Методическая статья

Ортотопический ксенотрансплантат сеногатоза седалищного нерва при нейрофиброматозе 1 типа

1.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68694

⸱

10 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut Cochin, Inserm U1016, CNRS UMR8104, Université Paris Cité, CARPEM, 2Institut Curie, INSERM U934/CNRS UMR 3215, Paris Sciences et Lettres Research University, Sorbonne University, 3Laboratory of preclinical investigation, Translational Research Department, Institut Curie, PSL Research University, 4Faculty of Pharmaceutical and Biological Sciences, Paris Cité University, 5Genetics Department, Institut Curie, 6Department of Plastic Surgery, Hôpital Ambroise Paré, APHP (Assistance Publique-Hôpitaux de Paris), 7Université Versailles Saint Quentin en Yvelines

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Нейрофиброматоз 1-го типа (НФ1) приводит к доброкачественным опухолям оболочки периферических нервов (нейрофибромам), для роста которых требуется специфическое нервное микроокружение. Была разработана оптимизированная модель ортотопического ксенотрансплантата с использованием интранейронной инъекции шванновских клеток человека мышам NSG. Эта модель обобщает нейрофибромы человека и предоставляет ценную платформу для оценки терапевтических стратегий.

Аннотация

Нейрофиброматоз 1-го типа (НФ1) — это генетическое заболевание, вызванное патогенными вариантами в гене НФ1 , приводящее к потере функции нейрофибромина и развитию доброкачественных опухолей оболочки периферических нервов, известных как нейрофибромы. В то время как генетически модифицированные модели мышей (GEMM) продвинули наше понимание патофизиологии NF1, им часто не удается воспроизвести спонтанный онкогенез и сложность микросреды нейрофибром, полученных от пациента. Ключевой проблемой при моделировании доброкачественных нейрофибром является их зависимость от микроокружения нерва, которое традиционные подходы к ксенотрансплантату не повторяют. Здесь была разработана оптимизированная модель ортотопического ксенотрансплантата для NF1-ассоциированных нейрофибром. Используя внутринейронную инъекцию иммортализированных шванновских клеток, полученных из нейрофибромы, в седалищный нерв мышей с иммунодефицитом NSG, эта модель резюмирует ключевые особенности биологии нейрофибромы человека, включая нервно-зависимый рост и взаимодействие микроокружения опухоли. Этот протокол позволяет осуществлять динамический мониторинг прогрессирования опухоли в режиме реального времени с помощью биолюминесцентной визуализации, обеспечивая воспроизводимый и количественный метод оценки роста нейрофибромы. В отличие от GEMM, эта модель позволяет контролировать инициацию опухоли и точную оценку доклинических терапевтических стратегий. Кроме того, он служит связующим звеном между GEMM и моделями ксенотрансплантатов, полученными от пациентов, повышая трансляционную значимость исследований нейрофибромы. Предлагая физиологически значимые условия для изучения взаимодействия опухоли и нерва, эта модель обеспечивает ценную платформу для исследования биологии нейрофибромы и оценки потенциальных терапевтических вмешательств. Будущие усовершенствования, включая интеграцию иммунных компонентов или передовые методы визуализации, могут еще больше расширить его применение в исследованиях NF1.

Введение

Нейрофиброматоз 1 типа (NF1) — это генетическое заболевание, вызванное патогенными вариантами в гене NF1 , приводящее к потере функции нейрофибромина, ключевого супрессора опухолей, который подавляет сигнальный путь RAS-митоген-активируемой протеинкиназы (MAPK)1. NF1 представляет собой синдром предрасположенности к опухолям2 с основными клиническими проявлениями, затрагивающими нервную систему, кожу и костную систему, в первую очередь поражая ткани, полученные из нервного гребня. Отличительной чертой NF1 является развитие доброкачественных опухолей периферических нервов, известных как нейрофибромы. Эти опухоли состоят в основном из шванновских клеток, содержащих биаллельную инактивацию NF1 (NF1-/-)3, наряду с другими стромальными элементами, включая фибробласты NF1+/- , периневральные клетки, иммунные клеткии компоненты внеклеточного матрикса.

Животные модели имеют важное значение для понимания патофизиологии нейрофибромы и для тестирования терапевтических стратегий. Мыши, гомозиготные по мутации нокаута Nf1 (KO) (Nf1-/-), умерли в утробе матери; Nf1+/− мыши жизнеспособны, фертильны и подвержены раку, как и их человеческие собратья5. Однако у этих животных отсутствуют отличительные черты болезни NF1 человека: у мышей Nf1+/- не проявлялись ни аномалии пигментации, ни нейрофибромы. За последнее десятилетие было создано большое разнообразие генетически модифицированных мышиных моделей (GEMM) для независимого моделирования некоторых симптомов с помощью подходов условного нокаута. Некоторые GEMM были разработаны для индуцирования образования нейрофибромы путем условной инактивации Nf1 в предшественниках шванновских клеток 6,7,8.

Несмотря на то, что эти GEMM значительно продвинули наше понимание NF19, их фенотипическая сложность и гетерогенность требуют альтернативных и дополнительных мышиных моделей для терапевтических анализов. Ортотопические ксенотрансплантаты представляют собой ценную альтернативу, позволяя имплантировать клетки человека непосредственно в их нативную анатомическую нишу, тем самым предлагая более физиологически актуальную модель. Тем не менее, большинство исследований, основанных на ксенотрансплантатах, были сосредоточены на злокачественных опухолях оболочек периферических нервов (МПНСТ)10, вероятно, потому, что нейрофибромы не трансплантируются эктопически, что оставляет пробел в моделировании доброкачественных опухолей.

В этом исследовании описывается новая ортотопическая модель нейрофибромы NF1, основанная на интраневральной инъекции иммортализированных шванновских клеток человека, происходящих из нейрофибромы (hTERT NF1 ipNF04.4 CVCL_UI78 клеточной линии) в седалищный нерв мышей с иммунодефицитом NOD SCID gamma (NSG). Этот подход в полной мере использует преимущества нативного нервного микроокружения, позволяя при этом формировать доброкачественную опухоль, обеспечивая при этом динамический мониторинг с помощью биолюминесцентной визуализации (BLI).

Этот протокол направлен на: (1) Создание воспроизводимой модели ортотопической нейрофибромы для NF1, (2) Обеспечение надежной доклинической платформы для изучения взаимодействия опухоли и нерва и оценки новых методов лечения, и (3) Преодоление разрыва между GEMMs11,12 и ксенотрансплантатами пациента (PDX)13 путем создания промежуточной контролируемой экспериментальной системы. Эта модель обеспечивает быстрое и экономически эффективное развитие опухоли - обычно в течение 5 дней после инъекции - без необходимости создания трансгенных линий мыши, тем самым сочетая доступность ксенотрансплантатов с анатомической значимостью ортотопического размещения.

Эта мышиная модель ксенотрансплантата опухоли (CDX) на основе ортотопической клеточной линии нейрофибромы имеет ряд преимуществ по сравнению с альтернативными методами. В отличие от GEMM, которые полагаются на генетическую предрасположенность для управления онкогенезом, эта модель позволяет осуществлять прямой контроль над инициацией и прогрессированием опухоли.

Протокол ортотопического приживления злокачественных опухолей оболочки периферических нервов (МПНСТ)10 был адаптирован к моделям доброкачественных нейрофибром. Это представляет собой значительный шаг вперед в трансляционных исследованиях NF1 с потенциальными применениями для определения новых терапевтических мишеней и тестирования инновационных стратегий лечения.

Протокол

Все процедуры были рассмотрены и одобрены комитетом по этике Института Кюри CEEA-IC #118 (Разрешение #50186, выданное Национальным органом) в соответствии с международными руководящими принципами и проводились обученным персоналом в соответствии с этическими принципами исследований на животных. Мыши с гамма-излучением NOD SCID (NSG) (NOD. Cg-Prkdc Il2rg/SzJ) были выбраны для этого исследования из-за их тяжелого иммунодефицита, который позволяет успешно приживлять клетки человека. Используемые реагенты и оборудование приведены в Таблице материалов.

1. Подготовка животной модели и клеточной линии

  1. Выполняйте удаление волос в месте операции с помощью электрической бритвы за день до пересадки, чтобы упростить процедуру для больших когорт мышей NSG.
  2. Чтобы предотвратить двустороннее поражение задних конечностей, во всех экспериментах вводите только один седалищный нерв (левую сторону) на мышь. Наблюдайте за мышами на предмет признаков дистресса, потери веса и двигательного дефицита.
  3. После процедуры дайте мышам полностью восстановиться на грелке в клетке без подстилки, чтобы предотвратить случайное вдыхание материала подстилки. Как только мыши станут полностью подвижными и не будут проявлять признаков вялости, снова введите их в помещение для животных.
  4. Для ксенотрансплантата используйте клеточную линию NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78), иммортализированную hTERT-иммортализированную человеческую шванновскую клеточную линию, полученную от пациента с NF114. Эти клетки были стабильно трансдуцированы с помощью ЦМВ-люциферазной конструкции, pLenti CMV Puro LUC (w168-1), что позволяет осуществлять продольное отслеживание через BLI с использованием коммерческой системы анализа люциферазы.
  5. Поддерживайте клетки в DMEM, дополненные 5% фетальной бычьей сывороткой (FBS) и 1% пенициллин-стрептомицином при 37 °C с 5%CO2. Расширьте слияние клеток до 80% для поддержания оптимальных условий роста.
  6. В день прививки трипсинизировать клетки (≤4 мин при 37 °С); подсчитывают и ресуспендируют их в дозе 5 × 103 клеток по 4 мкл на одну мышь.

2. Хирургическая процедура ортотопической ксенотрансплантации

  1. Предоперационная подготовка
    1. Подготовьте операционный пост перед индукцией анестезии, тщательно продезинфицировав рабочую зону. Покройте все контактные поверхности хирургического микроскопа и системы освещения стерильной прозрачной пленкой, а также убедитесь, что все хирургические инструменты были предварительно стерилизованы автоклавированием.
    2. Предоперационное обезболивание мышей подкожным бупренорфином (0,1 мг/кг) проводится за 30 мин до операции, чтобы обеспечить адекватную начальную анальгезию.
    3. Вызывайте и поддерживайте анестезию с помощью внутрибрюшинного введения кетамина (80 мг/кг) и ксилазина (15 мг/кг), приготовленных в свежем стерильном физрастворе и скорректированных в зависимости от массы тела (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Прежде чем продолжить, подтвердите глубину анестезии с помощью щипкового рефлекса на пальце ноги.
    4. Поддерживайте температуру тела с помощью грелки на протяжении всей процедуры, включая анестезию, пересадку и восстановление.
    5. Нанесите капли-лубриканты на глаза, чтобы предотвратить высыхание роговицы.
  2. Процедура инъекций
    1. Положите мышь на правый бок, слегка раздвинув задние лапки. Перед началом разреза накройте операционную область стерильной простыней.
    2. Подготовьте стерильное операционное поле с помощью повидон-йода.
    3. Разрез и рассечение: с помощью тонких ножниц сделайте небольшой разрез кожи (~5 мм) параллельно бедренной кости. Осторожно отделите нижележащую мышцу, чтобы обнажить седалищный нерв: используйте тонкие щипцы и микроножницы, чтобы аккуратно разделить мышечные слои, стараясь не повредить кровеносные сосуды. Определите седалищный нерв как белую структуру, похожую на шнур, расположенную медиально бедренной кости.
    4. Храните клеточную суспензию в пробирке объемом 1,5 мл и осторожно переворачивайте, чтобы восстановить осевшие клетки. Загрузите 4 мкл клеточной суспензии в шприц Hamilton объемом 10 мкл иглой 33 G (которая была выбрана для минимизации травмирования нервов при сохранении высокой жизнеспособности клеток).
      1. Введите иглу параллельно оси седалищного нерва (для предотвращения перфорации) на глубину ~2 мм. Медленно начните вводить инъекцию, чтобы создать давление и зазор между нервом и периферической оболочкой. Медленно продвигайте иглу еще на 4-5 мм. Затем медленно вводите суспензию, одновременно извлекая иглу из нерва. Избегайте любого напряжения или движения нерва.
      2. Выполняйте процедуру, не растягивая седалищный нерв, чтобы предотвратить повреждение, и не используйте зажимы. Подождите 10-15 с, прежде чем медленно извлекать иглу, чтобы свести к минимуму рефлюкс.
    5. После инъекции убедитесь, что седалищный нерв выглядит слегка опухшим в месте инъекции, без утечки или обесцвечивания. Об успешном введении свидетельствует стабильный внешний вид нерва без экстравазации.
    6. Закройте хирургический разрез с помощью 3-4 простых прерывистых нитей с нерассасывающимся материалом (3-0, 30 мм, 3/8 c), чтобы избежать воспаления в месте операции. Если операция длится более 10 минут, введите 1 мл лактата Рингера (в/к). Применяют мелоксикам (5 мг/кг, подкожно) в конце дня.
    7. Пометьте каждую мышь для уникальной идентификации с помощью ушного прокола или бирки сразу после операции и до восстановления после анестезии.
    8. Позвольте мышам восстановиться в условиях контролируемой температуры и отслеживайте послеоперационные осложнения.

3. Биолюминесцентная визуализация для приживления и мониторинга роста опухоли

  1. Чтобы оценить успешное приживление и прогрессирование опухоли, выполняйте BLI в нескольких временных точках. Для мониторинга in vivo используйте систему визуализации in vivo , чтобы улавливать свет, испускаемый в результате ферментативной реакции между люциферазой светлячков, экспрессируемой опухолевыми клетками, и ее субстратом, D-люциферином. Этот подход обеспечил точный метод визуализации и количественной оценки активности опухоли, дающий ценную информацию о динамике опухоли с течением времени.
  2. Количественно оцените сигналы биолюминесценции в определенные моменты времени после трансплантации, включая 5, 12, 19, 26, 30 и 33 дня после трансплантации (Рисунок 1). Как правило, для оптимизации процесса и обеспечения согласованности измерений используется изображение пяти мышей одновременно.

4. Настройка изображения

  1. Обезболивайте мышей 2% изофлураном во время получения изображения и используйте грелку, встроенную в тепловизор IVIS.
  2. Расположите мышей последовательно в одной и той же ориентации и визуализируйте их через 10 минут после внутрибрюшинного введения D-люциферина в дозе 10 мкл/г массы тела (исходная концентрация: 15 мг/мл в PBS, свежеприготовленном и отфильтрованном).
  3. Получите изображение в течение 1 минуты с помощью программного обеспечения для сбора данных, следя за тем, чтобы ни один пиксель не перенасыщен во время процесса.
  4. Измеряйте интенсивность биолюминесцентного сигнала как относительное количество фотонов/с. Используйте систему обработки изображений со следующими настройками: Время экспозиции: Авто; Биннинг: Средний; Диафрагма: 1,2; Поле зрения: 12,5 см; Программное обеспечение: Программное обеспечение Living Image v4.7.3.
  5. Измеряйте излучение света из опухолевых областей, выраженное в виде относительного количества фотонов в секунду, с помощью запатентованного программного обеспечения. Визуализируйте интенсивность биолюминесценции с помощью псевдоцветового масштабирования, которое накладывается на черно-белые изображения, снятые одновременно.

5. Критерии успешности приживления

  1. Исключите мышей, если у них отсутствует обнаруживаемая биолюминесценция или если сигнал со временем ослабевает.
  2. Включайте только мышей с прогрессирующим увеличением люминесценции между 5 и 12 днями.
  3. Перейдите к мониторингу опухоли с помощью биолюминесцентной визуализации, как описано в разделе «Репрезентативные результаты».

Результаты

С помощью описанной выше процедуры была успешно создана ортотопическая модель опухоли седалищного нерва у мышей с иммортализированными клетками, полученными из нейрофибромы (ipNF04.4). Биолюминесцентная визуализация с использованием D-люциферина выявила четкую локализацию опухоли в седалищном нерве уже на 5-й день с признаками экспоненциального роста с течением времени. Приживление было успешным у 90% (37 из 41) инъекционных мышей. Прогрессирование опухоли контролировалось на 5, 12, 19, 26, 30 и 33 день (Рисунок 1А), и в течение всего периода мониторинга не наблюдалось неспецифических сигналов. Мышей усыпляли на 33-й день, в соответствии с рекомендациями учреждения, при первых признаках дистресса или чрезмерной опухолевой нагрузки. При вскрытии опухоль выглядела хорошо развитой и интегрированной в седалищный нерв, без признаков образования абсцесса (рис. 1В). Примечательно, что мыши демонстрировали нормальную способность передвигаться сразу после восстановления после анестезии.

figure-results-1
Рисунок 1: Биолюминесцентная визуализация и макроскопический анализ ксенотрансплантатов ортотопического седалищного нерва у мышей NSG. (A) Продольная биолюминесцентная визуализация (BLI) двух мышей NSG, введенных интранейронально с клетками ipNF04.4 в левый седалищный нерв. Изображения были сделаны на 5, 12, 19, 26, 30 и 33 день после инъекции, иллюстрируя прогрессирующий рост опухоли с течением времени у двух и тех же мышей. Увеличение интенсивности биолюминесцентного сигнала отражает успешное приживление и распространение опухоли в микроокружении нерва. (B) Макроскопическое изображение седалищного нерва на 33-й день после трансплантации, показывающее хорошо развитую, интегрированную опухоль без признаков образования абсцесса. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Микрофотография участка трансплантата этой мыши, демонстрирующая рост опухоли и очаговую инвазию. Залитые парафином срезы тканей, окрашенные гематоксилином и эозином (H&E). Приведены примеры типичных опухолей у трех мышей. Масштабные линейки: 2000 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Дополнительный рисунок 1: Репрезентативная эволюция массы тела мышей NSG (n=15) в ходе эксперимента с ксенотрансплантатом. Существенной потери веса не наблюдалось. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать эту цифру.

Обсуждение

Успешное создание модели ксенотрансплантата (CDX) из клеточной линии ортотопических нейрофибром у мышей NSG представляет собой значительный прогресс в исследованиях NF1, устраняющий ключевые ограничения существующих моделей. Протокол подтверждает, что иммортализированные NF1-ассоциированные шванновские клетки человека (ipNF04.4)14,15,16 могут быть эффективно внедрены в седалищный нерв мышей с иммунодефицитом, что приводит к воспроизводимому развитию опухоли в физиологически значимом микроокружении. Ортотопические ксенотрансплантаты шванновских клеточных линий были упомянуты в оригинальных исследованиях по созданию шванновских клеточных линийчеловека 14,15, и подробный протокол представлен здесь.

Ключом к успеху этого протокола стала тщательная подготовка и мониторинг как клеточных компонентов, так и животных-хозяев. Во время процедуры анестезия тщательно контролировалась, что гарантировало, что мыши поддерживаются в надлежащем состоянии анестезии без значительного стресса. Чтобы свести к минимуму любое потенциальное повреждение, седалищный нерв не растягивали зажимами или щипцами, а также соблюдали большую осторожность, чтобы избежать механического воздействия на ткани. Использование BLI на основе люциферазы позволило проводить неинвазивный лонгитюдный мониторинг роста опухоли, обеспечивая количественные и воспроизводимые данные. Эта стратегия визуализации не только подтвердила жизнеспособность трансплантата, но и позволила выявить ранние отклонения в динамике опухоли. Отсутствие значительной потери веса (Дополнительный рисунок 1), двигательной дисфункции или других признаков дистресса у мышей подчеркивает совместимость этого протокола с этическими принципами благополучия животных и 3R (Замена, Сокращение, Уточнение).

По сравнению с GEMM, которые полагаются на условную инактивацию Nf1 6,7,9, этот подход имеет несколько явных преимуществ. GEMM требуют специфических генетических модификаций, но они могут не полностью воспроизводить сложные взаимодействия опухоли и стромы, наблюдаемые при нейрофибромах человека 1,17. Эта модель позволяет проводить прямое исследование шванновских клеток человека в их родной нервной нише, сохраняя клеточныевнешние факторы4. В отличие от ГЭММ, где опухоли развиваются непредсказуемо с течением времени, модель ксенотрансплантата позволяет осуществлять точный пространственно-временной контроль над образованием опухоли. Эта модель обеспечивает быструю и воспроизводимую платформу для тестирования кандидатных методов лечения, а BLI позволяет в режиме реального времени отслеживать прогрессирование опухоли и ответ на лечение.

Кроме того, эти результаты согласуются с предыдущими исследованиями МПНСТ, в которых было показано, что ортотопическая ксенотрансплантация повышает точность моделей опухолей5. Тем не менее, доброкачественные нейрофибромы представляют собой уникальные проблемы, поскольку их рост в значительной степени зависит от специфических нервных взаимодействий, которые обычные методы подкожной трансплантации не могут восполнить6. Полученные результаты подтверждают, что интраневральная инъекция обеспечивает оптимальную среду для устойчивого развития нейрофибромы.

Таким образом, эту модель in vivo можно рассматривать как актуальную дополнительную альтернативу GEMM для доклинических терапевтических испытаний. Однако у модели есть ограничения. Шванновские клетки человека, полученные из нейрофибром, были увековечены и демонстрируют фенотип опухоли, который можно считать более агрессивным, чем у плексиформной нейрофибромы, с плотной пролиферацией клеток (рис. 2). У животных не наблюдалось никаких признаков отдаленного распространения, а полная злокачественная трансформация не продемонстрирована. Необходимы дальнейшие исследования, чтобы показать, может ли клеточный фенотип соответствовать «промежуточному» фенотипу, напоминающему об атипичной нейрофиброме, такой как атипичные нейрофиброматозные новообразования с неизвестным биологическим потенциалом (ANNUBP)18. Еще одно критическое ограничение модели заключается в ее зависимости от иммунодефицитных мышей. Отсутствие адаптивной иммунной системы у мышей NSG ограничивает изучение иммунно-опухолевых взаимодействий, которые все чаще признаются ключевыми факторами биологии нейрофибромы 7,19,20,21. Будущие усовершенствования могут включать в себя гуманизированные мышиные модели или альтернативные стратегии для лучшего отражения иммунологических аспектов заболевания. Кроме того, использование экспрессии люциферазы для мониторинга опухолей, хотя и является высокоэффективным, может ограничить применимость этого протокола к экспериментальным установкам, не имеющим доступа к оборудованию BLI. Несмотря на то, что БЛИ является чувствительным и неинвазивным методом, он не дает прямого представления о гистопатологических изменениях. Дополнительные анализы, такие как МРТ или расширенная гистология, могут еще больше улучшить характеристику прогрессирования нейрофибромы.

Несколько процедурных этапов могут потребовать оптимизации для обеспечения успешного приживления опухоли. Неудача инъекции может быть результатом неправильного расположения иглы или чрезмерной утечки клеточной суспензии. Чтобы смягчить это, игла должна быть осторожно введена параллельно седалищному нерву и медленно извлекаться после инъекции. Вариабельность сигналов биолюминесценции может возникать из-за непостоянной дозировки люциферина или смещения во время визуализации. Рекомендуется стандартизировать время введения люциферина (10 минут) и поддерживать одинаковые настройки визуализации для всех животных. Если вариабельность роста опухоли остается высокой, подтвердите жизнеспособность клеток перед инъекцией и минимизируйте стресс животного во время работы.

В заключение следует отметить, что данное исследование создает новую и воспроизводимую модель ксенотрансплантата ортотопической нейрофибромы, предлагающую эффективную доклиническую платформу для изучения доброкачественных опухолей, ассоциированных с NF1. Используя шванновские клетки человека в их естественном нервном микроокружении, эта модель точно имитирует биологию нейрофибромы человека, обеспечивая при этом мониторинг опухолей в режиме реального времени и контролируемые терапевтические вмешательства. Эта модель представляет собой важный шаг между GEMM и моделями, полученными от пациента (PDX), прокладывая путь к более клинически значимым подходам к исследованию и лечению нейрофибромы.

Будущие усовершенствования должны быть направлены на интеграцию иммунных компонентов, таких как гуманизированные модели мышей, для изучения роли микроокружения опухоли6. Расширение методов визуализации, включая МРТ или ПЭТ, может дополнить БИ структурными и метаболическими знаниями22. Продление сроков экспериментов будет иметь важное значение для изучения долгосрочного развития нейрофибромы и потенциальных рисков злокачественной трансформации. Преодолевая разрыв между моделями GEMM и PDX, эта платформа расширяет трансляционные исследования в области NF1, предлагая новые возможности для терапевтических инноваций при доброкачественных опухолях оболочки периферических нервов.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным институтом рака (Inca_18828). Мы хотели бы поблагодарить платформу HistIM (режиссер Мэрилин Фавье) и Пьера Сойе из Института Кочина.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
БупренорфинBuprecareДля предоперационной анальгезии
Нагревательные матыANIPHYVI-653246За поддержание нормотермии во время операции на мышях
hTERT NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78) клеточная линия Прикладные биологические материалыT0194Увековечённая человеческая NF1-нулевая линия Шванна
ИзофлуранIso-VetДля анестезии у мышей во время биолюминесцентной визуализации
IVIS Lumina серии IIIРеввитиДля биолюминесцентной визуализации
КетаминКетамин 1000 ВирбакДля хирургической анестезии у мышей
Программное обеспечение для создания живых изображенийРеввитиВключено в состав IVISДля получения изображений и количественной оценки
Система анализа люциферазыPromegaE1500Для обнаружения BLI
МелоксикамMETACAMНестероидный противовоспалительный препарат (НПВП)
Монофиламентный невпитываемый шовЭТИЛОНF2419HДля зашивания разреза
Игла для шприцаГамильтонОбычайga33/12,7 мм/pst4-12°
NOD SCID гамма (NSG) мыши  Река Чарльз614NSG
pLenti CMV Puro LUC (w168-1)Addgene17477Для выражения люциферазы светлячков
Povidone iodé e dermique 10%Виатрис330200775Местный антисептик для дезинфекции кожи
Лезвие скальпеляFST10015-00Для разреза кожи во время операции
Стереомикроскоп L125LeicaДля визуализации места инъекции клеток в седалищном нерве
Шприц 10 и микро; lГамильтон1701RNДля инъекции клеток в седалищный нерв
СилазинРомпун 2%Для хирургической анестезии у мышей

Ссылки

  1. Brems, H., Beert, E., De Ravel, T., Legius, E. Mechanisms in the pathogenesis of malignant tumours in neurofibromatosis type 1. Lancet Oncol. 10 (5), 508-515 (2009).
  2. Rasmussen, S. A., Friedman, J. M. NF1 gene and neurofibromatosis 1. Am J Epidemiol. 151 (1), 33-40 (2000).
  3. Gutmann, D. H., et al. Neurofibromatosis type 1. Nat Rev Dis Primers. 3 (1), 17004(2017).
  4. Mazuelas, H., et al. Modeling iPSC-derived human neurofibroma-like tumors in mice uncovers the heterogeneity of Schwann cells within plexiform neurofibromas. Cell Rep. 38 (7), 110385(2022).
  5. Jacks, T., et al. Tumour predisposition in mice heterozygous for a targeted mutation in Nf1. Nat Genet. 7 (3), 353-361 (1994).
  6. Radomska, K. J., et al. Cellular origin, tumor progression, and pathogenic mechanisms of cutaneous neurofibromas revealed by mice with Nf1 knockout in boundary cap cells. Cancer Discov. 9 (1), 130-147 (2019).
  7. Chen, Z., et al. Spatiotemporal loss of NF1 in Schwann cell lineage leads to different types of cutaneous neurofibroma susceptible to modification by the Hippo pathway. Cancer Discov. 9 (1), 114-129 (2019).
  8. Wu, J., et al. Plexiform and dermal neurofibromas and pigmentation are caused by Nf1 loss in desert hedgehog-expressing cells. Cancer Cell. 13 (2), 105-116 (2008).
  9. Li, S., Chen, Z., Le, L. Q. New insights into the neurofibroma tumor cells of origin. Neurooncol Adv. 2 (Suppl 1), i13-i22 (2020).
  10. Turk, A. N., Byer, S. J., Zinn, K. R., Carroll, S. L. Orthotopic xenografting of human luciferase-tagged malignant peripheral nerve sheath tumor cells for in vivo testing of candidate therapeutic agents. J Vis Exp. (49), e2558(2011).
  11. Jessen, W. J., et al. MEK inhibition exhibits efficacy in human and mouse neurofibromatosis tumors. J Clin Invest. 123 (1), 340-347 (2013).
  12. Jousma, E., et al. Preclinical assessments of the MEK inhibitor PD-0325901 in a mouse model of neurofibromatosis type 1: MEK inhibition in neurofibroma. Pediatr Blood Cancer. 62 (10), 1709-1716 (2015).
  13. Blanchard, Z., Brown, E. A., Ghazaryan, A., Welm, A. L. PDX models for functional precision oncology and discovery science. Nat Rev Cancer. 25, 153-166 (2024).
  14. Li, H., Chang, L. J., Neubauer, D. R., Muir, D. F., Wallace, M. R. Immortalization of human normal and NF1 neurofibroma Schwann cells. Lab Invest. 96 (10), 1105-1115 (2016).
  15. Muir, D., Neubauer, D., Lim, I. T., Yachnis, A. T., Wallace, M. R. Tumorigenic properties of neurofibromin-deficient neurofibroma Schwann cells. Am J Pathol. 158 (2), 501-513 (2001).
  16. Wu, M., Wallace, M. R., Muir, D. Tumorigenic properties of neurofibromin-deficient Schwann cells in culture and as syngrafts in Nf1 knockout mice. J Neurosci Res. 82 (3), 357-367 (2005).
  17. Rasmussen, S. A., Friedman, J. M. NF1 gene and neurofibromatosis 1. Am J Epidemiol. 151 (1), 33-40 (2000).
  18. Miettinen, M. M., et al. Histopathologic evaluation of atypical neurofibromatous tumors and their transformation into malignant peripheral nerve sheath tumor in patients with neurofibromatosis 1: A consensus overview. Hum Pathol. 67, 1-10 (2017).
  19. Pundavela, J., et al. Stimulator of interferon gene facilitates recruitment of effector CD8 T cells that drive neurofibromatosis type 1 nerve tumor initiation and maintenance. Sci Adv. 10 (42), eado6342(2024).
  20. Fletcher, J. S., Pundavela, J., Ratner, N. After Nf1 loss in Schwann cells, inflammation drives neurofibroma formation. Neurooncol Adv. 2 (Suppl 1), i23-i32 (2020).
  21. Le, L. Q., Parada, L. F. Tumor microenvironment and neurofibromatosis type I: Connecting the GAPs. Oncogene. 26 (32), 4609-4616 (2007).
  22. Wu, J. C., Sundaresan, G., Iyer, M., Gambhir, S. S. Non-invasive optical imaging of firefly luciferase reporter gene expression in skeletal muscles of living mice. Mol Ther. 4 (4), 297-306 (2001).

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Модель нейрофибромыортотопический ксенографтшванновские клетки человекамикроокружение опухолибиолюминесцентная визуализацияопухоль периферического нервадоклиническая мышиная модельприживление опухоли
Ортотопический ксенотрансплантат сеногатоза седалищного нерва при нейрофиброматозе 1 типа
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.