Методическая статья

Мышиная двусторонняя почечная лимфаденэктомия

651 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68695

⸱

30 декабря 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает процедуру выживаемости при безопасной и хорошо переносимой двусторонней почечной лимфаденэктомии у мышей.

Аннотация

Аутоиммунные заболевания возникают из-за неправильного воздействия иммунных клеток на собственные ткани, что приводит к патологии и повреждению жизненно важных органов. Вторичные лимфоидные органы служат местом активации B и T-клеток и периферической иммунной толерантности, что является следствием дренажа антигена и трафика антиген-презентирующих клеток (APC) через местные лимфатические организмы. Роль локальных дренирующих лимфоузлов как начального места активации лимфоцитов описывалась в условиях опухолей, инфекций и органоспецифических аутоиммунных заболеваний, но не при системном аутоиммунном состоянии. Системная красная волчанка, одно из таких заболеваний, является широко распространённым аутоиммунным заболеванием с частым поражением почек, приводящим к повреждению почек и в конечном итоге отказу почек. Дальнейшее понимание роли почечных лимфатических узлов, которые являются основным центром дренирования антигена и транспорта АПК из почек, ограничено неспособностью селективно нарушать эту ткань. Здесь описана процедура выживаемости при безопасной и хорошо переносимой двусторонней почечной лимфаденэктомии у мышей. В комплекте представлены подробные инструкции, наглядные пособия, полезные советы для повышения успеха и устранение процедурных ошибок. Долгосрочная выживаемость отличная и наблюдается как минимум 4 месяца после операции. Удаленные почечные лимфатические узлы целы и сразу готовы к дальнейшей обработке. Эта процедура лучше всего подходит для изучения локального воздействия почечных лимфатических узлов.

Введение

Аутоиммунные заболевания охватывают все органы человеческого организма — от относительно ограниченных органами заболеваний, таких как аутоиммунный гепатит, увеит и сахарный диабет 1 типа, до широко распространённых заболеваний, таких как системный склероз и синдромШёгрена 1,2,3,4,5. Иммунологическая толерантность — критический этап развития B и T-клеток для предотвращения самореактивности6. Хотя центральная толерантность через клональную делецию в тимусе необходима и эффективна, это само по себе оставляет пробелы в защите от аутоиммунитета 7,8. Периферическая толерантность является вторичным барьером для самореактивности через анергию В и Т-клеток, делецию или истощение Т-клеток, которая происходит во вторичных лимфоидных органах, включая региональные тканевые лимфатические узлы после дренажаантигена 9,10. Однако становится всё более очевидно, что аутореактивные клетки могут проживать внутри этих лимфатических узлов и мигрировать из них у людей, которые генетически и/или экологически восприимчивы после неправильнойактивации 11,12.

Системная красная волчанка — одно из таких аутоиммунных заболеваний с явным задействием B и T-клеток в нескольких органах13. Особенно распространённым и болезненным проявлением является нефрит волчанки и прогрессирование в терминальную стадию почечной недостаточности14. Способность понимать прямое влияние локально проживающих B и T-клеток при аутоиммунно-вызванных заболеваниях почек, в отличие от циркулирующей системной патофизиологии, в настоящее время ограничена неспособностью селективно воздействовать на эти узлы. С учётом этого пробела была разработана процедура выживаемости для мышиной двусторонней почечной лимфаденэктомии, которая описана здесь.

Общая цель этого протокола — обеспечить безопасное и надёжное удаление двусторонних почечных лимфатических узлов у мышей с высокой выживаемостью и толерантностью после операции. Эта процедура лучше всего подходит для изучения локального влияния почечных лимфатических узлов на прайминг, активацию и толерантность иммунных клеток, связанных с заболеваниями почек. Эта процедура идеально подходит в сочетании с аутоиммунными или онкологическими моделями, влияющими на почку.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры выполняются в соответствии с протоколами Комитета по уходу и использованию животных Йельского института. Для разработки этой процедуры использовались 8-12-недельные штаммы Balb/c, мыши, склонные к волчанке (MRL/MpJ-Fas, lpr/J/J) и фальшивые контрольные группы с сопоставлением возраста/пола/генотипа 15. Кроме того, были протестированы мыши штамма дикого типа C57BL/6 возрастом 8-12 недель, и узлы были безопасно удалены. Были включены как самцы, так и самки мышей. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Подготовка инструментов, животных и операционной

  1. Стерилизуйте все хирургические инструменты. Убедитесь, что рабочая поверхность и носовой конус анестетика очищены 70% этанолом.
  2. Установите операционный микроскоп, чтобы обеспечить комфортную эргономику для хирурга.
  3. Установите аппарат для испаривания с ингаляционным анестетиком с носовым конусом и отсасыванием для избыточного удаления анестетика. Создайте рабочую поверхность с теплой водой для поддержания температуры тела и запасов животных в удобном, стерильном месте.
  4. Индуцировать анестезию путём введения 2%-3% ингаляционного изофлурана с потоком кислорода 2 л/ мин через носовой конус из ингаляционного анестетического вапорайзера (согласно утверждённым институциональными протоколами).
    1. Убедите соответствующую плоскость анестезии, подтвердив частоту дыхания примерно 30-40 вдохов в минуту и отсутствие реакции на защемление задней ноги. Периодически проверяйте подходящую плоскость анестезии и соответственно регулируйте расход изофлурана.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы также подходит инъекционный анестетик.
  5. Следуйте рекомендациям института по адекватному обезболиванию и местной анестезии. Например, можно вводить длительное действие обезболивающего, например, 3,25 мг/кг бупренорфина XR подкожно, и вводить до 0,04 мл/5 г раствора лидокаина с массой тела 1 мг/мл в запланированных местах разреза.
  6. Подготовьте животное к процедуре: нанесите смазку для глаз, выщипьте или подстригаете шерсть с обеих сторон, стерилизуйте спину раствором поводина/йода, затем вводите 70% этанола, и размещайте правый боковой декубит (справа вниз).
    1. Используйте скотч, чтобы закрепить левую руку животного сверху, а хвост снизу, чтобы создать расслабленную, но вытянутую позу (рисунок 1A). Это приведёт к более низкому смещению почки, что улучшит визуализацию и экспозицию.
  7. Наденьте стерильные перчатки и наденьте стерильные занавески на животное с окном в операционное поле. Сохраняйте стерильность на протяжении всего процесса.
    1. ПО ЖЕЛАНИЮ: Введение 10-20 мкл стерильного, фильтрованного 5% Evans Blue в фосфатно-буферном физиологическом растворе в двусторонние подушечки задних стоп перед размещением животных для лучшей идентификации почечных лимфатических узлов через дренаж вдоль подвздошного лимфатическоготракта 16 (рисунок 1D-G).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Имейте в виду, что этот краситель может мешать пятнанию и анализу цитометрических потоков. Кроме того, со временем Эванс Блю также проникнет в цистерну хили, см. раздел «устранение неполадок» для получения советов (Таблица 1).

figure-protocol-1
Рисунок 1: Анатомическое положение мыши и органов, а также опциональная инъекция Evans Blue. (A) Позиционирование и закрепление животных для воздействия левой почек. (B) Анатомическая ориентация внутри операционных окна. Левая цепь лимфатических узлов почки расположена рядом с надпочечниками и аортой, выше почечных сосудов. Правый почечный лимфатический узел находится чуть выше почечных сосудов. (C) Позиционирование и закрепление животных для воздействия правой почек. (Д-Г) Внедрение 20 мкл 5% инъекции Evans Blue. (D) Левая задняя стопа и цепь лимфатических узлов левой почки (белая стрелка) перед окрашиванием. Обратите внимание на общее расположение cisterna chyli (пунктирной коробки), которая часто прозрачна и/или трудноопределяема, если только не полная лимфой. (E) Цепь лимфатических узлов левой задней стопы и левого почечного узла (белая стрелка) через 5 минут после инъекции красителя. Обратите внимание на афферентные лимфатические сосуды (чёрная стрелка). (F) Правая задняя стопа и правый почечный лимфатический узел (белая стрелка) перед окрашиванием. G) Лимфатический узел правой задней стопы и правого почечного узла (белая стрелка) через 5 минут после инъекции красителя. Обратите внимание на афферентные лимфатические сосуды (чёрные стрелки). Масштабные полосы: A,C = 1,0 см; D-G (вид задней ноги) = 0,5 см; D-G (внутренние виды) = 0,1 см. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

2. Левая почечная лимфаденэктомия

  1. Сделайте косой разрез диаметром 1 см через кожу, чуть ниже селезёнки (примерно на 1 см ниже конечного ребра). Грубо рассечьте кожу от стенки живота/грудной клетки и определите селезёнку внутри брюшной полости.
    1. Сделайте разрез 1 см через мышцу брюшной стенки, чуть ниже селезёнки, чтобы получить доступ к брюшной полости (рисунок 2A,B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: У мышей с непигментированной кожей селезёнка хорошо видна через подготовленную кожу как тёмный, подвижный орган, расположенный боковой в брюшке и чуть ниже конечного ребра.
  2. Определите левую почку как гладкий орган вдоль задней брюшной стенки, чуть ниже селезёнки. Почки и связанные с ними почечные лимфатические узлы расположены в ретробрюгионеуме. С помощью двух наклонных щипцов грубо рассечьте заднюю часть левой почки для доступа к ретробрюшитонеуму (рисунок 2C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная и безопасная техника тупого вскрытия предполагает применение небольшого давления с закрытыми щипцами на нужную плоскость ткани и мягкое открытие инструмента, растягивая тканевые плоскости.
  3. Отражать левую почку антеромедиально.
  4. С помощью дисекционного микроскопа определите жировую подушечку, покрывающую левый почечный лимфатический узел, который будет расположен сзади левой почки и выше левого почечного сосуда. Идентифицировать и избегать надпочечников сверху, аорту сзади и цистернальные хилики антеромедиально (рисунок 1B,D).
  5. С помощью щипцов с тонким наконечником грубо разрезать капсулу лимфатического узла (отделяя её от окружающих сосудов), при этом мягко противонатяжение с помощью наклонной щипцы (рисунок 2E). Также можно использовать тонкие ножницы для тупого разбора этой плоскости.
  6. С помощью тонких прямых щипцов втяните головный лимфатический узел левого почечного узла, а тонкими ножницами резко разрезайте заднемедиальные прикрепления лимфатического узла. Будьте осторожны, чтобы не повредить расположенные рядом кровеносные сосуды и цистерну/грудный проток (рисунок 2F).
  7. Осмотрите область для гемостаза (рисунок 2G).
  8. Верните почку в анатомическое положение и закройте брюшную полость в два слоя (брюшную стенку и кожу) монофиламентным полипропиленовым швом 6-0 в беговом порядке. Нанесите стерильный хирургический клей на рану.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Левая почечная лимфаденэктомия. (A) Левый косой разрез чуть ниже и сзади тень селезёнки. (B) Выявление селезёнки сверху (белая линия), левого надпочечника сзади (чёрная стрелка) и левой почки снизу (чёрная линия). (C) Плоскость в ретробрюшинеум создаётся путём тупого рассечения непосредственно позади почки (чёрная стрелка). (D) Левый почечный лимфатический узел (белые стрелки) сразу виден внутри слоя жира. (E) Между ближайшими сосудами и узлом (белыми стрелками) создаётся плоскость. (F) Узел аккуратно втягивается и резко вырезается вдоль созданной плоскости. (G) Гемостаз подтверждается, и пустое пространство (выцветшие стрелки из (D)), где ранее находился лимфатический узел (белая стрелка), отмечено как свободное от остаточных лимфатических узлов. (H) Левый лимфатический узел часто представляет собой цепочку из нескольких узлов (белых стрелок). Вставка — это цепочка левого лимфатического узла ex vivo (1 мм x 3,5 мм). Масштабные полосы: 0,2 см. Галочка = 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

3. Лимфаденэктомия правой почки

  1. Переместить животное в левый боковой декубитус (слева вниз). Снова используйте скотч, чтобы закрепить правую руку животного сверху, а хвост снизу, чтобы создать расслабленную, но вытянутую позу. Это особенно важно справа, где печень может нарушать воздействие (рисунок 1C).
  2. Сделайте косой разрез диаметром 1 см через кожу, чуть ниже конечного ребра (немного выше, чем левая сторона). Грубо рассеките кожу от пресса/грудной стенки и сделайте разрез диаметром 1 см через мышцу брюшной стенки для доступа к брюшной полости (рисунок 3A).
  3. Определите правую почку как гладкий орган вдоль задней брюшной стенки, чуть ниже печени. Возможно, потребуется использовать ватный тампон с ватным наконечником, чтобы втянуть печёночную головку. С помощью двух наклонных щипцев тупо рассекают заднюю часть правой почки для доступа к ретробрюшинеуму (рисунок 3B,C).
  4. Отражайте правую почку переднемедиально.
  5. С помощью дисекционного микроскопа определите жировую подушечку, охватывающую правый почечный лимфатический узел, который будет расположен сзади правой почки и выше правых почечных сосудов. Идентифицировать и избегать надпочечников сверху (рисунок 1B,D).
  6. С помощью щипцов с тонким наконечником или ножницами с тонким концем, грубо разрезать капсулу лимфатического узла (отделяя её от окружающих сосудов), при этом аккуратно противотягайте наклонным щипцом (рисунок 3E).
  7. С помощью тонких прямых щипцов втяните головную часть правого почечного лимфатического узла, а тонкими ножницами резко разрезайте заднемедиальные прикрепления лимфатического узла (рисунок 3F). Будьте осторожны, чтобы не повредить почечные сосуды, которые расположены чуть ниже лимфатического узла.
  8. Осмотрите область для гемостаза (рисунок 3G).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В целом, правый почечный лимфатический узел имеет больший, задний дренажный сосуд, который при успешном извлечении лимфатического узла с большей вероятностью кровоточения. Кровотечение из этого сосуда можно контролировать мягким давлением ватным тампоном до достижения гемостаза.
  9. Верните почку в анатомическое положение и закройте брюшную полость в два слоя (брюшную стенку и кожу) монофиламентным полипропиленовым швом 6-0 в беговом порядке. Нанесите стерильный хирургический клей на рану.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Лимфаденэктомия правой почки. (A) Правый косой разрез чуть ниже и сзади конечного ребра. (b) Край печени выделен сверху (белая линия), а левая почка — снизу (чёрная линия). Правая надпочечник скрыта край печени. (C) Плоскость в ретробрюшинеум создаётся путём тупого рассечения непосредственно позади почки (чёрная стрелка). (D) Правый почечный лимфатический узел (белые стрелки) сразу виден внутри слоя жира. (E) Затем вокруг узла создаётся плоскость (белая стрелка). (F) Узел аккуратно втягивается и резко вырезается вдоль созданной плоскости. (G) Гемостаз подтверждается, и пустое пространство (выцветшие стрелки из (D)), где ранее находился лимфатический узел (белая стрелка), отмечено как свободное от остаточных лимфатических узлов. (H) Правый лимфатический узел — это один сферический узел (белая стрелка). Вставка — это ex vivo лимфатический узел (2 мм x 1,5 мм). Масштабные полосы: 0,2 см. Галочка = 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

4. Послеоперационный уход

  1. Переместите животное в чистую клетку, которая наполовину лежит на тепловодной циркуляционной площадке с доступом к еде и воде ad libitum.
  2. Дайте животному восстановиться после анестезии (~10-15 минут) и внимательно следите за признаками дискомфорта. Если животные не восстанавливаются своевременно после анестезии с соответствующим поведением (например, повышенной частотой дыхания, самовосстановление, ходьба, уход), гуманно усыпьте животное (согласно утверждённым институциональным протоколам).
  3. Когда все животные восстановятся после анестезии, возвращайте клетки в центр ухода за животными с доступом к воде, еде, подстилкам и материалам для обогащения ad libitum.
  4. Осматривайте мышей каждые 12 часов в течение 3 дней на признаки боли или дискомфорта (например, сутулость, снижение активности, снижение вовлечённости, плохой уход). Гуманно усыплять мышей с признаками стресса.
  5. Если используете постоянный шов (например, монофиламентный полипропилен 6-0), осмотрите разрезы на 10-й день после операции и удалите остатки швов.

5. Обработка лимфатических узлов

ПРИМЕЧАНИЕ: Исключённый лимфатический узел немедленно готов к внедрению в конвейеры для дальнейших последующих приложений.

  1. При первом изучении этой процедуры и анатомии подтверждайте удаление лимфатического узла с помощью гистологии или потоковой цитометрии, используя выбранные вами антитела окраски.
  2. Поместить ткань в среду клеточной культуры (например, DMEM, RPMI) или фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS) на лёд для живых клеточных методов или в фиксационный (например, 10% нейтральный буферный формалин, 4% параформальдегид) для планируемой гистологии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Быстрый, но менее точный способ подтвердить наличие лимфатических узлов — поместить резецированный образец в PBS. В целом, образец преимущественно лимфатических узлов погружается, а образец преимущественно жировой ткани будет плавать на плаву; однако при первой оптимизации процедуры рекомендуются дополнительные подтверждающие тесты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Эту процедуру можно выполнить за 15-20 минут на мышь. Для подтверждения точности этой процедуры были проведены двусторонние почечные лимфаденэктомии пяти однородным братьям в возрасте 8-12 недель, с совпадением по возрасту, полу и генотипу. Все мыши хорошо переносили процедуру с 100% периоперационной выживаемостью. Вырезанные образцы были помещены в PBS на льду. Все образцы сразу же погрузились, что подтвердило низкое содержание жира. Вырезанные образцы (и четыре отдельных висцеральных ж...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Здесь описана процедура выживаемости при безопасной и хорошо переносимой двусторонней почечной лимфаденэктомии у мышей. Основным ограничением этой процедуры является относительно небольшой размер почечных лимфатических узлов, что требует использования операционного микроскопа. Без операционного микроскопа достичь уверенной резекции бывает сложно. Некоторые генетические модели мышей имеют увеличенные лимфатические узлы, что облегчает идентификацию и обучениетехнике 17

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Р.А.Ф. является советником Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. и Ventus Therapeutics. Все остальные авторы не заявляют о конкурирующих интересах.

Благодарности

Мы выражаем признательность Дж. Олдерману, Б. Кадугану, Э. Хьюз-Пикару и Дж. Хорроксу за административную помощь, а также К. Хьюзу за управление колониями мышей. H.N.B. является стипендиатом Программы подготовки хирургов Йельского университета, которая частично финансировала и поддерживала этот проект. Эта работа также была профинансирована Медицинским институтом Говарда Хьюза (к R.A.F.) и Премией ординаторов Американского колледжа хирургов (H.N.B.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Анестезиологический контурЛюбойИли инъекционный анестетик
Проточный цитометр BD LSRII (или его эквивалент)BD BiosciencesОснащён программным обеспечением FACS Diva
Бупренорфин XRЛюбойДля обезболивающей
Среда клеточной культуры Любой(для техники живых клеток; то есть DMEM или RPMI)
DAPIБиолегенда422801Рабочая концентрация: 15 мкг/мл
Двойные/двойные светодиодные лампы с микроскопом с гусиной шеейЛюбой
Этанол (70% в воде)ЛюбойДля уборки
FITC-конъюгированный антимышиный CD45.2 (104)Биолегенда109806Рабочая концентрация: 5 мкг/мл
Щипцы: щипцы с наклоном и мелкими концами (x2)РобозRS-5058Материал: Дюдоксель; Узор #5, угол 45 градусов; размер наконечника 0,1 x 0,06 мм
Щипцы: щипцы с тонким наконечникомРобозRS-4960Материал: Dumostar; Выкройка #1; Размер наконечника: 0,20 x 0,12 мм
Щипцы: щипцы с тонким наконечникомРобозRS-4966Материал: Dumostar, совет по биологии; Выкройка #3; Размер наконечника: 0,08 x 0,04 мм
ЛидокаинЛюбойДля обезболивающей
МышиДжаксДля штамма C57BL/6, дикого типа: лаборатории Джексона #000664
Игольчатые драйверыРобозRS-6410Держатель для игл Castroviejo; Стрейт
Рабочий микроскопLeicaMZ9.5Стереоголовочный микроскоп Leica Mz9.5
OPTIONAL: Evans Blue красительSigmaE2129-10GДля трассировки лимфо.
Фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS)Любой
Раствор повидона/йодаЛюбойДля подготовки/стерилизации кожи
Ножницы: Очень тонкие ножницыРобозRS-5605Макферсон-Ваннас; 3 мм режущей кромки; изогнутый
Ножницы: средние ножницыРобозRS-5676Нойес; режущая кромка 13 мм; Прямая
Хирургический клейЛюбойнапример, клей для тканей 3M Vetbond
Шв: полипропилен 6-0 синего монофиламентаЛюбой
Фиксатор тканейЛюбой(для планируемой гистологии; то есть 10% нейтрального буферизованного формалина или 4% параформальдегида)
Тепловодная циркуляционная грелкаЛюбой
Мыши   Лаборатории ДжексонаДля штамма Balb/c — мышей, склонных к волчанке (MRL/MpJ-Fas-lpr/J): #000485

Ссылки

  1. Amador-Patarroyo, M. J., Peñaranda, A. C., Bernal, M. T. Autoimmunity. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  2. Echeverri, A. F., Tobón, G. J. Systemic autoimmune diseases. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  3. García-Carrasco, M., et al. Autoimmune disorders and pathogenesis. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  4. Sarmiento-Monroy, J. C., Mantilla, R. D., Rojas-Villarraga, A., Anaya, J. -M., et al. Lupus and immunological profiling. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. In: Anaya, J.-M. (2013).
  5. Solari, N. F., Cherñavsky, A. C., et al. Rheumatologic autoimmune syndromes. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  6. Kamradt, T., Mitchison, N. A. Tolerance and autoimmunity. N Engl J Med. 344 (9), 655-664 (2001).
  7. Rouiz-Argüelles, A., et al. Hematologic autoimmune conditions. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  8. Venanzi, E. S., Benoist, C., Mathis, D. Good riddance: Thymocyte clonal deletion prevents autoimmunity. Curr Opin Immunol. 16 (2), 197-202 (2004).
  9. Meng, X., et al. Immunological mechanisms of tolerance: Central, peripheral and the role of T and B cells. Asia Pac Allergy. 13 (4), 175-186 (2023).
  10. Swartz, M. A., Hubbell, J. A., Reddy, S. T. Lymphatic drainage function and its immunological implications: From dendritic cell homing to vaccine design. Semin Immunol. 20 (2), 147-156 (2008).
  11. O'Byrne, A. M., Van Baarsen, L. G. M. Lymph nodes as gatekeepers of autoimmune diseases. RMD Open. 10 (4), e004097(2024).
  12. Hampton, H. R., Chtanova, T. Lymphatic migration of immune cells. Front Immunol. 10, 1168(2019).
  13. Fortuna, G., Brennan, M. T. Systemic lupus erythematosus: Epidemiology, pathophysiology, manifestations, and management. Dent Clin North Am. 57 (4), 631-655 (2013).
  14. Hanly, J. G., et al. The frequency and outcome of lupus nephritis: Results from an international inception cohort study. Rheumatology. 55 (2), 252-262 (2016).
  15. Andrews, B. S., et al. Spontaneous murine lupus-like syndromes: Clinical and immunopathological. J Exp Med. 148, 1198-1215 (1978).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Morse, H. C., et al. Abnormalities induced by the mutant gene, lpr. Patterns of disease and expression of murine leukemia viruses in SJL/J mice homozygous and heterozygous for lpr. J Exp Med. 161 (3), 602-616 (1985).
  18. Ayalon, G., et al. Antibody semorinemab reduces tau pathology in a transgenic mouse model and engages tau in patients with Alzheimer's disease. Sci Transl Med. 13 (593), eabb2639(2021).
  19. Dong, X., et al. Antigen presentation by dendritic cells in renal lymph nodes is linked to systemic and local injury to the kidney. Kidney Int. 68 (3), 1096-1108 (2005).
  20. Lan, H. Y., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. Trafficking of inflammatory macrophages from the kidney lymph nodes during experimental glomerulonephritis. Clin Exp Immunol. 92, 336-341 (1993).
  21. Karmali, R. J., Suami, H., Wood, C. G., Karam, J. A. Lymphatic drainage in renal cell carcinoma: Back to the basics. BJU Int. 114 (6), 806-817 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

CD45

Похожие статьи