левой руки. Аккуратно извлеките трубку указательным и большим пальцами правой руки.
    3. Прекратить прием пропофола: Прекратить инфузию пропофола сразу после экстубации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Успешная экстубация не должна приводить к гипоксемии или гиперкапнии. А после успешной экстубации необходим тщательный уход после экстубации.
  4. Уход после экстубации
    1. Контролируйте жизненно важные показатели: контролируйте частоту дыхания, амплитуду вдоха и дистальный цвет кожи.
    2. Обеспечьте насыщение кислородом: используйте самодельную маску для лица, чтобы обеспечить достаточный запас кислорода (обычно ~80%).
    3. Подготовьтесь к повторной интубации: Держите все устройства для интубации (Рисунок 1) под рукой и готовыми к немедленному использованию в случае необходимости.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Среднее время наблюдения до восстановления корректирующего рефлекса составляет 48,5 мин ± 10,4 мин. Анализ газов артериальной крови проводили в среднем через 20 минут, при этом PaO2 составлял 73,2 мм рт. ст. ± 4,6 мм рт. ст. и PaCO2 48,3 мм рт. ст. ± 3,6 мм рт. ст.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Этот подход к структурированной экстубации был разработан на основе четырех неудачных экстубаций и 20 последующих успешных экстубаций. В первых четырех попытках экстубация проводилась на основе опыта или индивидуального суждения. Причинами неудачной экстубации у четырех крыс были возбуждение во время экстубации (n = 2), дыхательная недостаточность после экстубации (n = 1) и обструкция дыхательных путей выделениями (n = 1). Эти неудачи показали, что оптимальная седация, чистые дыхательные ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании был разработан структурированный подход АТЭС к экстубации для модели MV на крысе, вдохновленный первыми четырьмя неудачными экстубациями и лежащими в их основе причинами. Все 20 крыс, экстубированных с использованием этого подхода, успешно прошли последующее поведенческое тестирование в течение следующих трех дней. Подход, состоящий из четырех ключевых этапов — приближение к отлучению, подготовка к экстубации, выполнение экстубации и уход после экстубации — был разраб...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о каких-либо конфликтах интересов, финансовых или иных.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Эндотрахеальная трубка 16GNJKEWBIONAЭндотрахеальная трубка
Анализатор газов кровиЭпокал ИнкСчитыватель EPOCКонтроль газов крови
Внутривенный катетерБезопасность интроканов4254074БЗаселяется в артериях и венах
Микрошприцевой насосМедицинская техника SLGOСР-1000Настой лекарственных препаратов
Концентратор кислорода для ПЭТПекин чжуншидичуан Научно-техническое развитие ЛтдЗС-МВПодача кислорода
Одеяло для обогрева мелких животныхПекин чжуншидичуан Научно-техническое развитие ЛтдЗС-ТПоддержание температуры
Аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животныхNJKEWBIOКВ-100Обеспечивают дыхание

Ссылки

  1. Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation. Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).
  2. Slutsky, A. S. History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).
  3. Reynolds, S. C., et al. Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation. Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).
  4. Shi, Z. H., et al. Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles. Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).
  5. Shi, Z. H., et al. Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding. Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).
  6. Van Den Berg, M., et al. Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients. Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).
  7. González-López, A., et al. Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways. Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).
  8. Pun, B. T., Ely, E. W. The importance of diagnosing and managing ICU delirium. Chest. 132 (2), 624-636 (2007).
  9. Trudzinski, F. C., et al. Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review. Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).
  10. Voiriot, G., et al. Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges. Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).
  11. Brück, E., et al. Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors. Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).
  12. Bruells, C. S., et al. Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model. BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).
  13. Gayan-Ramirez, G., et al. Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects. Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).
  14. Thomas, D., et al. Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats. J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).
  15. Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd Tracheotomy and the intensive care unit patient. Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).
  16. Hsu, C. L., et al. Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study. Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).
  17. Gretenkord, S., et al. Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice. PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).
  18. Salimi, M., et al. Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model. Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).
  19. Bruells, C. S., et al. Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model. PLoS One. 9 (1), e87460(2014).
  20. Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation. Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).
  21. De Souza, A. B. F., et al. Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation. Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).
  22. Almeida, M. R., et al. The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation. Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).
  23. Cândido, L. D. S., et al. Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation. Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).
  24. Da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи