Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Исследование рецидивирующего повреждения при ишемическом инсульте в модели вторичной окклюзии средней мозговой артерии у мышей

923 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68806

⸱

16 сентября 2025 г.

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Уведомление об исправлении

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Краткое содержание

В данной работе мы представляем метод вторичной окклюзии средней мозговой артерии у мышей для изучения прогрессирования рецидивирующего ишемического инсульта. Описаны хирургические процедуры, послеоперационный уход, патологические изменения нейронов и выживаемость.

Аннотация

Инсульт является второй по значимости глобальной причиной смертности и инвалидности, при этом повторные инсульты вносят значительный вклад в неблагоприятные исходы и увеличивают неврологическую нагрузку. Несмотря на достижения в лечении острого клинического инсульта, экспериментальные модели для повторного ишемического инсульта остаются ограниченными из-за их процедурной сложности и высоких показателей смертности. В данном исследовании мы стремились установить рецидивирующий ишемический инсульт на мышиной модели и оценить патологические изменения головного мозга и функциональные дефициты с использованием протокола двухэтапной окклюзии средней мозговой артерии (MCAO). Взрослым самцам мышей C57BL/6J проводили транзиторную MCAO под лазерным допплеровским мониторингом кровотока. Вторичная MCAO была выполнена через 14 дней после первоначальной операции для симуляции рецидива инсульта. Послеоперационная оценка включала анализ локомоторной активности, оценку нейроповеденческого дефицита с использованием шестибалльной системы оценки, маркеры воспаления, включая индуцируемый гипоксией фактор-1α (HIF-1α) и фактор некроза опухоли-α (TNF-α), а также гистопатологическую оценку с использованием окрашивания гематоксилином и эозином (H&E). После повторного введения MCAO у мышей наблюдалось значительное снижение локомоторной активности, снижение скорости движений и снижение нейроповеденческих показателей, а также повышение маркеров воспаления по сравнению с контрольными группами. Гистопатологическое обнаружение выявило умеренный и тяжелый некроз нейрональных клеток, вакуолизацию нейропиля и локализованное кровоизлияние в кору и гиппокамп у рецидивирующих мышей MCAO. Маркеры воспаления также были индуцированы в этой повторяющейся процедуре MCAO. Эта двухэтапная мышиная модель MCAO впервые представляет метод, который эффективно моделирует рецидивирующий ишемический инсульт с постоянными неврологическими и патологическими исходами и улучшает послеоперационную выживаемость. Эта модель может обеспечить надежную платформу для механистических исследований и может быть применена в будущей оценке нейропротекторной терапии повторного инсульта.

Введение

Инсульт остается одной из основных причин смертности и длительной инвалидности во всем мире, представляя собой значительную клиническую и социально-экономическую нагрузку. Более 30 миллионов человек во всем мире страдают от инсульта и его последствий, включая потерю подвижности, когнитивные нарушения и повышенный риск сосудистых заболеваний 1,2. Несмотря на достижения в области лечения острых состояний, таких как тромболизис и эндоваскулярная тромбэктомия, многие выжившие остаются с высоким риском рецидива инсульта, что связано с ухудшением прогноза, большей инвалидизацией и повышенным уровнем смертности. Повторные инсульты возникают примерно у 10-20% пациентов в течение 90 дней после первичного события, при этом наибольший риск приходится на период транзиторной ишемической атаки или малого инсульта. Что еще более важно, повторный инсульт часто затрагивает сосудистые территории и приводит к более обширному инфаркту и тяжелым повреждениям, таким как гемодинамическое нарушение мозга4, острая и хроническая иммунная дисрегуляция и некроз подкорковых нейронов5, что позволяет предположить, что мозг может стать более уязвимым и вызывать больше осложнений после первоначального ишемического инсульта.

В некоторых недавних исследованиях были проведены модели ишемического или геморрагического инсульта на экспериментальных животных и выявлены регионоспецифичные модели повреждений, нарушенные нейроваскулярные реакции и различные эндогенные механизмы репарации в соответствии с клиническими условиями человека 6,7. Тем не менее, исследовательские модели повторного инсульта остаются менее устоявшимися из-за их сложных процедур и высокой смертности. В некоторых предыдущих исследованиях была создана фототромботическая мышиная модель, которая стала ценным инструментом для изучения рецидивирующего ишемического инсульта 8,9,10. Они продемонстрировали усугубленное повреждение нейронов, длительную воспалительную реакцию и снижение когнитивных способностей у мышей с повторным инсультом, а также исследовали основные механизмы, включая мультиинфарктную деменцию и воспалительный прайминг 8,9,10.

Другое исследование показало новую старую мышиную модель рецидивирующего внутримозгового кровоизлияния в двустороннее стриатумное тело, которому дважды вводили коллагеназу, что привело к задержке восстановления опорно-двигательного аппарата и вызвало потерю когнитивных способностей и неврологические повреждения у рецидивирующихмышей. Стоит отметить, что модели мышей с фототромботическим и геморрагическим инсультом часто вызывают поражения в различных анатомических областях во время повторного инсульта, что отражает присущие им методологические различия. Такие вариации порождают гетерогенные паттерны повреждения нейронов, нарушают динамику микроциркуляции и оказывают дивергентное влияние на периферические иммунные реакции11,12. В отличие от этого, модель MCAO, широко признанная наиболее репрезентативной парадигмой ишемического инсульта у грызунов, предлагает преимущество процедурной стабильности и позволяет точно контролировать как местоположение, так и продолжительность церебральной окклюзии. Тем не менее, MCAO и рецидивирующие MCAO также продемонстрировали существенно высокий риск смертности 13,14, что накладывает значительные ограничения на их более широкую применимость в экспериментальных исследованиях. В этом исследовании мы стремились создать стабильную и воспроизводимую двухступенчатую мышиную модель MCAO, которая имитирует повторяющийся инсульт. Мы оценили ассоциированное повреждение нейронов, функциональные нарушения и гистопатологические изменения. Эта модель также продемонстрировала стабильную выживаемость, что предполагает ее применимость для будущих исследований патофизиологии повторного инсульта и нейропротекторных терапевтических стратегий.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных были рассмотрены и одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Национального университета Тайваня (План исследования ID20230335) и проводились в соответствии с установленными этическими принципами ухода за лабораторными животными и их использования.

1. Подготовка животных

  1. Содержание 8-недельных самцов мышей C57BL/6J весом 20-25 г в контролируемых условиях окружающей среды при температуре 22 ± 1 °C с относительной влажностью 55% и 12-часовым циклом освещения/12 часов в темноте. Обеспечить гуманный уход со свободным доступом к продуктам питания и дистиллированной воде.
  2. Случайным образом распределите 28 мышей-самцов на три группы: фиктивные (n = 8), MCAO (n = 10) и рецидивирующие MCAO (n = 10). Поместить животных на карантин на 2 недели (−d14); провести акклиматизацию, взвешивание и группировку при −d7; вводить MCAO при d0; провести поведенческое тестирование в точках D0, D2, D14 и D16; и провести повторную операцию MCAO в d14.

2. Первое хирургическое введение MCAO

  1. Стерилизуйте все хирургические инструменты путем автоклавирования, взвесьте каждую мышь, введите карпрофен перорально в дозе 5 мг/кг за 1 ч до первоначального разреза и наведите анестезию 3% изофлураном в газообразном смешанном кислороде.
  2. Контролируйте частоту дыхания (100-120 вдохов/мин, BPM) и оценивайте глубину анестезии, проверяя веко и глотательный рефлекс. Расположите объект на электронной нагревательной пластине, чтобы поддерживать температуру тела на уровне 37 °C.
  3. Побрейте спину и шею возле головы и удалите шерсть и мусор мышей с помощью пылесоса. Нанесите офтальмологическую мазь, потрите кожу и продезинфицируйте с помощью асептических процедур для хирургии выживания грызунов.
  4. С помощью ножниц и кожных щипцов сделайте первоначальный разрез 0,5 см между ушами, чтобы обнажить левую сторону центральной линии сращения и заднюю часть брегмы на черепе. Удалите мягкие ткани в верхней части черепа с помощью щипцов.
  5. Центрируйте адаптер лазерной допплерографии в мозге мыши и прикрепите его тканевым клеем в положении на 3 мм латерально слева и на 2 мм каудально к брегме, убедившись, что край адаптера предварительно обрезан по размеру основания черепа, затем закрепите колпачок лазерного допплера с помощью клея для обеспечения непрерывного мониторинга кровотока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе надежно прикрепите колпачок лазерного допплера к брегме с помощью тканевого клея, расположив его на пересечении коронального и сагиттального швов на верхней средней линии кальварии для обеспечения стабильного мониторинга мозгового кровотока.
  6. Когда вы уверены в рассеченном участке, нанесите тканевый клей с помощью микропипетки и нанесите клей вокруг основания адаптера.
  7. Приготовьте стоматологический цемент и нанесите достаточное количество, чтобы окружить допплеровский колпачок, чтобы обеспечить его стабильность на протяжении всей процедуры.
  8. Поверните животное в положение лежа на спине и сделайте разрез кожи на 1 см от грудного входа в сторону подбородка по средней линии шеи.
  9. Продолжайте тупое рассечение, чтобы отделить заднюю брюшную часть дигастральной, грудиновидной и стероидно-сосцевидной мышц, а затем используйте ретракторы, чтобы аккуратно оттянуть мышцы, чтобы обнажить общую (CCA), наружную (ECA) и внутреннюю сонную артерии (ICA), и поместите секцию шелка 6-0 вокруг CCA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе слюнные железы должны быть повернуты вверх, чтобы облегчить выделение бифуркации ОСА и ЭХА. ICA расположен выше CCA. Тупое рассечение с помощью кожных щипцов используется для предотвращения разрыва сосудов и изоляции окружающих мягких тканей и нервов.
  10. Найдите небольшую ветвь (верхнюю щитовидную артерию, STA), выступающую из ECA. Используйте биполярный прижигатель, чтобы сжечь эту маленькую ветку. Приступайте к разрезанию сгоревшего сосуда; это еще больше изолирует ECA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: STA обычно является первой ветвью ECA, выходящей ниже уровня большого рога подъязычной кости. Чтобы предотвратить травмы, используйте биполярный прижигатель для прижигания ветви сосуда для достижения гемостаза.
  11. Наложите две секции шелкового шва 6-0 вокруг ЭКА. Сделайте постоянный узел на дистальной стороне ЭКА и свободный узел в месте бифуркации.
  12. Поместите игольчатый щуп с лазерным доплеровским излучением в адаптер зонда на черепе. Убедитесь, что программное обеспечение для сбора данных показывает значение мозгового кровотока (КБТ). Запишите исходное показание.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стандартизированное измерение НБФ, полученное с помощью лазерной допплерографии, было представлено в виде перфузионных единиц (ПУ), при этом исходные значения обычно калибруются в диапазоне от 350 до 450. Если наблюдаются пониженные значения единицы перфузии (PU), отрегулируйте положение адаптера лазерного доплеровского щупа в мыши для обеспечения точного измерения (см. шаг 2.5).
  13. Зажмите ВСА с помощью зажима для микрососудистого сосуда и используйте шелковый участок 6-0 вокруг ОСА, чтобы сделать скользящий узел для временного перевязки ОСА.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе на лазерном доплеровском мониторе обнаруживается снижение НБВ.
  14. Подготовьте нейлоновую мононить с силиконовым резиновым покрытием. Отметьте нить с помощью серебряного шарпи на расстоянии 9-10 мм от кончика силиконовой головки и с помощью микрохирургических ножниц сделайте небольшой разрез между тугим швом и рыхлым швом на ECA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Остаточную кровь в месте разреза следует очистить и промыть фосфатно-солевым буфером (PBS) для сохранения целостности сосудов.
  15. Осторожно введите нить (силиконовую головкой вперед) в ECA через небольшой разрез.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап введения нити не проводится у фиктивных животных.
  16. Когда будет вставлена примерно половина силиконовой головки, слегка затяните рыхлый шов вокруг артерии и нити и снимите зажим на ICA.
  17. Разрежьте ECA под первым тугим узлом, осторожно поверните сосуд ECA и нить вниз (против часовой стрелки) так, чтобы силиконовая головка была направлена вверх, и надавите кончиком нити вверх по направлению к ICA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг имеет решающее значение и должен выполняться медленно против часовой стрелки, чтобы свести к минимуму сосудистые нарушения и снизить риск запутывания или разрыва.
  18. Как только вся силиконовая часть окажется в кровеносном сосуде, слегка затяните удерживающий шов, ослабьте скользящий узел на CCA и продолжайте проталкивать нить, используя серебряную маркировку на нити для определения положения.
  19. Непрерывно контролируйте программное обеспечение лазерной допплерографии и, когда сопротивление препятствует дальнейшему продвижению нити под действием соответствующей силы, при этом наблюдается резкое снижение ОГФ, прекратите введение в дистальную среднюю мозговую артерию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Снижение КБФ до уровня менее 30% от преишемического состояния является стандартной процедурой, известной как метод Лонга15.
  20. Удерживайте филамент внутри MCA в течение 40 минут, чтобы вызвать ишемическое повреждение головного мозга.
  21. Удалите нить после назначенного 40-минутного периода ишемии для восстановления КБФ, нанесите тканевый клей для достижения гемостаза, запишите соответствующее измерение восстановленного КБС, отсоедините все ретракторы и снимите адаптер, установленный на черепе.
  22. Закройте разрез кожи рядом с сосудом раневым зажимом, поддерживайте непрерывный мониторинг температуры тела на уровне 37 °C и оценивайте частоту дыхания. После подтверждения стабильного артериального давления и дыхания в пределах 160-200 ударов в минуту прекратить анестезию и дать время восстановлению.

3. Второе администрирование MCAO

  1. Снимите зажимы для раны через 14 дней после первоначальной операции MCAO, затем повторите шаги с 2.1 по 2.9 для подготовки черепа, обеспечения установки лазерного допплеровского зонда и обнажения CCA.
  2. Изолируйте ОСА от окружающих тканей и наложите три сегмента шелкового шовного материала 6-0 вокруг ОСА.
  3. Поместите лазерный доплеровский щуп в адаптер и запишите исходный уровень CBF.
  4. Завяжите скользящий узел на дистальной стороне CCA, постоянный узел на проксимальном конце и свободный узел между ними.
  5. Подготовьте нейлон с силиконовым покрытием окклюзионной нити для введения MCAO в соответствии с описанным Шагом 2.14.
  6. Сделайте небольшой разрез на ОСА рядом с постоянным и вставьте нить в ОСА.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Остаточную кровь в месте разреза также следует очистить и промыть PBS для сохранения целостности сосудов. Это очень важно.
  7. Слегка затяните свободный узел и отпустите скользящий узел. Продвигайте нить в ICA до тех пор, пока нить не окажется под действием соответствующей силы и не будет обнаружено заметное снижение CBF.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Снижение КБК до уровня менее 30% от преишемического состояния также считается стандартной процедурой.
  8. Удерживайте нить в нужном положении в течение 40 минут, чтобы вызвать ишемическое повреждение, как указано в шаге 2.20.
  9. По завершении назначенного ишемического интервала извлеките нить и закройте разрез кожи в соответствии с процедурами, описанными в шагах 2.21 и 2.22 начальной операции MCAO.

4. Послеоперационный уход

  1. Вводите теплый физиологический раствор подкожно по 10 мл·кг-1·день-1 два раза в день в течение 3 дней подряд для предотвращения обезвоживания после операции MCAO. Нанесите 10% раствор повидон-йода на операционное поле и введите амоксициллин (10 мг/кг) для предотвращения инфекции. Перорально принимать карпрофен (5 мг/кг) в течение 3 дней для облегчения послеоперационного стресса и облегчения восстановления под ветеринарным наблюдением после первой и второй процедур MCAO.
  2. Проводите ежедневную оценку состояния здоровья мышей. Фиксируют изменения внешности, а также потребления пищи и воды во время первой и второй процедуры.

5. Оценка опорно-двигательной активности животных и нейробиологических травм

  1. Оценивайте локомоторную активность, оценивая траекторию движения, расстояние и скорость. Поместите мышей в тестовые коробки (10 x 20 x 15 см) и настройте их в условиях низкой освещенности.
  2. Приучите мышь к тестовой среде в течение 30-минутного периода стабилизации, за которым следует 10-минутная формальная оценка. Записывайте и анализируйте все параметры, включая пройденное расстояние (см), скорость (см/с), продолжительность движения (с), общую продолжительность в зоне, латентность первого появления (с) и градусы движения (время) для определения локомоторной активности.
  3. Оцените нейробиологическую травму с помощью модифицированной системы оценки моторных функций (0-6 баллов)16 и со ссылкой на баллы mNSS (в части оценки моторной функции, 6 баллов)17.
  4. Определите уровни травмы следующим образом: 0 баллов за отсутствие неврологического дефицита, 1 балл за сгибание передней конечности, затрагивающее запястье или плечо, 2 балла за сгибание передней конечности, сопровождающееся сниженным сопротивлением боковому толчку, 3 балла за однонаправленное вращение в сторону дефицита, 4 балла за продольное вращение в сторону дефицита, 5 баллов за продольное вращение, сопровождающееся судорожной активностью, и 6 баллов за полную потерю подвижности.

6. Протокол окрашивания гематоксилином и эозином

  1. Зафиксируйте MCAO и рецидивирующую ткань мозга MCAO в 10% буфере формальдегида и рассеките образец на четыре равные части с помощью 1-миллиметрового слайсера для мозга корональной мыши. Обработайте третью переднюю часть для патологической оценки.
  2. Выполните регидратацию образцов, содержащих парафин: ксилол в течение 10 мин, 95% этанол в течение 10 мин, 75% этанол в течение 10 мин, 50% этанол в течение 10 мин, дистиллированную воду (ddH2O) в течение 10 мин и PBS в течение 10 мин.
  3. Окрашивание образцов: гематоксилин окрашивать в течение 45 с и полоскать в теплом ддН2О при 30 °С в течение 1 мин; Окрашивание эозином в течение 30 с и в холодном ddH2O в течение 45 с.
  4. Обезвоживайте и сушите образцы в 75%, 95%, 100% этаноле и в ксилоле в течение 45 с каждый, а затем сушите на воздухе в течение 60 с.
  5. Установите предметные стекла и храните их в темной камере.
  6. Оценить тяжесть поражения по установленному критерию по пятибалльной шкале: 1 = минимальная (<1%); 2 = незначительный (1-25%); 3 = умеренный (26-50%); 4 = умеренная или тяжелая (51-75%); 5 = тяжелый (76-100%). Провести патологическое исследование тканей головного мозга под слепой оценкой ветеринарным патологоанатомом.

7. Протокол вестерн-блоттинга

  1. Гомогенизируйте ткани мозга MCAO и рецидивирующих мышей в буфере RIPA с добавлением протеазы и ингибитора фосфатазы (фторид натрия 30 мМ, ортванадат натрия 30 мМ и пирофосфат натрия 30 мМ).
  2. Центрифугируйте лизаты при давлении 10 000 x g и соберите надосадочную жидкость. Количественно оцените концентрацию надосадочной жидкости белка с помощью анализа бицинхониловой кислоты (BCA).
  3. Выполнить вестерн-блоттинг как описано ранее18: загрузить 20 мкг денатурированного общего белка, полученного кипячением в кипящей воде при 100 °С, в 8-12% гели додецилсульфата натрия-полиакриламида (SDS-PAGE).
  4. Перенос с напряжением 100 В на 90 мин для разделения белков на мембраны PVDF в холодильной камере и блокирование мембран 3% бычьим сывороточным альбумином на 60 мин.
  5. Инкубировать в течение ночи при 4 °C с фактором некроза опухоли альфа (TNF-α, 1:1000 разведения), глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназой (GAPDH, 1:2000 разведений) и индуцируемым гипоксией фактором 1 альфа (HIF-1α, 1:1000 разведений). Инкубировать мембраны с соответствующими вторичными антителами в течение 1 ч.
  6. Определяйте экспрессию белков с помощью улучшенного набора хемилюминесцентного субстрата (ECL) и визуализируйте с помощью цифровой системы фотовизуализации.

8. Статистический анализ

  1. Представьте данные в виде среднего ± стандартной погрешности среднего (SEM) и выполните статистический анализ с использованием одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим апостериорным тестом Тьюки для определения различий между несколькими группами. Интерпретируйте результаты как статистически значимые при p < 0,05.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Оценка локомоторной активности и повреждения нейронов у первых и рецидивирующих мышей MCAO
Во время первых процедур MCAO нейлоновая мононить с силиконовым покрытием вводилась из ECA, ICA в MCA на 40 минут. С помощью лазерного допплеровского оборудования можно было обнаружить заметное снижение мозгового кровотока (КБФ) (снижение <30% от исходного уровня), когда филамент оставался в области МКА. При этой процедуре все мыши стабильно достигали этого порога и выживали. Не...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Инсульт остается второй по значимости причиной смертности и инвалидности во всем мире с высоким риском повторного инсульта. В настоящее время, несмотря на достижения в развитии медицинских технологий и стратегий, профилактика инсульта и его рецидивов остается недостаточной для улучшения. В последние десятилетия различные модели исследования инсульта широко используются в исследованиях ишемического повреждения и механизмов инсульта. Среди них хирургический метод MCAO считается наиболее бл...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Эта работа была технически поддержана командами Национального центра лабораторных животных и финансово поддержана грантами Фонда Национальной университетской больницы Тайваня, Тайвань (112-S0074), Больницы Китайского медицинского университета, Тайвань (CMU113-S-06) и Национального совета по науке и технике, Тайбэй, Тайвань (112-2314-B-002-219).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
6-0 шелковый шов  Shin-Teh Inc. TW.ST1N-ST6
1-мм корональный слайсер мозга мышиThermo Fisher Scientific Inc., СШАV11335
Машинка для стрижки для животныхУРБАНЕР. Inc. TWMB033
Корональный слайсер мозга мышейИнструмент Зивич. Inc США BSMAS001-1
Цифровая фото-изображенная системаAzure Biosystem, Inc., Дублин, Калифорния, СШАAzure -300
Электронный биполярный коагулаторИндиамартAARON 940
Электронная нагревательная пластинаReptizooAHM23
Мазь для глазВетеринарный центр Лоди (Lodi Veterinary Care). НАС17033-21-38
Лазерный доплеровский детекторMoor instruments UK moorVMS-LDF1-HP
Лазерный доплеровский зондовый адаптерThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Детектор локомоторной активности;Orchid scientific Inc.Всё программное обеспечение для отслеживания лабиринта.
(Вся система лабиринта)Orchid scientific Inc.Тракези. версия 7.39
Микрососудистый зажимShin-Teh Inc. TW.ST-M104
Микрохирургические сосуды — ножницыShin-Teh Inc. TW.ST-V108
Монитор частоты дыханияSDR scientific Ltd. СШАSAR-830/AP
Монофиламент из нейлона с силиконовой резинойФишер СайентификNC1773962
Кожные щипцыShin-Teh Inc. TW.ST-H212
Ножницы для кожиShin-Teh Inc. TW.ST-S014PK
Стерильный ватный тампонWinner Medical401 003
Система передачиПолусухая система. Био-радиационная лаборатория, США)1703940
<сильные>химикаты
10% povidone– Йодный растворYoshida Pharmaceutical Co., Ltd JAPPVP– I  10%
75% раствор этанола Сигма-Олдрич. США111727
АмоксициллинСигма-Олдрич, США A5955
Бычий сывороточный альбуминСигма-Олдрич, США.A2153
КарпрофенPlexx Inc. ВеликобританияMD150-2
Антитела к GAPDHSanta Cruz Biotechnology, Калифорния, СШАSC-32233
H& Решение EBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Антитела к альфа-антителу, индуцируемым фактором гипоксии 1Технология сотовой сигнализации, Массачусетс, США#36169
Изофлуран (анестетик)Наука о жизниR510-22-10
Стерильный физиологический растворNova-Tech Inc. США1760RX
Фактор некроза опухоли альфаТехнология сотовой сигнализации, Массачусетс, США#3707

Ссылки

  1. Johnson, W., Onuma, O., Owolabi, M., Sachdev, S. Stroke: a global response is needed. Bull World Health Organ. 94 (9), 634-634A (2016).
  2. Wu, C. T., et al. Low intensity pulsed ultrasound prevents recurrent ischemic stroke in a cerebral ischemia/reperfusion injury mouse model via brain-derived neurotrophic factor induction. Int J Mol Sci. 20 (20), (2019).
  3. Coull, A. J., Lovett, J. K., Rothwell, P. M., Oxford Vascular , S. Population based study of early risk of stroke after transient ischaemic attack or minor stroke: implications for public education and organisation of services. BMJ. 328 (7435), 326(2004).
  4. Hartkamp, N. S., et al. Relationship between haemodynamic impairment and collateral blood flow in carotid artery disease. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (11), 2021-2032 (2018).
  5. Khanevski, A. N., et al. Recurrent ischemic stroke: incidence, predictors, and impact on mortality. Acta Neurol Scand. 140 (1), 3-8 (2019).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  8. Schmidt, A., et al. Progressive cognitive deficits in a mouse model of recurrent photothrombotic stroke. Stroke. 46 (4), 1127-1131 (2015).
  9. He, X. F., et al. Extracellular ASC exacerbated the recurrent ischemic stroke in an NLRP3-dependent manner. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (5), 1048-1060 (2020).
  10. Feng, Y., et al. Cortical microinfarcts potentiate recurrent ischemic injury through NLRP3-dependent trained immunity. Cell Death Dis. 15 (1), 36(2024).
  11. Wang, L. M., et al. A novel aged mouse model of recurrent intracerebral hemorrhage in the bilateral striatum. Neural Regen Res. 18 (2), 344-349 (2023).
  12. Uzdensky, A. B. Photothrombotic stroke as a model of ischemic stroke. Transl Stroke Res. 9 (5), 437-451 (2018).
  13. Wen, Z., et al. The effect of anterior communicating artery flow on neurovascular injury and neurobehavioral outcomes in mice with recurrent stroke. Brain Res. 1724, 146440(2019).
  14. Shvedova, M., et al. Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation. J Neurosci Methods. 358, 109179(2021).
  15. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. J Vis Exp. (51), (2011).
  16. Zhang, Y., et al. Treadmill exercise promotes neuroprotection against cerebral ischemia-reperfusion injury via downregulation of pro-inflammatory mediators. Neuropsychiatr Dis Treat. 12, 3161-3173 (2016).
  17. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  18. Hsu, Y. M., Yin, M. C. EPA or DHA enhanced oxidative stress and aging protein expression in brain of d-galactose treated mice. Biomedicine (Taipei). 6 (3), 17(2016).
  19. Sayed, M. A., et al. Stroke promotes the development of brain atrophy and delayed cell death in hypertensive rats. Sci Rep. 10 (1), 20233(2020).
  20. Kotoda, M., et al. Role of myeloid lineage cell autophagy in ischemic brain injury. Stroke. 49 (6), 1488-1495 (2018).
  21. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  22. Maddahi, A., Kruse, L. S., Chen, Q. W., Edvinsson, L. The role of tumor necrosis factor-alpha and TNF-alpha receptors in cerebral arteries following cerebral ischemia in rat. J Neuroinflammation. 8, 107(2011).
  23. Mojsilovic-Petrovic, J., et al. Hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) is involved in the regulation of hypoxia-stimulated expression of monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1/CCL2) and MCP-5 (Ccl12) in astrocytes. J Neuroinflammation. 4, 12(2007).
  24. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: a review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  25. Qiao, M., et al. Development of a model of recurrent stroke consisting of a mild transient stroke followed by a second moderate stroke in rats. J Neurosci Methods. 184 (2), 244-250 (2009).
  26. Fan, C., et al. Reduced severity of outcome of recurrent ipsilateral transient cerebral ischemia compared with contralateral transient cerebral ischemia in rats. J Stroke Cerebrovasc Dis. 26 (12), 2915-2925 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Исправление


Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68806

Теги

MCAO

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.