Методическая статья

Оценка постокклюзионной реактивной гиперемии на коже крысиных лап с помощью лазерной спекл-контрастной визуализации

644 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68986

⸱

3 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В данном протоколе представлен метод оценки параметров постокклюзионной реактивной гиперемии в коже крысы, находящейся под наркозом, с помощью лазерной спекл-контрастной визуализации и инвазивного измерения артериального давления.

Аннотация

Лазерная спекл-контрастная визуализация (LSCI) — это современный, неинвазивный метод оценки микрососудистой перфузии у человека и лабораторных животных. Комбинация ЛСКЧ с инвазивным измерением артериального давления (АД) и тестом на окклюзию сосудов позволяет изучить постокклюзионную реактивную гиперемию (ПОРГ), обеспечивая оценку резерва микрососудистого кровотока и сосудистой реактивности. В данной статье демонстрируется методика использования ЛСКЧ для регистрации и визуализации ПОРГ в задней лапе крысы под общим наркозом. Специальная пневматическая манжета надувается для создания временной (180 с) окклюзии сосудов на уровне большеберцовой кости. Оценка последующей ПОРГ (пиковой гиперемии и кинетических индексов) может дать дополнительную информацию о механизмах и тяжести исследуемого патологического процесса (циркуляторный шок, сердечная недостаточность, гипертензия и т.д.) или выявить сосудистые эффекты нового препарата, которые не проявляются при оценке перфузии в покое. Инвазивный мониторинг АД позволяет рассчитать проводимость кожных сосудов и учесть изменения системной гемодинамики, что особенно важно в экспериментальных моделях критических заболеваний. Также будет продемонстрировано использование этого подхода для выявления микрососудистой дисфункции в модели геморрагического шока у крыс.

Введение

Микрососудистая дисфункция участвует в патогенезе многих сердечно-сосудистых, эндокринных и других заболеваний, нарушая перфузию и оксигенацию тканей, нарушая вазомоторные регуляторные механизмы системной гемодинамики (например, при гипертонической болезни)1. Нарушения микроциркуляции также имеют большое патофизиологическое значение в механизмах органной дисфункции у тяжелобольных пациентов с травмой, сепсисом и различными видами шока (геморрагическим, септическим, кардиогенным и др.)2.

В настоящее время в клинических и доклинических исследованиях для неинвазивной оценки перфузии тканей и микрососудистой функции используется несколько лазерных методов: лазерная допплеровская флоуметрия (LDF), лазерная допплеровская визуализация (LDI/LDPI) и лазерная спекл-контрастная визуализация (LSCI). Среди них LSCI является наиболее перспективным для неинвазивной оценки перфузии кожи в клинике. Он имеет явные преимущества по сравнению с LDF и LDI/LDPI, поскольку метод прост в применении на практике и предлагает визуализацию всей области исследования с высоким пространственным и временным разрешением3. LSCI — это метод, который использует лазерный свет для создания спекл-узоров, которые затем анализируются для визуализации динамики кровотока. Мы получаем оценку микроциркуляции в режиме реального времени с высоким разрешением, что имеет важное значение для различных областей исследований, таких как неврология4, абдоминальная хирургия5, дерматология6 и другие сосудистые исследования 7,8, как в клинических, так и в экспериментальных условиях.

Простая оценка показателей перфузии кожи в покое часто неинформативна для выявления микрососудистых нарушений. Это связано как с внутренними функциональными особенностями кожного кровообращения (высокая вариабельность, зависимость от температуры, стресса и других факторов), так и с «ложно нормальной» перфузией тканей при компенсаторной реакции организма (например, увеличение сердечного выброса на ранних стадиях септического шока). Дополнительное использование стандартной функциональной нагрузки позволяет лучше оценить микроциркуляцию и выявить микрососудистую дисфункцию, скрытую в состоянии покоя1. Известно также, что ИСКН полезна при оценке микроциркуляции кожи при фармакологических раздражителях9.

Комбинация LSCI с тестом на окклюзию сосудов позволяет неинвазивно оценить феномен постокклюзионной реактивной гиперемии (PORH), которая отражает важные функциональные параметры микроциркуляции, в частности резерв кровотока и реактивность микроциркуляторногорусла10. Этот подход широко используется в клинических исследованиях для выявления функциональных микроциркуляторных аномалий, не очевидных при исходных измерениях перфузии11, но оценка PORH редко встречается в доклинических исследованиях на животных12,13. По сравнению с клиническими исследованиями, использование теста на окклюзию сосудов в эксперименте in vivo предоставляет исследователю дополнительные возможности для оценки механизмов PORH, патогенеза тяжелых заболеваний, фармакодинамики вазоактивных препаратов. Конечно, эти возможности должны быть в пределах современных биоэтических стандартов гуманного отношения к животным.

В данном протоколе представлен метод оценки параметров ПОРГ в коже крысы, находящейся под наркозом, с использованием ИСКК и инвазивного измерения артериального давления. Последний включает в себя катетеризацию сонной артерии крысы и позволяет измерить среднее артериальное давление (MAP) и частоту пульса. Кроме того, могут быть взяты образцы артериальной крови для лабораторных исследований (например, анализа газов артериальной крови). Стоит отметить, что данный протокол в первую очередь ориентирован на проведение острого эксперимента, который не предполагает пробуждения животного от наркоза после завершения экспериментальных процедур (например, моделирования критического заболевания). Предлагаемый нами метод оценки микроциркуляции у крыс относительно прост и будет особенно полезен в исследованиях сравнительной физиологии сосудов и патофизиологии, включая оценку эндотелиальной дисфункции, а также при доклинической апробации новых вазоактивных препаратов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Описанные ниже процедуры выполнены в рамках протокола, утвержденного Этическим экспертным советом ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии».

1. Подготовка пневматической манжеты к окклюзии сосудов

  1. Используйте пневматическую манжету из неинвазивной системы измерения артериального давления (НИАД) для крыс, чтобы создать транзиторную окклюзию сосудов на задней лапе крысы.
  2. Подключите манжету к анероидному манометру и резиновому насосу обычного механического тонометра для измерения артериального давления у человека. Используйте три сегмента прозрачной пластиковой трубки толщиной 3 мм (1 м из которых входит в систему НИАД) и Т-образный соединитель соответствующего размера (рис. 1).
  3. Проверьте функциональность и герметичность собранной пневматической системы перед использованием ее на животном. Убедитесь, что давление в манжете поддерживается на уровне 200-220 мм рт.ст. в течение нескольких минут при надувании.

2. Подготовка артериального катетера, рабочей станции и хирургических инструментов

  1. Обработайте рабочую зону 70% спиртом. Накройте операционный стол стерильной простыней. Газовая стерилизация катетеров и инструментов (в процедурах выживания и хронических экспериментах).
  2. Для катетеризации сонной артерии используют катетер PE-50 (наружный диаметр 0,9 мм, внутренний диаметр 0,6 мм) длиной 12 см со стопорным кольцом на расстоянии 25 мм от конца. Чтобы предотвратить перфорацию артерий, используйте катетер с гладкими краями.
  3. Прикрепите тупую иглу 22 г и шприц объемом 2 мл, наполненный гепаринизированным физиологическим раствором (5 МЕ гепарина/1 мл) к наружному концу катетера. Промойте катетер гепаринизированным физиологическим раствором (0,1-0,2 мл) для обеспечения проходимости и предотвращения образования тромбов.

3. Анестезия и предоперационная обработка

ПРИМЕЧАНИЕ: Все анестетики могут угнетать дыхание и кровообращение. Правильная дозировка в зависимости от вида животного, штамма, возраста и состояния здоровья имеет решающее значение для предотвращения смертельной передозировки. Персонал должен быть обучен анестезии животных и контролю жизненно важных показателей. Процедуры должны быть одобрены соответствующим Комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) или эквивалентным органом по этике. Необходимо соблюдать осторожность при обращении с иглами, скальпелями и другими острыми инструментами. Всегда используйте контейнер для острых предметов для немедленной утилизации. Никогда не закупоривайте иглы. Помните о риске травм от уколов иглой, которые могут передавать зоонозные агенты или вызывать физические травмы.

  1. Обезболивание крысы путем внутрибрюшинного (ВП) введения смеси тилетамин (10 мг/кг) + золазепам (10 мг/кг) 2% раствора в физрастворе и ксилазина (5 мг/кг) 0,5% раствора в физрастворе. Убедитесь в адекватности анестезии, проверив отсутствие рефлексов (защемление пальцев ног).
  2. Сбрейте шерсть с передней и задней частей шеи (включая межлопаточную область). Обработайте кожу в этих зонах кожным антисептиком (70% спирт). Поместите животное в лежачем положении на подогреваемый хирургический стол.
  3. Контролируйте состояние обезболиваемого животного, регулярно оценивая глубину анестезии (спонтанные движения, реакция на болезненные раздражители), дыхательный паттерн (частота, глубина, ритм, хрипы), цвет кожи и слизистых оболочек. Используйте дополнительные инъекции тилетамин + золазепам 10 мг/кг вп по мере необходимости.
  4. Избежать значительного переохлаждения можно путем поддержания ректальной температуры животного на уровне 36,5-37,0 оС помощью обогреваемого стола и утепляющих одеял.

4. Катетеризация левой сонной артерии

  1. Сделайте разрез кожи по средней линии на 2 см на вентральной поверхности шеи. С помощью кровоостанавливающего средства и щипцов тупо рассеките в продольном направлении мышцы и фасцию шеи, чтобы обнажить левую сонную артерию и изолировать участок сосуда диаметром 5-7 мм. Аккуратно отделите блуждающий нерв от сонной артерии, не допуская его травмирования.
  2. С помощью шелкового шва 4-0 наложите свободную завязку на каудальную часть артерии и перевяжите краниальный конец сосуда. Используйте челюсти микрохирургических щипцов, помещенных под артерию, чтобы аккуратно растянуть ее, чтобы предотвратить кровотечение после разреза.
  3. С помощью микрохирургических ножниц под углом 45° краниально сделайте поперечный разрез на артерии между двумя лигатурами (на глубину не более половины диаметра сосуда).
  4. Сделав небольшой разрез в артерии, с помощью щипцов введите катетер по направлению к сердцу вплоть до фиксирующего кольца. Удерживая катетер в просвете сосуда, затяните каудальную лигатуру и завяжите дополнительные узлы над фиксирующим кольцом катетера.
  5. Проверьте проходимость катетера, набрав небольшое количество крови в шприц, и снова промойте катетер. Зажмите катетер гладким иглодержателем в 2-3 см от фиксирующего кольца. Извлеките тупую иглу и шприц из катетера.
  6. Осторожно переверните крысу в положение лежа. Хирургическими ножницами сделайте разрез кожи по средней линии между лопатками по средней линии. Туннель гемостатического зажима подкожно через дорсальный разрез в сторону вентрального. Возьмитесь за наружный конец катетера и, осторожно проведя его через подкожный тоннель, вывести его в межлопаточную область.
  7. Введите тупую иглу со шприцем объемом 2 мл, прикрепленным к внешнему концу катетера.
  8. Закройте вентральную и тыльную операционные раны с помощью атравматичной иглы и шва из мононити 4-0.

5. Инвазивное измерение артериального давления

  1. Заполните калиброванный датчик из инвазивной системы измерения АД гепаринизированным физиологическим раствором (5 МЕ гепарина/1 мл).
  2. Поместите животное в брюшное положение. Отсоедините шприц объемом 2 мл от тупой иглы и подсоедините катетер к датчику (рисунок 2). Снимите зажим с катетера и промойте линию артериального давления 0,1-0,2 мл гепаринизированного физиологического раствора.
  3. Используйте систему сбора данных для измерения и записи АД и частоты сердечных сокращений. Четко выраженная пульсация на форме волны артериального давления (амплитуда 10-15 мм рт.ст. и выше) указывает на проходимость и правильное положение катетера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для точного измерения артериального давления датчик должен быть расположен на уровне сердца животного. Если в линии измерения АД появились пузырьки воздуха, удалите их, чтобы избежать воздушной эмболии внутренних органов.
  4. Стабилизируйте животное, находящееся под наркозом, в течение 15-20 минут перед измерением среднего артериального давления (MAP) и других исходных физиологических параметров.
  5. Откройте программное приложение для сбора данных. В меню Файл выберите пункт Создать.
  6. Убедитесь, что выбран правильный физический ввод (например, вход 1). Нажмите на стрелку выпадающего меню в заголовке соответствующего канала (например, Канал 1) и выберите «Настройки канала».
  7. В диалоговом окне отрегулируйте диапазон напряжения (±100 мВ) в соответствии с ожидаемым сигналом. Установите единицы измерения в мм рт.ст.
  8. Настройка частоты дискретизации: нажмите кнопку « Частота дискретизации » на панели инструментов. Для инвазивного АД установите частоту дискретизации на 200 Гц (200 образцов в секунду). Если в задачи исследования входит анализ морфологии пульсовой волны, увеличьте частоту дискретизации до 1 кГц.
  9. Нажмите кнопку « Пуск », чтобы начать запись экспериментальных данных.
  10. После захвата нужного сегмента данных нажмите кнопку Стоп . Сохраните файл данных с помощью File | Сохранить как... Присвойте ему уникальное имя файла.

6. Измерение перфузии кожи с помощью LSCI

  1. Протрите подошвенную поверхность задней лапы крысы марлей, смоченной в воде, чтобы очистить кожу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте спирт или другие растворы, которые могут вызвать гиперемию кожи.
  2. Поместите пневматическую манжету на заднюю лапу крысы на уровне большеберцовой и икроножной мышцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны при введении пальцев и лодыжки через просвет манжеты, чтобы не повредить надувную мембрану и не сдавить мягкие ткани колена.
  3. Поместите крысиную лапку на кусок марли и дополнительно закрепите пальцы ног полоской клейкой ленты, чтобы свести к минимуму артефакты движения (рисунок 2).
  4. Подготовьте аппаратное и программное обеспечение для сбора данных для регистрации перфузии кожи методом LSCI.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В представленной работе аппаратное обеспечение состоит из высокоскоростной монохромной камеры ближнего инфракрасного диапазона (NIR), объектива камеры, линейного поляризатора NIR и лазерного источника с набором рассеивателей. Программное обеспечение состоит из инструмента видеозаписи, который захватывает кадры с заданной частотой кадров (90 кадров в секунду) и временем экспозиции (11 мс). Фактические размеры области, которая является полем зрения камеры, составляют 16 х 16 мм.
  5. Убедитесь, что интересующая область (плюсна и плюсна) находится в фокусной точке объектива камеры.
  6. Отрегулируйте источник лазера так, чтобы освещение было равномерным и не было чрезмерным по всей интересующей области.
  7. Отрегулируйте линейный поляризатор таким образом, чтобы зеркальное отражение от измеряемого объекта было сведено к минимуму.
  8. Убедитесь, что параметры в инструменте записи видео установлены правильно, затем нажмите кнопку «Захват », чтобы записать необработанные монохромные изображения в течение 30 секунд (базовая запись может быть больше или меньше). Используйте изображения для расчета значений перфузии спекла (см. формулу (2) ниже).
    Примечание: В данном исследовании использовалась специально разработанная экспериментальная установка, но для выполнения измерений по этому протоколу может быть использовано любое коммерчески доступное устройство, реализующее метод LSCI. Рекомендуется проводить измерения LSCI в затемненном помещении, чтобы свести к минимуму влияние внешнего освещения на получаемые результаты.

7. Тест на окклюзию сосудов и оценка PORH

  1. Закройте предохранительный клапан резинового насоса.
  2. После захвата исходного уровня перфузии кожи (в состоянии покоя) быстро надуйте пневматическую манжету на конечности животного до давления, превышающего систолическое артериальное давление животного (обычно 200-220 мм рт.ст., чтобы надежно окклюзировать артериальный и венозный кровоток без травмирования конечности).
  3. Продолжайте запись сигнала LSCI кожи в течение 180 с (30-300 с в зависимости от целей исследования) для подтверждения окклюзии сосудов и последующего определения «биологического нуля» перфузии спекла.
  4. Быстро сдуйте манжету после достижения целевого времени окклюзии и продолжайте записывать сигнал LSCI кожи еще 180 с (может быть больше или меньше) для записи динамики PORH.
  5. Регистрируйте форму волны инвазивного артериального давления одновременно с оценкой перфузии кожи до, во время и после окклюзии сосудов. Используйте эти данные для расчета MAP и кожной сосудистой проводимости (см. ниже).
  6. Получение значений перфузии спекла с помощью алгоритма, написанного в программной среде. Первым шагом является преобразование необработанных монохромных изображений в спекл-контрастные изображения. Рассчитаем средний контраст спеклов по формуле ( 1):
    figure-protocol-1    (1)
    Где Интенсивность — это интенсивность каждого пикселя в данный момент времени.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество изображений, для которых рассчитывается контрастность, может сильно повлиять на результат обработки. В этом исследовании использовался временной алгоритм LSCI, который усредняет более 90 изображений.
  7. Преобразуем значения Speckle Contrast в значения Speckle Perfusion по формуле (2):
    figure-protocol-2  (2)
  8. Выберите прямоугольную область, которая включает в себя область интереса (плюсну и плюсну) для усреднения значений перфузии спекла (внутри этой прямоугольной области). Для дальнейшего расчета исследуемых параметров используйте временную эволюцию (график) перфузии Спекл, полученную такой процедурой.
  9. На основании измеренных значений перфузии кожи рассчитайте основные параметры PORH ( рисунок 3).
  10. Рассчитаем кожную сосудистую проводимость (СВК) по формуле (3):
    figure-protocol-3   (3)
    Гдеостаток LSCI — среднее значение перфузии скин-спекл, зарегистрированное на исходном уровне (условные единицы = AU); MAP — это среднее артериальное давление (мм рт. ст.), зарегистрированное за тот же период времени.
  11. Рассчитайте пиковую кожно-сосудистую проводимость (CVCmax) по формуле ( 3) и подставляя соответствующие значения для пиковой гиперемии (LSCImax) и MAP.

8. Экспериментальные методики и повторные измерения

  1. После регистрации перфузии кожи, ПОРГ и других физиологических переменных, представляющих интерес на исходном уровне, выполнить экспериментальное вмешательство в соответствии с утвержденным протоколом исследования (например, моделирование патологического процесса и/или введение вазоактивного препарата).
  2. Повторная оценка ПОРГ и других физиологических показателей в следующий момент времени исследования после развития моделируемого патологического процесса или достижения эффекта от вводимого препарата.

9. Окончание эксперимента

  1. По завершении острого эксперимента усыпить крысу путем внутриартериального введения 2% лидокаина (2 мл) под глубокой общей анестезией (тилетамин + золазепам и ксилазин). В зависимости от местных законов и протоколов, используйте альтернативный метод гуманной эвтаназии для лабораторных грызунов, который был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для проведения процедур выживания и планового восстановления животного после анестезии обеспечьте надлежащий уход и регулярную оценку состояния животного, включая профилактику гипотермии и адекватное послеоперационное обезболивание (например, кетопрофен 5-10 мг/кг в/м).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Описанный выше метод оценки микрососудистой функции был применен нами в серии экспериментов по моделированию геморрагического шока (кровопотеря 35% от расчетного объема крови) у крыс-самцов линии Вистар массой 250-300 г. В группе животных с кровотечением (HS, n = 13) оценка показателей PORH с одновременным мониторингом инвазивного АД проводилась через 30 мин после завершения кровотечения. В контрольной группе животных, оперированных обманом (Sham, n = 10), кровотечение не вызывалось, но т...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данной статье мы описываем модернизированную технологию оценки кожной микроциркуляции и сосудистой реактивности в эксперименте in vivo на грызунах. Для успешного и стандартизированного использования этого метода в физиологических и фармакологических исследованиях следует принять во внимание несколько дополнительных соображений. В приведенном выше протоколе крысам обезболивают комбинацией тилетамин + золазепам + ксилазин, что продиктовано в основном местными стандартами работы с лаборат...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда в рамках проекта 24-25-00310.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Игла атравматичная с хирургическим швом нейлон, 4C-0.5x16-4/0-NМедтехника, РоссияН/ДСиний. Длина 75 см. USP 4/0 (MP1.5). Для наложения швов на операционную рану
Катетер для сонной артерии крысы с тупым концом игла для шприца 22 гSciCat, Россия Н/ДПЭ-50, длина 12 см, OD=0,9 мм, ID= 0,6 мм. С одним крепежным кольцом
Одноразовый преобразователь давления DeltranUtah Medical Products, US 6069Кабель 12 дюймов
3-ходовой запорный кран DiscofixC для инфузионной терапии и мониторингаБ. Браун, Германия 16494С
ГепаринБелмедпрепараты, Беларусь Н/ДГепарин натрия 5000 МЕ/мл, ампулы 5 мл
ЛидокаинаВелфарм, РоссияН/ДРаствор для инъекций 20 мг/мл, ампулы 2 мл
Пневматическая манжета "Систола"Neurobotics, РоссияН/ДВходит в состав неинвазивного измерения артериального давления у грызунов. Тип хвоста 5-10 мм (крысы)
Хлорид натрияФармасинтез, Россия Н/ДРаствор для инфузий 0,9%, 250 мл
Программное обеспечение LabChart8 ADInstruments, АвстралияН/ДВерсия 8.1.13
Программное обеспечение MATLAB MathWorks Inc., СШАН/ Версия R2019b
Стерильный шприц одноразового использования, 1 мл, 3 частиХуайань Сити Хэнчунь Медикал Продакт Ко., КитайН/ Игла 27 г
Стерильный шприц одноразового применения, 2 (2,5) мл, 3 частиVogt Medical Vertrieb GmbH, Германия1310524Игла 23 г
Шовный материал SILK-SПолитехмед, Россия Н/ДНевпитывающиеся, плетеные, из натурального шелка с силиконовым покрытием, черные в кассете. USP 4/0 (MP1.5). Длина 100 м. Для перевязки сосудов
КсилаInterchemie, НидерландыН/ Ксилазин 20 мг/мл, 50 мл
Золетил 100Virbac, Франция Н/ Тилетамин гидрохлорид 50 мг/мл, золазепам гидрохлорид 50 мг/мл, 5 мл

Ссылки

  1. Roustit, M., Cracowski, J. Non-invasive assessment of skin microvascular function in humans: an insight into methods. Microcirculation. 19 (1), 47-64 (2012).
  2. Duranteau, J., et al. The future of intensive care: the study of the microcirculation will help to guide our therapies. Crit Care. 27 (1), 190(2023).
  3. Basak, K., Manjunatha, M., Dutta, P. K. Review of laser speckle-based analysis in medical imaging. Med Biol Eng Comput. 50 (6), 547-558 (2012).
  4. Goldberg, J., et al. Intraoperative laser speckle contrast imaging to assess vessel flow in neurosurgery: a pilot study. Neurosurgery. 94, 983-992 (2024).
  5. Paramasivam, R., et al. Laser speckle contrast imaging for intraoperative assessment of intestinal microcirculation in normo- and hypovolemic circulation in a porcine model. Eur Surg Res. 65 (1), 1-8 (2023).
  6. Linkous, C., et al. Applications of laser speckle contrast imaging technology in dermatology. JID Innov. 3 (5), 100187(2023).
  7. Golubova, N., et al. Effect of thinned-skull cranial window on monitoring cerebral blood flow using laser speckle contrast imaging. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 31 (4), 1-8 (2025).
  8. Golubova, N., Potapova, E., Seryogina, E., Dremin, V. Time-frequency analysis of laser speckle contrast for transcranial assessment of cerebral blood flow. Biomed Signal Process Control. 85, 104969(2023).
  9. Escobar, S., et al. Evaluation of systemic endothelial-dependent and endothelial-independent microvascular reactivity in metabolically healthy obesity: an observational study. Microvasc Res. 148, 104553(2023).
  10. Shirazi, B. R., Valentine, R. J., Lang, J. A. Reproducibility and normalization of reactive hyperemia using laser speckle contrast imaging. PLoS One. 16 (1), e0244795(2021).
  11. Tew, G. A., Klonizakis, M., Crank, H., Briers, J. D., Hodges, G. J. Comparison of laser speckle contrast imaging with laser Doppler for assessing microvascular function. Microvasc Res. 82 (3), 326-332 (2011).
  12. Yuan, X., et al. A comparison of the cutaneous microvascular properties of the spontaneously hypertensive and the Wistar-Kyoto rats by spectral analysis of laser Doppler. Clin Exp Hypertens. 41 (4), 342-352 (2019).
  13. Dubensky, A., et al. Post-occlusive reactive hyperemia variables can be used to diagnose vascular dysfunction in hemorrhagic shock. Microvasc Res. 152, 104647(2024).
  14. Meglinski, I. V., Kal'chenko, V. V., Kuznetsov, Y. L., Kuznik, B. I., Tuchin, V. V. Towards the nature of biological zero in the dynamic light scattering diagnostic modalities. Dokl Phys. 58, 323-326 (2013).
  15. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. J Vis Exp. (95), e51881(2015).
  16. Henninger, N., Heimann, A., Kempski, O. Electrophysiology and neuronal integrity following systemic arterial hypotension in a rat model of unilateral carotid artery occlusion. Brain Res. 1163, 119-129 (2007).
  17. Souza-Silva, E., Ascenso, R., Tonussi, C. R., Da Silva-Santos, J. E. Detection of blood flow perfusion and post-occlusive reactive hyperemia in the skeletal muscle of rats. Life Sci. 278, 119571(2021).
  18. Roustit, M., Millet, C., Blaise, S., Dufournet, B., Cracowski, J. L. Excellent reproducibility of laser speckle contrast imaging to assess skin microvascular reactivity. Microvasc Res. 80 (3), 505-511 (2010).
  19. Nilsson, M., et al. Day-to-day variability in cutaneous microcirculation measured with multi-exposure laser speckle contrast imaging and multispectral imaging. Microvasc Res. 160, 104819(2025).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи