Методическая статья

Функциональная визуализация сердца у эмбрионов рыбок данио с использованием стандартной микроскопии и видеоанализа: применение в экологических и биомедицинских исследованиях

DOI:

10.3791/68941

⸱

10 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Medical Faculty, Department of Pathophysiology, University of Belgrade, 2Faculty of Electronic Engineering, University of Nis

В этой статье

Уведомление об исправлении

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает недорогой метод световой микроскопии для оценки морфологии и функции сердца у эмбрионов рыбок данио, что позволяет воспроизводить оценку кардиотоксичности развития без необходимости использования современных систем визуализации.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Рыбки данио (Danio rerio) широко используются в качестве модели позвоночных в сердечно-сосудистых исследованиях из-за их генетического сходства с человеком, оптической прозрачности во время раннего развития и податливости визуализации in vivo . В данной рукописи представлен стандартизированный, доступный протокол оценки морфологии и функции сердца у эмбрионов рыбок данио через 96 ч после оплодотворения (HPF) с помощью световой микроскопии. Метод включает в себя сбор эмбрионов, морфологический скрининг, иммобилизацию в агарозе, видеозапись бьющегося сердца и анализ сердечных параметров на основе изображений, таких как размеры желудочков, ударный объем, частота сердечных сокращений, фракция выброса и сердечный выброс. Расчеты основаны на геометрических приближениях желудочка с использованием программного обеспечения с открытым исходным кодом (например, ImageJ, Zembryo Analyzer). Протокол позволяет количественно оценить работу сердца с помощью широко доступного оборудования, что делает его подходящим для лабораторий с ограниченными ресурсами и высокой пропускной способностью. В этом исследовании было проанализировано 96 личинок рыбок данио-рерио HPF путем записи бьющегося сердца под световым микроскопом. Ключевые измеряемые сердечные параметры включали размеры желудочков, которые использовались для расчета ударного объема и частоты сердечных сокращений, определяемой по ударам в минуту. Из них были получены фракция выброса и сердечный выброс для оценки общей сердечной деятельности. Репрезентативные результаты от здоровых эмбрионов продемонстрировали последовательное сокращение желудочков и устойчивые функциональные показатели, в то время как эмбрионы, подвергшиеся воздействию кадмия, показали нарушение морфологии сердца и значительное снижение сердечного выброса. В целом, метод важен для выявления кардиотоксичности развития и обеспечивает воспроизводимый, неинвазивный подход к оценке сердечной функции in vivo во время раннего развития рыбок данио.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Данио рерио (Danio rerio) стали заметным позвоночным модельным организмом в сердечно-сосудистых исследованиях благодаря их генетической гомологии с человеком, внешнему оплодотворению, оптической прозрачности эмбрионов и быстрому развитию 1,2. Эти особенности, в сочетании с экономической эффективностью и масштабируемостью, делают рыбок данио особенно подходящими для изучения раннего морфогенеза сердца, врожденных пороков сердца и кардиотоксичностиразвития. Их актуальность еще больше подкрепляется высокой сохранностью генов и сигнальных путей, которые регулируют развитие сердца у всех видов позвоночных4. В частности, модели рыбок данио внесли существенный вклад в понимание генетических и физиологических основ формирования, ремоделирования и функционирования сердца как в нормальных, так и в патологических условиях 5,6.

Структурно сердце рыбки данио состоит из одного предсердия и одного желудочка, соединенных линейным образом, без септации, типичной для четырехкамерного сердца млекопитающих. Несмотря на это, сердце рыбки данио резюмирует ключевые аспекты кардиофизиологии человека, включая наличие эндокардиального и миокардиального слоев, проводящую систему сердца, ритмическую сократительную активность и регуляцию нейрогормональными факторами 7,8. Важно отметить, что сердце рыбки данио демонстрирует ключевые морфогенетические события, включая петлю сердечной трубки вправо и последующее расширение и разграничение сердечных камер, напоминающие те, которые проявляются в эмбриональномразвитии человека. Кроме того, сердце рыбки данио сохраняет многие электрофизиологические и гемодинамические свойства, наблюдаемые у высших позвоночных, включая распространение потенциала действия, модуляцию сократительной способностии динамику кальциевого цикла7.

Учитывая эти сходства, рыбки данио стали ключевой моделью в токсикологии, особенно для оценки того, как воздействие химических веществ влияет на развитиеи функцию сердца. Тем не менее, одним из основных ограничений в этой области остается зависимость от технически сложных методов визуализации. Традиционные методы с высоким разрешением, такие как конфокальная или световая микроскопия, или трансгенные линии, экспрессирующие флуоресцентные кардиомаркеры, хотя и являются мощными, являются дорогостоящими и требуют значительнойтехнической инфраструктуры. Эти ограничения ограничивают более широкое внедрение кардиологического фенотипирования на основе рыбок данио, особенно в условиях ограниченных ресурсов или для приложений, требующих высокопроизводительногоскрининга.

В связи с этим существует растущая потребность в методологических подходах, позволяющих надежно оценить сердечную функцию с использованием широко доступных приборов. Существующая литература содержит примеры таких упрощенных методов, включая визуализацию на основе светлопольной или световой микроскопии в сочетании с ручными или полуавтоматическими измерениями13,14. Однако эти методы не всегда стандартизированы и часто различаются между исследовательскими группами с точки зрения протокола, времени и параметров анализа изображений. Эта вариабельность препятствует воспроизводимости и ограничивает сравнительную ценность между исследованиями, особенно в таких областях, как эмбриотоксикология, фармакология или экотоксикология, где количественные сердечно-сосудистые конечные точки все чаще используются в качестве индикаторовбезопасности развития.

В этом контексте рыбки данио представляют собой ценную модель для скрининга развития кардиотоксичности in vivo. Регулирующие органы и научные консорциумы все чаще признают актуальность рыбок данио в этой области, особенно учитывая их способность обнаруживать тонкие изменения в сердечной функции, которые могут предшествовать структурным порокам развития илилетальности. Прозрачный эмбрион позволяет напрямую визуализировать бьющееся сердце, что позволяет оценить работу сердца в режиме реального времени без необходимости проведения инвазивных процедур. Кроме того, простота анатомии сердца рыбок данио облегчает количественную оценку динамики предсердий и желудочков, включая размеры камеры и параметры инсульта, с использованиемосновных методов визуализации.

Главной целью метода, описанного в данной статье, является обеспечение доступного, воспроизводимого подхода к морфофункциональной оценке сердечной деятельности эмбрионов рыбок данио рерио с использованием стандартной световой микроскопии. Сосредоточившись на простом получении видео и апостериорном анализе изображений, метод направлен на заполнение методологического разрыва между визуализацией с высоким разрешением и качественной оценкой наблюдений. Этот протокол может быть адаптирован к различным лабораторным условиям и уровням ресурсов и особенно применим к токсикологическим, фармакологическим или генетическим исследованиям, направленным на оценку сердечной функции.

В дополнение к своим практическим преимуществам, протокол вносит свой вклад в эту область, предлагая консолидированный, пошаговый рабочий процесс, который объединяет часто используемые методы в единый, воспроизводимый конвейер. Хотя подобные подходы существуют в литературе, лишь немногие из них обеспечивают такой уровень интеграции с визуальной документацией, который может способствовать более широкому внедрению и стандартизации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры с эмбрионами рыбок данио проводились в соответствии с рекомендациями по уходу за животными и их использованию в учреждении, утвержденными местным комитетом по этике. Разведение рыбок данио и манипуляции с эмбрионами проводились в соответствии с Европейской директивой 2010/63/ЕС о защите животных, используемых в научных целях. Реагенты и оборудование, использованные в данном исследовании, перечислены в Таблице материалов.

1. Содержание рыбок данио и сбор эмбрионов

  1. Содержание взрослых рыбок данио (Danio rerio) в замкнутом аквариуме при температуре 28 °C± 1 °C при 14-часовом световом / 10-часовом темном цикле.
  2. Кормите рыбу три раза в день коммерческим хлопьевым или гранулированным кормом с высоким содержанием белка, подходящим для рыбок данио.
  3. Ближе к вечеру пересадите взрослых рыбок данио в аквариумы для разведения, оборудованные прозрачной сеткой, чтобы отделить рыб от дна аквариума. Используйте соотношение самцов и самок 2:3, отделенных на ночь съемным разделителем.
  4. На следующее утро снимите разделитель и добавьте 50-100 мл холодной аквариумной воды, чтобы вызвать нерест.
  5. После оплодотворения (в течение 30-60 мин) удалите взрослых рыб из аквариума для разведения, чтобы предотвратить хищничество эмбрионов.
  6. Соберите эмбрионы с помощью пластиковой пипетки Пастера и перенесите их в стерильные чашки Петри, заполненные средой для эмбрионов Е3.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эмбриональная среда E3 представляет собой буферный раствор соли, который имитирует ионный состав внеклеточной жидкости рыбок данио. Приготовьте среду E3 путем растворения 580 мг NaCl, 27 мг KCl, 97 мг CaCl2·2H2O и 163 мг MgCl2·6H2O в приблизительно 800 мл сверхчистой дистиллированной воды. Отрегулируйте pH до 7,2 с помощью 1 Н NaOH или HCl. После того как pH отрегулировается и стабилизируется, доведите общий объем до 1 000 мл с помощью дистиллированной воды. Стерилизуйте раствор, отфильтровав его через мембранный фильтр 0,22 мкм. Добавьте 100 мкл 1% метиленового синего на литр, чтобы предотвратить рост грибков. Приготовленную среду Е3 хранить при температуре 4 °C и подогреть до комнатной температуры перед использованием.
  7. Инкубируйте эмбрионы при температуре 28,5 °C в инкубаторе с контролируемым циклом свет/темнота (14 ч/10 ч).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ограничьте количество эмбрионов на чашку Петри (например, 50 на 100 мм чашку), чтобы избежать переполненности, которая может вызвать гипоксию и дефекты развития.
  8. Заменяйте среду E3 ежедневно для поддержания оптимальных условий развития.

2. Отбор морфологически нормальных эмбрионов

  1. Примерно через 6 ч после оплодотворения (hpf; время, прошедшее с момента оплодотворения) перенесите оплодотворенные эмбрионы в чистую чашку Петри, содержащую свежую среду E3.
  2. Исследуйте эмбрионы под стереомикроскопом при 40-кратном увеличении.
  3. Выбросьте любые эмбрионы с признаками аномалий развития, в том числе:
    1. Коагулированные эмбрионы: идентифицируются по их непрозрачному или белому виду, зернистой текстуре и отсутствию различимых внутренних структур. Коагуляция является признаком нежизнеспособности и обычно происходит в течение первых нескольких часов после оплодотворения.
    2. Задержка развития: Исключите эмбрионы, которые не достигли ожидаемой морфологической стадии (например, отсутствие эпиболии или нерегулярное расположение клеток), что указывает на нарушение жизнеспособности.
    3. Аномалии желточного мешка: ищите разорванные, неправильные или асимметричные желточные мешки, которые могут указывать на дефектное развитие или осмотический дисбаланс.
    4. Внешние пороки развития: Исключите эмбрионы с искривленными осями тела, неравномерным распределением клеточной массы или аномальными формами хориона.
    5. Плохая целостность хориона: Воздержитесь от использования эмбрионов с разрушенными, сморщенными или разорванными хорионами, так как они могут подвергаться механическому или осмотическому воздействию.
  4. Сохраняйте только эмбрионы, которые соответствуют всем следующим критериям: (1) Прозрачная и симметричная форма тела, (2) Равномерное прогрессирование эпиболии с гладкими клеточными слоями, (3) Хорошо видимая бластодерма и неповрежденный сферический хорион.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При 6 HPF морфологически нормальный эмбрион данио-рерио имеет куполообразную форму с четко выраженной бластодермой, обволакивающей верхнюю часть желтка. Цитоплазма должна быть равномерно распределена, без зернистых крапинок, а также без признаков фрагментации или комкования.

3. Визуализация сердца с помощью световой микроскопии

  1. При давлении 96 hpf зародыши помещают по отдельности в 35-миллиметровые чашки Петри со стеклянным дном, заполненные средой E3.
  2. Приготовьте 1,2% низкоплавкую агарозу в среде Е3 и подогрейте до 37-38 °С. Поддерживайте температуру с помощью теплоблока или водяной бани.
  3. Поместите каждый эмбрион в агарозу и аккуратно сориентируйте его в сторону с помощью тонких щипцов, прежде чем агароза затвердеет.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что сердце хорошо видно и обращено латерально, при этом предсердие и желудочек находятся в одной фокальной плоскости.
  4. Используйте микроскоп с инвертированным светом, оснащенный цифровой камерой, для записи 30-секундных видеороликов с высоким разрешением, ориентированных конкретно на сердечную область эмбрионов рыбок данио. Снимайте видео с увеличением 40× или 100× для четкой визуализации сердечных структур и сердцебиения.
    1. Записывайте видео с частотой кадров 30 кадров в секунду (fps) в несжатых или минимально сжатых форматах (например, AVI или MOV) для сохранения качества изображения и точного анализа динамики сердечных сокращений. Эта конфигурация позволяет детально оценить функциональные параметры, такие как частота сердечных сокращений, ритм сокращения и морфология камеры.

4. Анализ изображений и измерение сердечной функции

  1. Ручные измерения в ImageJ
    1. Импорт видео. Откройте видео в ImageJ с помощью File > Import > AVI. При необходимости преобразуйте видео в стек изображений с помощью Image > Stacks > Convert Images to Stack.
    2. Откалибруйте измерительную шкалу. Используйте команду Анализ > Задать масштаб, введите известный диаметр поля (например, 4 мм для объектива 10×) и включите параметр Глобальный, чтобы применить масштаб ко всем измерениям.
    3. Определение областей интереса (ROI). Используйте инструменты ROI (линия, многоугольник, прямоугольник) для обозначения длинной и короткой осей желудочков во время конечной систолы и конечной диастолы (рис. 1). Управляйте ROI с помощью инструментов анализа > > менеджера ROI.
  2. Измерение диаметров и площадей для расчета функциональных параметров (Дополнительный файл 1)
    1. Определите площадь поверхности желудочка (с помощью аппроксимации эллипсом) с помощью уравнения 1:
      VA = ((D_L - D_S)/2) × π (1)
      Где DL = длинный диаметр, DS = короткий диаметр.
    2. Оцените объем желудочков при ЭД и ЭС с помощью формулы объема эллипсоида (уравнение 2)
      VV = (1/6) × π × D_L × D_S² (2)
    3. Рассчитайте изменение дробной площади (FAC) и дробное укорочение (FS) с помощью уравнений 3 и 4:
      FAC (%) = ((VAD - VAS) / VAD) × 100 (3)
      ФС (%) = ((D_L - D_S) / D_L) × 100 (4)
      где VAD = область желудочков при ЭД; VAS = область желудочков при ЭС; DDL = длинная ось в ED; DSS = короткая ось в ES.
    4. Определите объем удара (SV) с помощью уравнения 5:
      SV = VVD - VVS (5)
    5. Рассчитайте фракцию выброса (EF) с помощью уравнения 6:
      EF (%) = (SV / VVD) × 100 (6)
  3. Автоматизированный анализ в ZembryoAnalyzer
    1. Запустите и загрузите отснятое видео. Откройте ZembryoAnalyzer (доступно по адресу: https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyser) и используйте File > Open Video для импорта нужного видео.
    2. Выполните автоматическое определение области сердечных сокращений. Нажмите кнопку «Определить сердце», чтобы программное обеспечение автоматически определяло интересующую область (ROI) на основе колебаний яркости в видеокадрах. При необходимости настройте ROI вручную с помощью инструментов прямоугольника, эллипса или полигона.
    3. Выполните автоматическую оценку частоты сердечных сокращений. Позвольте программному обеспечению анализировать изменения яркости в пределах обнаруженного ROI. Частота сердечных сокращений рассчитывается путем определения периодических пиков интенсивности. Алгоритм применяет пороговую фильтрацию для удаления шума и ложных срабатываний, обеспечивая точное обнаружение биения.
    4. Экспортируйте результаты. Экспортируйте данные о частоте сердечных сокращений и соответствующие графики интенсивности с помощью функции Экспорт > PDF или Экспорт > Excel. При необходимости сохраните необработанные данные в формате CSV или JSON для последующей статистической обработки.
  4. Рассчитайте сердечный выброс (CO) с помощью уравнения 7:
    CO = SV × HR (7)

5. Оценка применимости протокола при испытаниях на кардиотоксичность с использованием токсикантов

  1. Увесить хлорид кадмия и приготовить рабочий раствор, растворив его непосредственно в среде Е3 до конечной концентрации 3 мг/л.
  2. Перенесите эмбрионы в чашки Петри, содержащие раствор кадмия, через 24 ч после оплодотворения (HPF).
  3. Инкубируйте эмбрионы в растворе кадмия до 96 hpf при 28 °C± 1 °C с 14-часовым световым/10-часовым темновым циклом.
  4. Заменяйте раствор кадмия ежедневно для поддержания постоянной экспозиции.
  5. При 96 hpf записать сердечные видео эмбрионов с высоким разрешением, как описано ранее, для последующего измерения и анализа параметров сердечной функции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте этот протокол воздействия кадмия для моделирования сердечной токсичности развития у эмбрионов рыбок данио, как описано в предыдущем исследовании16.

6. Управление данными и репликация

  1. Записывайте все измерения в структурированные электронные таблицы. Укажите ID эмбриона, группу лечения и все рассчитанные параметры.
  2. Убедитесь, что не менее 20-30 эмбрионов в каждой группе проанализированы на предмет статистической надежности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Видеозаписи сердечной области могут быть сохранены и проанализированы позже без ущерба для точности морфометрических или функциональных измерений. В наших внутренних сравнениях результаты немедленного и отсроченного анализа были согласованы по ключевым кардиологическим параметрам, что подтверждает воспроизводимость отсроченной оценки на основе видео.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол позволяет провести количественный анализ развития сердца рыбок данио через 96 ч после оплодотворения (HPF), включая структурные и функциональные параметры, такие как размер желудочка, сократительная способность, ударный объем и фракция выброса.

На рисунке 2 представлены репрезентативные светлопольные изображения желудочка данио-рерио в конце диастолы (ЭД) и конечной систолы (ЭС), а также соответствующие гистограммы, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Одним из важных этапов в этом протоколе является точная идентификация и отбор морфологически нормальных эмбрионов через 6 ч после оплодотворения (HPF). Эмбрионы, которые демонстрируют признаки свертываемости, задержки развития или структурных аномалий, могут значительно нарушить согласованность и интерпретируемость сердечно-сосудистых измерений. Раннее удаление нежизнеспособных или деформированных эмбрионов обеспечивает надежную основу для оценки развития и функции сердца. Правильная ори...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа финансировалась Министерством науки, технологического развития и инноваций Республики Сербия в рамках соглашения об институциональном финансировании с Белградским университетом, факультетом медицины, для реализации и финансирования исследовательской деятельности в 2025 году. Регистрационный номер контракта на институциональное финансирование в 2025 году: 451-03-137/2025-03/200110. Убедительно просим включить эту цифру в благодарности за все публикации, возникающие по утвержденным подпроектам.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,22 и микро; m мембранный фильтрМиллипорSLGP033RS0,22 и микро; m мембранный фильтр
1 N HCl-решениеСигма-Олдрич320331Раствор соляной кислоты для корректировки pH
1 N NaOH-решениеСигма-Олдрич72068Раствор гидроксида натрия для корректировки pH
Взрослая зебра-риба (Danio rerio)Местное разведениеН/ДМодельный организм
Резервуары для размножения с сеткой//Отделение взрослых особей для нереста
CaCl?· 2H? OСигма-ОлдричC5670Хлорид кальция (хлорид кальция) дигидрата, реагент
Хлорид кадмияСигма-Олдрич202908Токсикант, используемый для воздействия при 3 мг/л
Коммерческий корм для данио-рерио.Мини Гран, Нутри Пет, Горний Милановац/Высокобелковые хлопья или гранулированный корм, подходящий для данио-рерио.
Цифровая камера (микроскоп)Фотоника ХамамацуORCA-Flash4.0 V3Камера для записи видео на 30 кадрах в секунду
Тепловой блокЭппендорф5382000010Температурно контролируемое нагревательное устройство
ImageJ SoftwareNIHhttps://imagej.nih.gov/ij/Программное обеспечение для обработки изображений с открытым исходным кодом
Инвертированный световой микроскопNikonTi2-EМикроскоп с цифровой камерой, 40 раз; и 100 с лишним раз; Цели
KClСигма-ОлдричP3911Хлорид калия, реагент
Агароза с низкой температурой плавления (1,2%)Термо Фишер Сайентифик16520050Для вложения эмбрионов
Метиленовый синий (1%)Сигма-ОлдричM9140Противогрибковое средство, добавленное в среду E3
MgCl?· 6H? OСигма-ОлдричM9272Гексагидрат хлорида магния, реагентный сорт
NaClСигма-ОлдричS9888Хлорид натрия, реагентный класс
Стерильные чашки Петри (100 мм)Корнинг430167Пластиковые чашки Петри для культуры эмбрионов
Стерильные чашки Петри (35 мм)Корпорация MatTekP35G-1.5-14-CЧашки Петри со стеклянным дном для монтажа эмбрионов
Ультрачистая дистиллированная водаМиллипорСправочник Milli-QВода для приготовления раствора
Программное обеспечение ZembryoAnalyzerGitHub (Дарко Пуфлович)https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyserПрограммное обеспечение для анализа функций сердца

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: from preclinical modelling to clinical trials. Nat RevDrug Discov. 20 (8), 611-628 (2021).
  2. Adhish, M., Manjubala, I. Effectiveness of zebrafish models in understanding human diseases-A review of models. Heliyon. 9 (3), e14129(2023).
  3. Narumanchi, S., et al. Zebrafish heart failure models. Front Cell Dev Biol. 9, 662583(2021).
  4. Clément, Y., Torbey, P., Gilardi-Hebenstreit, P., Crollius, H. R. Enhancer-gene maps in the human and zebrafish genomes using evolutionary linkage conservation. Nucleic Acids Res. 48 (5), 2357-2371 (2020).
  5. Kemmler, C. L., Riemslagh, F. W., Moran, H. R., Mosimann, C. From stripes to a beating heart: Early cardiac development in zebrafish. J Cardiovasc Dev Dis. 8 (2), 17(2021).
  6. Bowley, G., et al. Zebrafish as a tractable model of human cardiovascular disease. Br J Pharmacol. 179 (5), 900-917 (2022).
  7. Echeazarra, L., Hortigón-Vinagre, M. P., Casis, O., Gallego, M. Adult and developing zebrafish as suitable models for cardiac electrophysiology and pathology in research and industry. Front. Physiol. 11, 607860(2021).
  8. Foo, Y. Y., et al. Effects of extended pharmacological disruption of zebrafish embryonic heart biomechanical environment on cardiac function, morphology, and gene expression. Dev Dyn. 250 (12), 1759-1777 (2021).
  9. M Männer, J. The functional significance of cardiac looping: comparative embryology, anatomy, and physiology of the looped design of vertebrate hearts. J Cardiovasc Dev Dis. 11 (8), 252(2024).
  10. Park, H., Yun, B. H., Lim, W., Song, G. Dinitramine induces cardiotoxicity and morphological alterations on zebrafish embryo development. AquatToxicol. 240, 105982(2021).
  11. Schlaeppi, A., Graves, A., Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy of fast cardiac dynamics in zebrafish embryos. J Vis Exp. 174, e62741(2021).
  12. Motta, E. R. Development of microscopy strategies for rapid imaging of zebrafish heart development. Doctoral dissertation. , Université de Strasbourg. https://theses.fr/2020STRAJ043 (2020).
  13. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  14. Santoso, F., et al. An overview of methods for cardiac rhythm detection in zebrafish. Biomed. 8 (9), 329(2020).
  15. Teixidó, E., et al. Automated morphological feature assessment for zebrafish embryo developmental toxicity screens. Toxicol Sci. 167 (2), 438-449 (2019).
  16. Mitovic, N., et al. Cadmium significantly changes major morphometrical points and cardiovascular functional parameters during early development of zebrafish. Environ Toxicol. Pharmacol. 87, 103723(2021).
  17. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  18. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  19. Hou, J. H., Kralj, J. M., Douglass, A. D., Engert, F., Cohen, A. E. Simultaneous mapping of membrane voltage and calcium in zebrafish heart in vivo reveals chamber-specific developmental transitions in ionic currents. Front Physiol. 5, 344(2014).
  20. Liebling, M., et al. Four-dimensional cardiac imaging in living embryos viapostacquisition synchronization of nongated slice sequences. J Biomed Opt. 10 (5), 054001(2005).
  21. Hernandez, R. E., Galitan, L., Cameron, J., Goodwin, N., Ramakrishnan, L. Delay of initial feeding of zebrafish larvae until 8 days postfertilization has no impact on survival or growth through the juvenile stage. Zebrafish. 15 (5), 515-518 (2018).
  22. Sargazi, S., et al. Fluorescent-based nanosensors for selective detection of a wide range of biological macromolecules: A comprehensive review. Int J Biol Macromol. 206, 115-147 (2022).
  23. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  24. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  25. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  26. Aleström, P., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Исправление

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Functional Cardiac Imaging in Zebrafish Embryos Using Standard Microscopy and Video Analysis: Applications in Environmental and Biomedical Research
Posted by JoVE Editors on 2/09/2026. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68941

Теги

Zebrafish Cardiac ImagingCardiac Function AnalysisBrightfield MicroscopyVideo AnalysisVentricular DimensionsStroke VolumeHeart RateEjection FractionCardiac OutputEmbryonic Cardiotoxicity

Похожие статьи