Данное исследование проводилось в соответствии с критериями классификации EULAR/ACR 2019 года. Это исследование было одобрено Шэньчжэньской народной больницей (номер одобрения Комитета по этике LL-KY-2019514).
Менделевский рандомизационный анализ (МР)
Источники данных GWAS
Данные о генетических ассоциациях СКВ и 565 метаболитов были получены из базы данных OpenGWAS (https://gwas.mrcieu.ac.uk/). Наборы данных GWAS по заболеваниям обобщены в таблице 1, а источники и размеры выборки для данных метаболитов GWAS подробно описаны в таблице 2. Эти наборы данных послужили основой для МР-анализа с целью изучения причинно-следственных связей между метаболитами и СКВ 13,14,15,16.
Выбор инструментальных переменных
Генетические варианты, связанные с метаболитами крови и СКВ, были выбраны в качестве инструментальных переменных (ВВ) для МРТ-анализа. ВВ были выбраны на основе трех основных предпосылок МР: релевантность, независимость и ограничение исключения17. В частности,были отобраны однонуклеотидные полиморфизмы (SNP), ассоциированные с метаболитами на общегеномном пороге значимости P < 5 × 10-8. Для обеспечения независимости между IV было проведено определение неравновесия сцепления (LD) с пороговым значением r2 < 0,001 и физическим расстоянием 10 000 kb с использованием европейской популяции в качестве опорной панели19. Этот процесс сводил к минимуму избыточность и гарантировал, что каждая капельница предоставляет уникальную информацию для МРТ-анализа.
Статистический анализ
Основным статистическим подходом к МР-анализу был метод взвешенного с обратной дисперсией (IVW), который объединяет эффекты нескольких внутривенных вливаний для оценки причинно-следственного влияния метаболитов на СКВ20. Чтобы учесть потенциальную плейотропию, был проведен анализ чувствительности с использованием регрессии МР-Эггера21. Силу каждого внутривенного введения оценивали с помощью F-статистики, при этом только SNP с F-> 10 сохранялись для обеспечения надежной силы прибора22. SNP с более низкой F-статистикой были исключены, чтобы избежать слабого смещения инструмента. Окончательные МР-анализы проводились только в том случае, если не было обнаружено значимой гетерогенности или плейотропии, что обеспечивало надежность причинно-следственных оценок23.
Анализ чувствительности
Для оценки надежности результатов МРТ было проведено несколько анализов чувствительности. Гетерогенность между внутривенными капельницами оценивалась с помощью Q-теста Кокрана, в то время как плейотропия оценивалась с помощью регрессии МР-Эггера24. Кроме того, был проведен анализ по принципу «не допускать исключения», чтобы определить, не повлиял ли на результаты МР непропорционально какой-либо отдельный SNP25. Были созданы лесные участки для визуализации индивидуальных и комбинированных эффектов внутривенных вливаний. Эти анализы в совокупности гарантировали, что результаты МР не были смещены плейотропными эффектами или выбросами SNP.
Источник данных метаболомики
Данные метаболомики, использованные в этом исследовании, были получены из ранее опубликованного исследования нашей исследовательской группы10. В этом исследовании мы провели метаболомный анализ образцов сыворотки крови 121 пациента с СКВ и 106 здоровых людей. Нетаргетное метаболомное профилирование проводили с помощью ультравысокоэффективной жидкостной хроматографии в сочетании с масс-спектрометрией (УВЭЖХ-МС). Данные были обработаны с использованием стандартных рабочих процессов метаболомики, включая обнаружение пиков, выравнивание и нормализацию, для идентификации метаболитов, в значительной степени связанных с СКВ. Затем эти метаболиты были сопоставлены с результатами МРТ-анализа для выявления перекрывающихся метаболитов. Более подробную информацию можно найти в предыдущей публикации10. Метаболиты, в значительной степени ассоциированные в метаболомном анализе, и метаболиты со значительными причинно-следственными связями в МР-анализе были сопоставлены с их соответствующими идентификаторами HMDB с использованием платформы MetaboAnalyst. Затем общие метаболиты были идентифицированы путем пересечения двух наборов идентификаторов HMDB.
Измерение цитокинов и анализ апоптоза
В исследование было включено 3 пациента с СКВ (Таблица 3) в соответствии с критериями классификации EULAR/ACR 2019 года.
Забор забора периферической крови и выделение лимфоцитов
Образцы периферической крови (3-6 мл) были собраны у участников с помощью вакуумных пробирок, содержащих гепарин натрия в качестве антикоагулянта. Мононуклеарные клетки периферической крови (ПМЦ) выделяли с помощью центрифугирования с градиентом плотности Фиколла-Паке (400-800 × г в течение 20-30 мин). Выделенные клетки дважды промывали фосфатно-солевым буфером (PBS, HyClone) методом центрифугирования на низких оборотах (250 × г в течение 10 мин) и ресуспендировали в полной среде RPMI-1640 с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки. Плотность клеток была скорректирована с точностью до 1 × 106 клеток/мл, что было проверено автоматическим счетчиком клеток. Клеточную суспензию засевали в культуральные планшеты и предварительно инкубировали в течение 2 часов при 37°C в атмосфере 5%CO2 для повышения адгезии. После предварительной инкубации неадгезивные клетки в надосадочной жидкости культуры тщательно собирали и подвергали выделению лимфоцитов. Собранную суспензию аккуратно наносили слоями на Ficoll-Paque и снова центрифугировали при 400 × g в течение 20 минут без тормоза. Слой мононуклеарных клеток на границе плазма-Ficoll тщательно отсасывали, дважды промывали фосфатно-солевым буфером (PBS) и ресуспендировали в среде RPMI-1640, содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки. Жизнеспособность и концентрацию клеток оценивали с помощью автоматического счетчика клеток, а затем лимфоциты использовали для последующих применений.
Клеточная обработка и культивирование
Клетки были разделены на пять групп для лечения: Контрольная группа: Получали равный объем ДМСО. Группа лечения холестерином: Получала холестерин в концентрации 1,5 ммоль/л. Концентрация свободного холестерина 1,5 ммоль/л, используемая в этом исследовании, была выбрана для моделирования богатой липидами микросреды, превышающей физиологические уровни. Циркулирующий свободный холестерин у здоровых людей обычно колеблется в пределах 0,9-1,3 ммоль/л. Слегка повышенная концентрация, использованная в этих экспериментах, была предназначена для имитации патологического накопления липидов, которое может происходить в воспаленных или метаболически нарушенных тканях при СКВ. Группы обработки стеарамидом: Обрабатывают стеарамидом в концентрациях 5 мкмоль/л и 10 мкмоль/л. Концентрации стеарамида (5 и 10 мкмоль/л) были выбраны на основе предыдущего отчета26, в котором было высказано предположение, что уровни стеарамида в диапазоне 5-10 мкмоль/л могут имитировать повышенное накопление липидов при патологических условиях. Цель исследования состояла в том, чтобы изучить проапоптотические и иммуномодулирующие эффекты воздействия высоких концентраций липидов на лимфоциты СКВ, имитируя воспалительные или метаболически нерегулируемые состояния. Холестерин и стеарамид сначала растворяли в ДМСО для получения высококонцентрированных исходных растворов, которые затем разводили в питательной среде для достижения целевых концентраций. Конечная концентрация ДМСО во всех группах не превышала 0,1% (v/v). После добавления соответствующих обработок планшеты осторожно встряхивали для обеспечения равномерного распределения и инкубировали в течение 48 ч при 37 °C в среде с 5%CO2.
Анализ апоптоза
Для экспериментов по апоптозу собирали 1 × 10,от 6 до 3 × 106 клеток и дважды промывали предварительно охлажденным PBS. Положительную контрольную группу готовили путем ресуспендирования клеток в 500 мкл предварительно охлажденного апоптоза-положительного контрольного раствора и инкубации на льду в течение 30 минут с последующей еще одной промывкой PBS. Экспериментальные группы получали лечение, как описано в разделе 1.7, с контролем, холестерином (1,5 ммоль/л) и стеарамидом (10 мкмоль/л). После обработки собирали 1-10 × 105 клеток (в том числе из надосадочной жидкости культуры) и ресуспендировали в 500 мкл 1× связывающего буфера (полученного путем разбавления 5× стокового раствора двукратной дистиллированной водой). Каждый образец смешивали с равным количеством необработанных живых клеток, а объем доводили до 1,5 мл с предварительно охлажденным 1× связывающим буфером. Затем суспензию разделили на три трубки: одну для контроля заготовок и две для компенсации одиночных пятен (Annexin V-FITC и PI). В каждую экспериментальную пробирку добавляли 5 мкл Аннексина V-FITC и 10 мкл окрашивающего раствора PI с последующим вортексированием и инкубацией при комнатной температуре в темноте в течение 5 минут. Проточную цитометрию проводили с помощью возбуждающего лазера с длиной волны 488 нм для обнаружения аннексина V-FITC (излучение на длине волны 530 нм) и PI (излучение на длине волны 615 нм). Пустая контрольная трубка использовалась для установки напряжений прямого рассеяния (FSC), бокового рассеяния (SSC) и флуоресцентных каналов, в то время как одинарные полоски использовались для компенсации флуоресценции. Апоптоз анализировали с помощью двухпараметрических диаграмм рассеяния для оценки доли апоптотических клеток27,28.
Обнаружение иммунных факторов
После 48-часовой инкубации клеточные суспензии центрифугировали (250 × г в течение 5 мин) для сбора надосадочной жидкости культуры, которую хранили при -80 °С до анализа. Количественное определение цитокинов проводилось с использованием коммерческой панели основного иммунного ответа человека в соответствии с инструкциями производителя с оптимизацией прибора. Вкратце, в каждую лунку микропланшета добавляли 25 мкл буфера для анализа и 25 мкл стандартных (в диапазоне от 2,4 до 10 000 пг/мл) или образцов. Смесь шариков подвергали вортексированию в течение 30 с и добавляли в лунки, доводя общий объем реакции до 75 мкл. Планшет инкубировали с встряхиванием (800 об/мин) при комнатной температуре в течение 2 ч в темное время суток. После двух автоматических промывок (1× промывочный буфер, 250 × г в течение 5 мин) в каждую лунку добавляли 25 мкл биотинилированного антитела для детектирования и инкубировали в течение 1 ч. Затем добавляли 25 мкл стрептавидин-фикоэритрина (SA-PE) в течение 30 мин для усиления сигнала.
Сбор данных осуществлялся с помощью проточного цитометра, оснащенного лазером возбуждения с длиной волны 488 нм и фильтром 575/26 нм для детектирования ПЭ. Перед каждым экспериментом калибровочные шарики использовались для оптимизации напряжений фотоумножителя и спектральной компенсации. Данные были проанализированы с помощью программного обеспечения LEGENDplex v8.0, при этом концентрации цитокинов были определены с помощью подгонки пятипараметрической логистической (5PL) кривой. Пределы обнаружения для каждого цитокина варьировали от 0,68 пг/мл до 1,97 пг/мл, а эксперименты проводились в двух экземплярах для обеспечения точности (коэффициент межлуночного изменения <10%). Результаты были выражены в виде среднего ±± стандартного отклонения, а статистические различия между группами оценивались с помощью одностороннего ANOVA с последующим апостериорным тестом Тьюки в соответствующем программном обеспечении для статистического анализа. 48-часовой инкубационный период был выбран на основе динамических изменений секреции цитокинов для комплексного отражения иммунного ответа. Ежедневная калибровка прибора и контроль концентрации ДМСО (≤0,1%) обеспечили достоверность и воспроизводимость результатов 29,30,31.