Тридцать самцов мышей C57BL/6J возрастом 7–8 недель и весом 18–22 г (см. таблицу материалов) были размещены в центре с SPF в Центре оценки новых лекарственных средств Фармацевтического исследовательского института Хэбэй Илин. Температура окружающей среды поддерживалась на уровне 20-26 °C при относительной влажности 40%-70% при цикле 12/12 часов свет/тьма. Мыши имели ad libitum доступ к стандартной лабораторной еде для грызунов и чистой воде. После 1-недельного периода акклиматизации мыши были случайным образом распределены на три группы (n = 10): нормальную контрольную группу (Con), модель хронической гипоксии (CH) и группу лечения хронической гипоксией плюс электроакупунктурой (CH+EA). Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по этике исследований животных Фармацевтического исследовательского института Хэбэй Илин (номер одобрения: TTN-2025001) и проводились строго в соответствии с руководящими принципами по уходу и использованию лабораторных животных.
Установление модели хронической гипоксии у мышей (рисунок 1)
Модель мыши с хронической гипоксией была создана на основе ранее описанного метода смодификациями 17. Для создания и поддержания гипоксической среды использовалась автоматизированная система управления и подачи газа. Эта система была запрограммирована для точной регулировки электромагнитных клапанов, смешивающих чистый кислород и азот в определённом соотношении и доставляя смесь в специально изготовленную камеру гипоксии из нержавеющей стали. Такая установка позволяла точно контролировать как время, так и концентрацию подачи газа. Концентрация кислорода внутри камеры постоянно контролировалась с помощью цифрового анализатора кислорода и поддерживалась на уровне 10,0% ± 0,5% с помощью механизма обратной связи, который соответственно регулировал расход газа. Мыши в группах CH и CH+EA содержались в камере гипоксии и подвергались гипоксическим условиям по 8 часов в день (с 9:00 до 17:00), после чего их возвращали в нормоксические условия на оставшуюся часть дня. Этот протокол повторялся ежедневно в течение 12 недель. Во время гипоксического воздействия животные имели ad libitum доступ к еде и воде. Особое внимание уделялось при первоначальной инфузии азота для снижения концентрации кислорода; Этот процесс проводился постепенно, чтобы предотвратить острую гибель животных, вызванную быстрым снижением уровня кислорода. Мыши группы Con содержались в нормоксических условиях в соседней камере, при этом все остальные условия содержания были идентичны условиям экспериментальных групп.
Анестезия (рисунок 2)
Для обеспечения стабильности животных во время электроакупунктуры и минимизации помех физиологического стресса на результаты, в этом исследовании для анестезии использовался ингаляционный изофлуран17. Анестезия вводилась всем мышам в экспериментальных группах во время процедур для обеспечения стабильных рабочих условий. Перед анестезией были подготовлены аппарат для анестезии мелких животных (см. Таблицу материалов) и термостатически контролируемая грелка с температурой 37 °C, чтобы предотвратить гипотермию у животных во время процедуры. Индукция анестезией проводилась в герметичной индукционной камере с использованием изофлурана 2%–2,5% (см. таблицу материалов) примерно 1 минуту. После потери спонтанной подвижности и значительного снижения мышечного тонуса каждую мышь переносили на грелку. Специально разработанная миниатюрная маска была аккуратно надета на морду для поддержания анестезии с изофлураном 0,5%-1,2%. Эффективная глубина анестезии определялась отсутствием рефлекса моргания и значимым отменным рефлексом в ответ на подошвенную стимуляцию. Этот протокол анестезии поддерживал стабильное анестезиальное состояние мышей более 30 минут, что было достаточно для завершения всех последующих процедур.
Лечение электроакупунктурой
Электроакупунктурное вмешательство началось для группы мышей CH+EA на 11-й неделе воздействия хронической гипоксии. Выбранные акупунктурные точки были Байхуэй (GV20) и Шэнтин (GV24) на голове, а также двусторонний Зусанли (ST36). GV20 расположен на средней линии черепной вершины, примерно в середине между двумя ушнымивершинами 18. GV24 расположен на средней линии лба, примерно на 1–2 мм выше середины линии, соединяющей внутреннюю кантиюглаз 19. ST36 находится на задней конечности, нижней и латеральной к коленному суставу, в углублении примерно в 2 мм ниже нижнего края головки малоберцовойкости 20,21. После того как мыши достигли стабильного анестезиозного состояния, оператор держал в правой руке одноразовую стерильную иглу из нержавеющей стали (спецификация: 0,18 × 7 мм; см. Таблицу материалов). Для акупунктурных точек головы (GV24 и GV20) кожу головы аккуратно поднимали левой рукой, а игла вводилась подкожно под углом 15-30°, продвигаясь назад до глубины около 2 мм. Для точки ST36 на нижней конечности игла вводилась перпендикулярно на глубину примерно 3–4 мм. Выходные электроды электроакупунктурного устройства (см. таблицу материалов) затем соединялись с рукоятками иглы: один набор проводов соединял GV20 и левый ST36, а другой — GV24 и правый ST36. Одновременная электроакупунктурная стимуляция применялась через два проводных комплекта. Параметры EA были установлены следующим образом: непрерывная волна, частота 2Гц 22,23. Текущая интенсивность постепенно увеличивалась с 0,1 мА, пока не наблюдалось небольшое ритмичное подёргивание местной конечности (обычно поддерживаемое около 2 мА). Электроакупунктура проводилась один раз в день по 30 минут, непрерывно в течение 6 дней с 1 днем отдыха, всего 2 недели. В то же время мыши из групп Con и CH проходили анестезию и ограничение одинаковой продолжительности и условий, но без введения иглы или активации электроакупунктурного устройства.
Тест на открытом поле
Открытый полевой тест (OFT) был проведён для оценки спонтанной локомоторной активности, исследовательского поведения и тревожных реакций мышей в новойсреде 24. Аппарат OFT представлял собой белую кабинку (50 см 50 см 30 см), пол которой фактически был разделён на сетку из 25 квадратов (каждый 10 см 10 см) для поведенческого анализа. Перед формальным тестом все мыши акклиматизировались в тестовой комнате на 1 час, чтобы минимизировать влияние стресса, вызванного изменениями окружающей среды, на поведенческие результаты. Во время испытаний каждую мышь аккуратно помещали в центр аппарата. После 2-минутного периода привычки его поведение официально фиксировалось в течение 10 минут. Вся сессия записывалась с помощью видеосистемы отслеживания (см. таблицу материалов) для автоматического отслеживания траектории движения. Анализируемые параметры включали общее пройденное расстояние, время, проведённое в центральной зоне, скорость в центральной зоне и количество входов в центральную зону. Все мыши начинали исследование с одного и того же центрального места, и каждую мышь тестировали только один раз. Для предотвращения обонятельных помех аппарат тщательно очищался 75% этанолом после тестирования каждой мыши
Водный лабиринт Моррис (MWM)
Тест водного лабиринта Морриса (MWM), стандартный метод оценки функции памяти, использовался главным образом для оценки пространственного обучения и возможностей памяти умышей 25. Аппарат представлял собой круглый бассейн диаметром 120 см и глубиной 30 см, который концептуально был разделён на четыре равных квадранта (I, II, III, IV). Чтобы минимизировать внешние отвлекающие факторы, вокруг бассейна были повешени затемняющие шторы, а на стенах над ним закреплялись чёткие визуальные сигналы, оставаясь неизменными на протяжении всего эксперимента. Бассейн был наполнен водой, поддерживаемой при температуре 22-24 °C, а уровень воды поддерживался примерно на 1 см над поверхностью платформы. В воду добавляли нетоксичный порошок диоксида титана в концентрации 20%, чтобы сделать её непрозрачной, тем самым усиливая контраст между мышью и фоном для более точной видеозаписи. Экспериментальная процедура длилась 6 дней подряд, включая 5-дневную фазу обучения пространственному обнаружению, за которой следовал 1-дневный пространственный пробный эксперимент. Во время тренировочного этапа в квадранте III была размещена круглая платформа диаметром 10 см, которая служила целью. В первый день платформа была размещена немного выше поверхности воды (~1 см), чтобы ознакомить мышей с целью побега. С 2 по 5 день платформа была погружена примерно на 1 см ниже поверхности воды для оценки пространственного обучения. Каждый день каждая мышь последовательно помещалась в воду лицом к стене бассейна из каждого из четырёх квадрантов в заранее определённом порядке. Экспериментатор быстро покинул комнату после того, как положил животное, чтобы не стать непреднамеренным пространственным сигналом. Время, необходимое для поиска скрытой платформы (задержка побега), фиксировалось для каждого испытания. Если мышь не находила платформу в течение 90-х секунд, её аккуратно направляли к платформе и оставляли там 30 секунд для усиления пространственного обучения, а задержка фиксировалась как 90 секунд. Если мышь находила платформу в пределах 90 секунд, ей разрешалось оставаться на ней 10 секунд. После каждой тренировки мышь вытиралась полотенцем и возвращалась в её домашнюю клетку. Начальная последовательность квадранта систематически варьировалась, с межпробным интервалом примерно 20 минут для каждой мыши. Система видеоотслеживания (см. таблицу материалов) автоматически записывала параметры, такие как расстояние плавания, скорость и задержка выхода. На 6-й день было проведено пробное испытание для оценки пространственной памяти. Платформа была удалена из целевого квадранта (квадрант III), и каждая мышь была освобождена из квадранта напротив предыдущей цели (квадрант I) и свободно плавала в течение 90 секунд. Фиксировалось время, проведённое в целевом квадранте (где ранее находилась платформа), количество переходов над точным местом прежней платформы и траектория плавания. Сразу после пробного исследования мышь тщательно высушили и вернули в домашнюю клетку под источником тепла, чтобы предотвратить гипотермию. На протяжении всего эксперимента положения всех визуальных сигналов вокруг лабиринта оставались неизменными, чтобы обеспечить согласованность в экспериментальных условиях.
Эхокардиография
Эхокардиография у мышей — это неинвазивная методика визуализации в реальном времени, критичная для оценки структуры и функции сердца, и широко применяется в исследованиях моделей сердечно-сосудистых заболеваний. Осмотр проводится под общей анестезией с поддержанием анестезии на протяжении всей процедуры по описанному ранее протоколу. Мышь располагается на спине на термостатически контролируемой платформе с температурой 37 °C. После аккуратного закрепления конечностей на грудную и брюшную области равномерно наносится депиляционный крем. Все волосы и остаточный крем тщательно удаляются через 1-2 минуты для обеспечения оптимального качества передачи ультразвука. Для физиологического мониторинга в реальном времени электродные пластыри, соединённые с конечностями через проводящий гель, используются для непрерывного записи электрокардиограммы и частоты дыхания. Для получения стандартных ультразвуковых обзоров положение мыши регулируется так, чтобы её голова была чуть выше хвоста, чтобы длинная ось сердца была параллельна платформе. Особое внимание уделяется избеганию чрезмерного давления на грудную стенку с помощью зонда, так как это может изменить геометрию сердца и снизить точность измерений. На выбритый участок наносится щедрое количество геля УЗИ без пузырьков (толщиной 2–5 мм). Используется высокочастотный линейный зонд (30-50 МГц), при этом ориентировочный маркер зонда постоянно направлен в сторону головы мыши. Зонд изначально располагается параллельно длинной оси тела мыши, а затем поворачивается против часовой стрелки примерно на 30°–45°. Для получения чёткого парастернального обзора левого желудочка по длинной оси выполняются тонкие корректировки. Динамическое получение изображений начинается после того, как на УЗИ чётко видно левой желудочковой камеры, аортального и митрального клапанов, а также горизонтальное выравнивание вершины сердца с выходным трактом аорты. Все изображения получаются опытным оператором с использованием согласованных параметров для обеспечения сопоставимости данных. После осмотра ультразвуковой зонд очищается согласно стандартным процедурам, а остатки геля с тела мыши удаляются. Затем мышь перемещают в тёплую клетку для пристального наблюдения, пока она полностью не восстановится после наркоза и не восстановит нормальную походку.
Подготовка керофиновых сечений
После завершения поведенческих тестов мыши были анестезиированы путём внутрибрюшнической инъекции пентобарбитала натрия (20 мг/кг). Системная фиксация затем достигалась с помощью транскардиальной перфузии с физиологическим раствором, затем 10% параформальдегида (см. Таблицу материалов). После аккуратного извлечения тканей мозга их погружали в 10% параформальдегид на 72 часа фиксации при комнатной температуре. Важно отметить, что поскольку сердечная перфузия изменяет микроструктуру миокарда, образцы сердца, использованные для гистологического анализа в этом исследовании, были получены именно у мышей, не проходивших перфузионную процедуру, в то время как все остальные условия обращения остались идентичными. После завершения фиксации ткани промывали под проточной водой в течение 6 часов. Последующее градиентное обезвоживание проводилось с использованием автоматизированного тканевого процессора (см. Таблицу материалов), с последовательным погружением в 60%, 70% и 90% этанола по 1 час каждый, затем 95% и 100% этанола по 2 часа каждый. Затем обезвоженные образцы очищались в ксилоле на 2 часа и инфильтровались парафином при 60°C в течение 3 часов. В конце тканей ткани помещались в парафин с помощью машины для встраивания, обеспечивая стандартную анатомическую ориентацию. После полного затвердевания встроенных блоков последовательные сечения толщиной 4 мкм вырезали вращающимся микротомом, устанавливали на стеклянные стекли с поли-L-лизином, сушили на воздухе и хранили для последующего окрашивания и анализа.
Окрашивание гематоксилин-эозином
Гистологическое исследование тканей мозга и сердца проводилось с использованием окрашивания гематоксилином и эозином (HE) для оценки гипоксического повреждения и оценки терапевтических эффектов вмешательства электроакупунктуры. Срезы ткани толщиной 4 мкм сначала депарафинизировались в ксилоле I и ксилоле II (по 10 минут каждая), затем регидратированы с помощью серии градуированного этанола (100%, 95% и 80%, по 2 минуты каждая), после чего следовало окончательное промывывание дистиллированной водой. Для окрашивания секции погружались в раствор гематоксилина на 3-8 минут до получения прозрачного ядерного окрашивания, затем промывали под проточной водой для вызвания посинения, а затем контрокрашивались эозином в течение 1-3 минут для достижения нужной розовой окраски в цитоплазме. Наконец, окрашенные участки были обезвожены в абсолютном спирте, очищены ксилолом и закреплены нейтральным бальзамом.
Окрашивание Nissl
Для оценки состояния выживаемости нейронов в области гиппокампа использовалось окрашивание Nissl для наблюдения распределения тел Nissl и клеточной морфологии внутри нейронов. После депарафинизации и регидратации парафиновых срезов мозговой ткани срезы погружались в предварительно разогретый толуидин-синий раствор для окрашивания и инкубировали при 56 °C в инкубаторе постоянной температуры в течение 1 часа. После окрашивания секции аккуратно промывали дистиллированной водой, а затем перемещали в раствор для дифференцировки Nissl на несколько секунд до 2 минут. Процесс дифференцировки тщательно контролировался под микроскопом, пока фон не стал почти бесцветным. Впоследствии дифференцированные срезы быстро обезвоживались через серию абсолютного этанола, очищались в ксилоле и, наконец, крепили нейтральной смолой для постоянного сохранения и наблюдения.
Трихромная окрашивка Массона
Массоновское трихромное окрашивание, классическая техника окрашивания соединительной ткани, использовалось главным образом для различия коллагенных волокон от мышечных волокон в сердечной ткани. После депарафинизации и регидратации сердечных парафиновых секций процедура окрашивания проводилась согласно инструкциям производителя, предоставленным в наборе Masson trichrome для окрашивания (см. таблицу материалов). Протокол окрашивания проводился следующим образом. Изначально секции погружались в свежеприготовленный раствор железного гематоксилина Weigert в течение 4 минут для окрашивания ядер, с мягким перемешиванием для обеспечения равномерного окрашивания. Затем секции промывали под проточной водой, дифференцировали в кислотном спирте 1% в течение 5-10 секунд, а затем обработывали синим раствором в течение 4 минут для получения прозрачного сине-фиолетового ядерного окрашивания. Затем срезы окрашивались раствором фуксина Понсо-кислоты в течение 5 минут, после чего дифференцировали в растворе фосфомолибовой кислоты 0,2% в течение 1 минуты. После короткого промывания в жидком кислотном растворе в течение 1 минуты секции были окрашены раствором 0,2% анилинового синего цвета (pH 6,8) в течение 2 минут, чтобы подчеркнуть волокна коллагена. После завершения этапов окрашивания секции были обезвожены с помощью серии градированного этанола, очищены в ксилоле и наконец закреплены нейтральным бальзамом. Все закреплённые секции были зафиксированы в цифровом виде с помощью полностью автоматизированной системы сканирования слайдов (см. Таблицу материалов) для дальнейшего анализа.
Статистический анализ
Полученные результаты представлены как среднее ± SEM. Данные анализировались с помощью одностороннего ANOVA, за которым следовал пост-хок тест ЛСД или t-тест. Двусторонний ANOVA использовался для анализа данных из OFT и MWM. p < 0,05 считался уровнем значимости. Статистический анализ и диаграммы были созданы программным обеспечением GraphPad Prism 9.0.