Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Создание свиней модели для изучения динамического сохранения и трансплантации целого глаза

619 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69179

⸱

25 ноября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children's Boston, 3Plastic Surgery Research Laboratory, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Hospices Civils de Lyon, 5Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, CHU de Rennes, University of Rennes, 6Faculty of Medicine and Health Sciences, University of Antwerp, 7Bioengineering Research Group, Cardiff Metropolitan University, 8Collaboration for the Advancement of Sustainable Medical Innovation, University College London, 9Division of Plastic Surgery Research, Vascularized Composite Allotransplantation Program Development, Cedars-Sinai Hospital

В этой статье

Краткое содержание

Описана детальная и воспроизводимая модель трансплантации целого глаза свиней (WET) — от хирургического забора до начала машинной перфузии, позволяющая изучать динамическое сохранение WET при трансплантации.

Аннотация

Первая трансплантация целого глаза человека (WET) дала новую надежду пациентам, потерявшим зрение из-за серьёзной офтальмологической травмы, но до того, как восстановление зрения с помощью WET станет возможным, предстоит решить значительные проблемы. Среди них одной из самых важных задач является сохранение ex vivo (ex vivo сохранение). Глазное яблоко, особенно его нейронные компоненты, такие как сетчатка и зрительный нерв, подвергается быстрой и необратимой дегенерации в течение нескольких минут, если не обеспечить надлежащее сохранение. Статическое холодное хранение (СКС) остаётся золотым стандартом в васкуляризированной композитной аллотрансплантации (VCA), но не подходит для сохранения экс виво ВЭТ из-за неспособности адекватно подавлять или поддерживать метаболизм, что приводит к потере жизнеспособности и функции трансплантата. Субнормотермическая машинная перфузия (SNMP) стала перспективной альтернативой SCS, предоставляя потенциал не только для сохранения трансплантатов, но и для их восстановления. Наша группа успешно перенесла SNMP из трансплантации твердых органов на несколько моделей VCA, продемонстрировав его осуществимость и преимущества. В этом документе мы сообщаем о применении SNMP для сохранения WET у свиней, подробно описывая анатомическую модель и протокол сохранения. Этот подход представляет собой значительный шаг вперёд в оптимизации методов сохранения и трансплантации WET.

Введение

Васкуляризированные композитные аллотрансплантации (VCA) представляют собой значительный прогресс в реконструктивной хирургии, предлагая беспрецедентные эстетические и функциональные результаты для пациентов со сложнымипоражениями 1,2. Однако потеря зрения, связанная с глазными яблоками, остаётся основным источником ухудшения при травмах лица. Недавняя первая целая трансплантация глаза (WET) вселяла новую надежду упациентов 3,4. Хотя зрение не было восстановлено, функциональная визуализация показала активацию коры в ответ на световую стимуляцию, а электроретинография (ЭРГ) показала притуплённый, но узнаваемый ответ фоторецепторов насвет 5. Несмотря на выдающиеся технические достижения, остаются значительные задачи, которые предстоит решить, чтобы сделать функциональную WET клинической реальностью. Глазное яблоко очень чувствительно к ишемии, а сетчатка и зрительный нерв подвергаются необратимой дегенерации в течение нескольких минут после тёплой ишемии (WIT), если не поддерживать надлежащее содержание кислорода иpH 6. Таким образом, WET создает специфические вызовы в области VCA, и необходимо учитывать множество факторов, включая как задний, так и передний сегменты, а также внешние компоненты. В частности, мышечная система имеет решающее значение для успешных функциональных результатов, так как она очень подвержена теплым ишемическим травмам, которые усугубляются ишемией-реперфузией 7,8. Дефицит кислорода приводит к повреждению клеток и высвобождению молекулярных паттернов, связанных с повреждением (DAMP). После реперфузии эти DAMPs активируют иммунную систему реципиента, вызывая воспаление и инфильтрацию иммунных клеток. Эта воспалительная среда ускоряет отторжение, способствуя презентации антигена и активацииТ-клеток 9. Помимо преодоления таких трудностей, как реинтеграция зрительного нерва, WET потребует оптимизированных методов экс виво перфузии для предотвращения повреждений, вызванных WIT или статическим холодным хранением (SCS), и в конечном итоге для восстановлениязрения 5,7,9,10,11.

Машинная перфузия (МП) хорошо зарекомендована в трансплантации твердых органов как метод предотвращения ишемии-реперфузионногоповреждения 12,13,14, при этом субнормотермическая машинная перфузия (СНМП) демонстрирует лучшие результаты по сравнению с СКС в различных моделях 15,16,17. Мы успешно интерпретировали SNMP на животных моделях отгрызунов 18, 19 досвиней 20, 21, 22 и, недавно, нечеловеческихприматов 23. SNMP не только доказала свою эффективность в сохранении трансплантатов на длительное время, но и продемонстрировала потенциал в восстановлении трансплантата и смягчении теплых ишемических повреждений, обеспечивая безопасную реплантизацию до 24 часов после забора 24,25. Благодаря способности частично поддерживать метаболизм клеток, SNMP также открывает новые возможности, превращая фазу сохранения в диагностический, терапевтический и предварительная платформу, которую можно интегрировать в протоколы реплантации и трансплантации в VCA. Мы разработали оптимизированный протокол SNMP, специально адаптированный для VCA, и применили его к этой сложной ситуации трансплантации глаз.

В данном исследовании SNMP используется для сохранения насыщенных кислородом динамических органов при температуре окружающей среды (примерно 20 °C). Эта техника использует перистальтический насос и оксигенатор для циркуляции и насыщения перфусата кислородом. Используется модель свиньи, которая крайне актуальна для исследований трансплантации и сохранения ВЭТ благодаря физиологическому сходству с человеком, сопоставимому размеру сосудов и уникальному отсутствию латеральной стенкиорбиты 26,27,28. Эта особенность делает его особенно подходящим для экс-виво экспериментов и аллотрансплантационных исследований, поскольку наружная сонная артерия и офтальмологическая артерия напрямую связаны, что позволяет получать ВЭТ исключительно через внешнюю сонную артерию и яремные вены без необходимости внутричерепной диссекции для экс виво экспериментов и in vivo Ортотопическая или гетеротопическая реплантация. Забор проводится после смерти кровообращения, что соответствует донорству после протоколов при смерти сердца и позволяет отсрочить получение до извлечения других твердых органов. Эта модель, таким образом, дополнительно исследует потенциал SNMP в восстановлении высокочувствительных трансплантатов после тёплой ишемии и поддерживает развитие методов сохранения ВЭТ в уже устоявшихся лабораториях трансплантации, которые уже сосредоточены на других органах, придерживаясь принципов «3-R» доработки, восстановления изамены 29,30. Кроме того, он остаётся актуальным для захватывающих закупок, следующих аналогичным этапам. Цель — создать надёжную модель сохранения на основе наружных цветков сонной и яремной вены и оценить её возможность динамического сохранения. Представлены подробные процедурные шаги, охватывающие закупку, сохранение и ключевые аспекты реализации SNMP.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Институциональное одобрение для этого исследования было получено местным Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (протокол #2024N000205). Все работы на животных следовали руководящим принципам Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments 31 и соответствовали рекомендациям Управления по уходу и использованию животных армии США (ACURO)32. Все WET закупались у свиней, проходящих процедуры закупки терминальных органов, согласно принципам «3-R» 33. Животные весом от 30 до 50 кг были эвтаназии путём экскрови после получения 100 МЕ/кг гепарина, а для экспериментов использовались левые ВЭТ-трансплантаты. Правые WET служили в роли управления. Забор органов произошёл после смерти менее 180 минут тёплой ишемии. См. таблицу материалов для получения информации обо всех реагентах и оборудовании, используемых в протоколе.

ПРИМЕЧАНИЕ: Данные фиксировались в таблице (например, Excel), а статистический анализ проводился с использованием соответствующего статистического программного обеспечения (например, GraphPad Prism). Альфа-риск был установлен на уровне 5% и был двухвостым. Для каждой контролируемой переменной определялись средние и стандартные ошибки среднего. Тест Спирмана использовался для изучения корреляций между параметрами перфузии.

1. Машинная перфузионная подготовка (за 1 день до эксперимента)

  1. Настройте систему перфузиимашины 34 (см. рисунок 1).
    1. Соберите компоненты системы перфузии: насос, оксигенатор, ловушку пузырьков, датчик непрерывного давления и датчик веса.
      ПРИМЕЧАНИЕ: длина трубок должна быть минимально необходима для сборки всех компонентов установки. После сборки имейте в виду, что калибровка давления зависит от системы, особенно для длины трубок.
    2. Соедините систему в полузакрытый рециркуляционный контур, чтобы перекачивать перфузат из резервуара в оксигенатор, затем в приток трансплантата (сонная артерия). Венозный отток возвращается обратно в резервуар (дополнительный рисунок 1 и дополнительное видео 1).
    3. Подключите датчик давления к входной трубе.
    4. Поместите трансплантат на трёхмерную (3D)-печатную платформу, расположенную на электронных шкалах.
    5. Подключите и весы, и датчик давления к микроконтроллеру.
    6. Подключите микроконтроллер к компьютеру оператора для мониторинга в реальном времени и непрерывной записи данных.
    7. Подготовьте тепловизорную камеру для мониторинга температуры.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мониторинг веса, как заместитель образования отёков, имеет решающее значение, поскольку служит ранним признаком повреждения трансплантата во времяперфузии 35.
  2. Тщательно очистите компоненты цепи перед началом перфузии и обратите особое внимание на оксигенатор, особенно если он использовался несколько раз.
    1. Начните с промывки всех трубок отдельно 70% этанолом, затем стерильной деионизированной водой.
    2. Собрать систему и циркулировать 2 л стерильной деионизированной воды для промывки оксигенатора со скоростью потока 50-100 мл/мин, если он уже использовался.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для исследований реплантации живых животных используйте новый стерильный оксигенатор и стерилизуйте все остальные компоненты перфузии оксидом этилена (ETO)
  3. Приготовьте раствор перфузата. Для субнормотермической машинной перфузии используйте оптимизированное для VCA решение Steen+ 24,34,36. Всего используйте 1,5 л на трансплантат, согласно подробному составу, ранеесообщенному 34.
  4. Добавьте раствор гидроксида натрия в перфузат для достижения pH 7,5-7,6. Установьте это начальное значение намеренно высоко, так как pH снижается во время циркуляции при растворении углеводной смеси (95% кислорода, 5% углекислого газа).
  5. Откалибруйте датчики веса и давления для обеспечения точных измерений.
    1. Проверьте весы с учётом веса платформы.
    2. Для точного измерения сосудистого давления калибруйте систему по катетерному манометру и используемой скорости расхода: измерьте давление в системе для каждого размера катетера, который может использоваться с регулярными интервалами расхода (каждые 0,5 мл с приростом от 0 до 20 мл/мин).
    3. Во время экспериментов, чтобы рассчитать артериальное давление, вычтите калибровочное давление от общего измеряемого давления. В качестве примера приведена калибровочная таблица, использованная в этих экспериментах (дополнительный рисунок 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Калибровка зависит от каждой системы. Повторите калибровку после любой замены трубки, оксигенатора или перфусата, так как эти изменения могут изменить давление в системе.

2. Посмертная закупка WET

ПРИМЕЧАНИЕ: Для имитации донорства после сердечной смерти и/или посмертного отбора животное следует усыпить в соответствии с местными рекомендациями IACUC. Предпочитаю эксагвинацию внутривенной инъекции пентобарбитала, чтобы избежать токсичности лекарств, которая может помешать исследованию.

  1. Держите усыпленное животное в положении лежа. Побрийте и почистите область головы и шеи, а также положите стерильные шторы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анатомическая модель представлена на рисунке 2, а пошаговое руководство по вскрытию приведено в дополнительном файле 1.
  2. Нарисуйте кожные отметины на лоскуте.
    1. Убедитесь, что маркировки состоят из линии вокруг глазницы, в 2 см от орбитального края, и разреза, уходящего на 1 см ниже латерального кантуса в сторону шеи.
    2. Проводите разрез скальпелем No23 через кожу и подкожную ткань до кости в верхней и нижней частях глазницы, включая надственность. В передней и задней частях лоскута убедитесь, что разрез достигает фасциальной плоскости.
  3. Начните вскрытие с передней стороны орбиты с помощью ножниц Стивенса и щипцов Адсона.
    1. Поднимите содержимое орбиты в субпериостальной плоскости к стенкам орбиты с помощью периостального лифта.
    2. Определите и разделите структуры вблизи стенки орбиты с помощью скальпеля с лезвием No15, включая косые мышечные вставки и орбитальное венозное сплетение, которое выходит из орбиты и соединяется с лобной веной.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Лобная вена стекает в лицевой вену, которую можно пожертвовать для экономии времени, при условии сохранения анастомотической ветви с офтальмологической веной.
  4. Продолжайте вскрытие на задней стороне орбиты. С помощью скальпеля резецируйте мышцу масетера в месте скулового вставления, затем восходящую ветвь нижней челюсти с помощью костного резака Листона. Ручное разчленение мыщелка, поворачивая фрагмент нижней челюсти наружу.
  5. Разделите орбитальную связку, простирающуюся от скулового отростка к лобной кости, чтобы получить доступ к орбитальной части височной мышцы. Резецировать височную мышцу.
  6. С помощью периостального лифта создайте субпериостальный туннель под скуловой дугой к переднему орбитальному краю. Используйте поршневую пилу, чтобы разрезать кость. Определите офтальмологическую артерию, расположенную в инферолатеральной части глазничного конуса под височной мышцей.
  7. Резецировать скуловую дугу и передне-нижние орбитальные стенки с помощью ронжера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти ступени обеспечивают доступ к полулатеральной части глазничного колбасника и его сосудистой педикулы.
  8. Идентифицируйте и вскрытие тонкими ножницами Стивенса и микрохирургическими щипцами обеих ветвей офтальмологической артерии, когда они входят в орбитальное содержимое.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Большинство сосудов (наружная сонная артерия и поверхностная яремная вена) расположены ниже нижней челюсти, за исключением лицевой вены, которая поверхностно по отношению к нижней челюсти.
  9. После выделения желаемой длины наружной сонной артерии и яремной вены завершите рассечение, разрезая зрительный нерв, окуломоторные нервы и сосудистую педикулу с помощью скальпеля.

3. Подготовка к перфузии

  1. На тумбочке расширите сонную артерию с помощью микрохирургического дилататора и введите ангиокатетер. Закрепите каннуляцию шёлковыми завязками 3-0.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе для всех артерий использовался ангиокатетер 18-G. Если артериальный педикул короткий, необходимо осторожно не вводить катетер слишком далеко, чтобы избежать селективного кануляции только одной из двух глазных ветвей. Яремная вена не требует кануляции, если не используется система замкнутого контура перфузии, чего не было в данном протоколе.
  2. Для промывания сонной артерии используйте шприц объемом 10 мл с датчиком давления, идентичным тому, что используется для перфузионной системы. Используйте 10 мл гепарина (100 МЕ единиц/мл), чтобы промыть сосуды, чтобы отток был чистым. Держитесь ниже 35 ± 5 мм рт.ст., так как высокое давление может привести к микрососудистым повреждениям и неудачи перфузии.

4. Субнормотермическая перфузия машины

  1. Подключите канюлированную артерию трансплантата к входящей трубке машинной перфузии и введите трансплантат в вес.
  2. Запускайте насос, настроенный на 2-4 мл/мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Скорость перфузионного потока и давления зависят от используемого протокола. Для VCA используется стабильный и низкопотоковый режим для предотвращения повреждения капилляров и образования отёков.
  3. Оценивать параметры жизнеспособности в каждом заранее определённом времени как в притоке, так и в оттоке с помощью шприца объёмом 1 мл и анализировать образцы с помощью газогазового аппарата крови (например, метрики газов крови [pH, pCO2,pO2, лактаты, избыток оснований, бикарбонат], глюкоза, натрий, калий, кальций, хлорид). Это позволяет вычислить метаболическое состояние трансплантата согласно уравнениям, приведённым в таблице 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе перфузия длится 18 часов, а образцы из притока и выхода берутся каждый час в первые 6 часов, а затем каждые 3 часа в оставшиеся 12 часов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Предварительный тест на осуществимость был проведён в течение 6-часового периода SNMP, затем 2 часа нормотермической машинной перфузии (NMP) с цельной кровью для оценки правильной реперфузии всего трансплантата и имитации реплантации. Во время фазы SNMP наблюдался постоянный отток, а последующий реперфузионный анализ цельной крови показал успешное переокрашивание всего трансплантата. Параметры перфузии дополнительно подтвердили целесообразность метода (дополнительный рисунок 3

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Более чем через два десятилетия после первых клинических случаев VCA продолжает сталкиваться с серьёзными проблемами иммунологического и ex vivo сохранения, что ограничивает её широкоераспространение 37. Эти трудности особенно выражены в случае WET, который предлагает перспективы восстановления зрения, но представляет уникальные препятствия, такие как успешное восстановление зрительного нерва, сохранение функциональности переднего и заднего сегментов, а т...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Некоторые авторы заявляют о конкурирующих интересах. Доктора Уйгун, Леллуш и Цетруло имеют патентные заявки, относящиеся к этому исследованию. Доктора Коркут Уйгун и Басак Уйгун имеют финансовый интерес и входят в Научный консультативный совет компании Sylvatica Biotech Inc., специализирующейся на разработке технологий сохранения органов с высоким минусовым уровнем. Конкурирующие интересы следователей MGH управляются MGB в соответствии с их политикой по конфликту интересов. Все остальные авторы не заявляют о конфликте интересов.

Благодарности

Эта работа была частично профинансирована Национальными институтами здоровья по грантам No R01AR082825 (BEU), R01EB028782 (KU), DoD RTRP RT240044 (KU, AGL, CLC), Shriners Children's 84308 (YB) и суб-гранту ARPA-H FY25.1065.001 (CLC), а также Национальным научным фондом по гранту No EEC 1941543 (KU). HO и YB получили финансирование от Fondation des Gueules Cassées. Высоко ценится поддержка Société Française de Chirurgie Plastique, Reconstructrice et Esthétique (SOFCPRE, Франция) для HO и YB.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Щипцы АдсонаТонкие научные инструменты11019-12Хирургический инструмент
Система оксигенации Аффинити ПиксиMedtronicBBP241Оксигенатор
Ангиокат (24 G)Бектон Дикинсон381112Канетер кануляции
Сывороточный альбумин БовинаСигма-ОлдричA9647Компонент перфузии
Хлорид кальция дигидратСигма-Олдрич223506Компонент перфузии
Углекислый кислородAirgasUN3156Смесь углекислого газа и кислорода  gas 
Катетер 24 GДатшер921048Кануляция артерий
D-(+)-Моногидрат глюкозыСигма-Олдрич49159Компонент перфузии
ДексаметазонСигма-ОлдричD2915Компонент перфузии
ДекстранThermo scientific406271000Компонент перфузии
Дилататорные щипцыAROSurgical11.946.1102Хирургический инструмент
Excel MicrosoftТаблица
Инъекция гепарина натрияEugia Pharma63739-953-25Компонент перфузии
Гумулин Обычный инсулин для человекаЛилли0002-8215-01Компонент перфузии
Сукцинат гидрокортизона натрияPfizer0009-0011-03Компонент перфузии
ЛигаклипEthiconMCS20Хирургические сосудистые клипсы
Костяный резач ЛистонаТонкие научные инструменты16104-19Хирургический инструмент
Гексагидрат хлорида магнияСигма-ОлдричM9272Компонент перфузии
MasterFlex L/SКоул-Пармер77200-32Роликовый насос
Микрохирургические щипцыТонкие научные инструменты11253-20Хирургический инструмент
Периостальный лифтAROSurgical46.415.18Хирургический инструмент
Полиэтиленгликоль 35000Сигма-Олдрич25322-68-3Компонент перфузии
Хлорид калияСигма-Олдрич7447-40-7Компонент перфузии
Портативный датчик давления, PM-P-1Инструментация живых системPM-P-1Датчик давления
Prism GraphPadv. 10.1.1Программное обеспечение для статистического анализа
Radnoti  Камера соблюдения пузырьковых ловушекРадноти130149Ловушка с пузырьками
RAPIDPoint 500Siemens500Система газообразования крови
Повторная пилаStryker5100-37Хирургический инструмент
РонжёрТонкие научные инструменты16002-18Хирургический инструмент
Лезвие скальпеля (n15)Тонкие научные инструменты10015-00Хирургический инструмент
Лезвие скальпеля (n23)Тонкие научные инструменты10023-00Хирургический инструмент
Шёлковый шов 3-0EthiconP683HШвы
Бикарбонат натрияСигма-ОлдричS5761Компонент перфузии
Хлорид натрияСигма-ОлдричS9888Компонент перфузии
Гидроксид натрияСигма-Олдрич72068Компонент перфузии
Натрийфосфат монобазик дигидрата Сигма-Олдрич71505Компонент перфузии
Ножницы СтивенсаAROSurgical07.367.13Хирургический инструмент
Шприц 1 млBD309659Закупка образцов
Шприц 10 млДатшер300912Промывка трансплантата
Тепловизорная камераFlir Onehttps://www.flir.fr/products/flir-one-gen-3/?vertical=condition+monitoring&segment=solutionsМониторинг температуры перфузии
Трубки (n° 16)Masterflex13-310-282Установка аппаратной перфузии
Гидрохлорид ванкомицинаSlate P Pharmaceuticals70436-021-82Компонент перфузии

Ссылки

  1. Lellouch, A. G., Lantieri, L. A second chance at life. Camb Q Healthc Ethics. 28 (3), 463-467 (2019).
  2. Tchiloemba, B., et al. Long-term outcomes after facial allotransplantation: Systematic review of the literature. Transplantation. 105 (8), 1869-1880 (2021).
  3. Nowogrodzki, J. World's first whole-eye transplant: The innovations that made it possible. Nature. 633 (8030), 500-501 (2024).
  4. Lico, M., et al. Swallowing function after pioneering partial face and whole eye transplant: Clinical insights. Am J Speech Lang Pathol. 34 (4), 1921-1930 (2025).
  5. Ceradini, D. J., et al. Combined whole eye and face transplant: Microsurgical strategy and 1-year clinical course. JAMA. 332 (18), 1551-1558 (2024).
  6. Abbas, F., et al. Revival of light signalling in the postmortem mouse and human retina. Nature. 606 (7913), 351-357 (2022).
  7. Paradis, S., et al. Chronology of mitochondrial and cellular events during skeletal muscle ischemia-reperfusion. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C968-C982 (2016).
  8. Kruit, A. S., et al. Ex-vivo perfusion as a successful strategy for reduction of ischemia-reperfusion injury in prolonged muscle flap preservation: A gene expression. Gene. 701, 89-97 (2019).
  9. He, J., Khan, U. Z., Qing, L., Wu, P., Tang, J. Improving the ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation: Clinical experience and experimental implications. Front Immunol. 13, 998952(2022).
  10. Dickey, R. M., et al. Composite tissue preservation. Ann Plast Surg. 84 (6), 711-716 (2020).
  11. Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
  12. Markmann, J. F., et al. Impact of portable normothermic blood-based machine perfusion on outcomes of liver transplant. JAMA Surg. 157 (3), 189(2022).
  13. Van Rijn, R., et al. Hypothermic machine perfusion in liver transplantation: A randomized trial. N Engl J Med. 384 (15), 1391-1401 (2021).
  14. Pitchaimuthu, M., Crochet, C., Battula, N. R., Faria, I., Martins, P. N. Machine perfusion organ preservation: Highlights from the American Transplant Congress 2024. Artif Organs. 49 (2), 326-331 (2025).
  15. Berendsen, T. A., et al. A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation. Transplant Res. 1 (1), 6(2012).
  16. Karangwa, S. A., et al. Machine perfusion of donor livers for transplantation: A proposal for standardized nomenclature and reporting guidelines. Am J Transplant. 16 (10), 2932-2942 (2016).
  17. Agius, T., et al. Subnormothermic ex vivo porcine kidney perfusion improves energy metabolism: Analysis using 31P magnetic resonance spectroscopic imaging. Transplant Direct. 8 (10), e1354(2022).
  18. Goutard, M., et al. Exceeding the limits of static cold storage in limb transplantation using subnormothermic machine perfusion. J Reconstr Microsurg. 39 (5), 350-360 (2023).
  19. Burlage, L. C., et al. Optimization of ex vivo machine perfusion and transplantation of vascularized composite allografts. J Surg Res. 270, 151-161 (2022).
  20. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioeng (Basel). 10 (12), 1415(2023).
  21. Berkane, Y., et al. Continuous oxygen monitoring to enhance ex-vivo organ machine perfusion and reconstructive surgery. Biosens Bioelectron. 262, 116549(2024).
  22. Tawa, P., et al. Continuous versus pulsatile flow in 24-hour vascularized composite allograft machine perfusion in swine: A pilot study. J Surg Res. 283, 1145-1153 (2023).
  23. Oubari, H., et al. Development of a 24-h preservation protocol of forearm vascularized composite allotransplants in nonhuman primates using subnormothermic machine perfusion. Transplant Direct. 11 (9), e1849(2025).
  24. Goutard, M., et al. Machine perfusion enables 24-h preservation of vascularized composite allografts in a swine model of allotransplantation. Transpl Int. 37, e100(2024).
  25. Charlès, L., et al. Effect of subnormothermic machine perfusion on the preservation of vascularized composite allografts after prolonged warm ischemia. Transplantation. 108 (11), 2222-2232 (2024).
  26. Kyllar, M., et al. A porcine model: Surgical anatomy of the orbit for maxillofacial surgery. Lab Anim. 50 (2), 125-136 (2016).
  27. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Exp Eye Res. 181, 171-177 (2019).
  28. Bravo, M. G., Granoff, M. D., Johnson, A. R., Lee, B. T. Development of a new large-animal model for composite face and whole-eye transplantation: A novel application for anatomical mapping using indocyanine green and liquid latex. Plast Reconstr Surg. 145 (1), 67e-75e (2020).
  29. Dickens, B. M. Legal and ethical issues of uterus transplantation. Int J Gynaecol Obstet. 133 (1), 125-128 (2016).
  30. Díaz, L., et al. Ethical considerations in animal research: The principle of 3Rs. Rev Invest Clin. 73 (4), 199-209 (2021).
  31. ARRIVE guidelines. , https://arriveguidelines.org (2024).
  32. MRDC research protections. , https://mrdc.health.mil/index.cfm/collaborate/research_protections/acuro (2024).
  33. NCBI PMC. , https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6826930 (2024).
  34. Cabanel, L., et al. Establishing a swine model to study uterus dynamic preservation and transplantation. J Vis Exp. (214), e67357(2024).
  35. Meyers, A., et al. Weight gain is an early indicator of injury in ex vivo normothermic limb perfusion (EVNLP). Artif Organs. 47 (2), 290-301 (2023).
  36. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioeng (Basel). 10 (12), 1415(2023).
  37. Berkane, Y., et al. Avancées et perspectives en préservation d'allotransplantations de tissus composites. Bull Acad Natl Med. 208 (9), 1299-1308 (2024).
  38. Brouwers, K., et al. 24-hour perfusion of porcine myocutaneous flaps mitigates reperfusion injury: A 7-day follow-up study. Plast Reconstr Surg Glob Open. 10 (2), e4123(2022).
  39. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  40. Agarwal, A., et al. Clinicopathological analysis of uterine allografts including proposed scoring of ischemia reperfusion injury and T-cell-mediated rejection: Dallas uterus transplant study. Transplantation. 106 (1), 167-177 (2022).
  41. Ponticelli, C. Ischaemia-reperfusion injury: A major protagonist in kidney transplantation. Nephrol Dial Transplant. 29 (6), 1134-1140 (2014).
  42. Berkane, Y., et al. VCA supercooling in a swine partial hindlimb model. Sci Rep. 14 (1), 12618(2024).
  43. Filz von Reiterdank, I., et al. Subzero non-freezing of vascularized composite allografts in a rodent partial hindlimb model. Cryobiology. 116, 104950(2024).
  44. Berkane, Y., et al. Supercooling: A promising technique for prolonged preservation in solid organ transplantation, and early perspectives in vascularized composite allografts. Front Transplant. 2, 1269706(2023).
  45. De Vries, R. J., et al. Subzero non-frozen preservation of human livers in the supercooled state. Nat Protoc. 15 (6), 2024-2040 (2020).
  46. De Vries, R. J., et al. Supercooling extends preservation time of human livers. Nat Biotechnol. 37 (10), 1131-1136 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

ex vivo
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.