Все эксперименты на животных проводились в строгом соответствии с Правилами об управлении лабораторными животными и этическими нормами Центра экспериментальных животных Онкологической больницы Хунань. Протокол исследования был утверждён Комитетом по этике животных онкологической больницы Хунань (номер одобрения: KNZY-202416). На протяжении всего исследования учёные прилагали все усилия, чтобы минимизировать количество используемых животных и облегчить их страдания.
Приготовление животных
Всего было получено 60 10-недельных самцов C57/BL6 от компании Hunan Slack Jingda Laboratory Animal Co., Ltd. (номер лицензии: SCXK [Hu] 2021-0002). Все мыши содержались в Центре экспериментальных животных Онкологической больницы Хунань в контролируемых условиях: температура: 23 ± 2 °C, влажность: 50% ± 10%, и 12-часовой цикл свет/тёмный (8:30–20:30). Мыши имели иммиграционный доступ к еде и воде. До экспериментов их акклиматизировали к окружающей среде через ежедневное обращение по 5 минут в течение трёх дней. После акклиматизации все 60 мышей были стратифицированы по массе тела и случайным образом распределены на шесть групп (n = 10 на группу) с помощью компьютерной таблицы случайных чисел. Группы включали: контрольный бланк, модельный, нормальный физиологический раствор (NS), высокие дозы JPSXD (40 мг/кг), средняя доза JPSXD (30 мг/кг) и низкие дозы JPSXD (20 мг/кг). Процесс рандомизации обеспечил отсутствие значимых различий в средней массе тела между группами (p > 0,05). Последовательность рандомизации была сгенерирована и выполнена исследователями, не участвовавшими в последующих экспериментальных процедурах, чтобы минимизировать смещения.
Подготовка материалов
Безопасность и утилизация отходов: В этом исследовании использовался CTX — высокотоксичный химиотерапевтический агент. Все процедуры проводились строго в соответствии с Правилами по управлению безопасностью опасных химикатов и лабораторными стандартами второго уровня биобезопасности. Особые меры предосторожности включали использование одноразовой защитной одежды, нитриловых перчаток, респираторов N95 и защитных очков всем персоналом. Подготовка и введение CTX проводились внутри биобезопасности класса II. Подготовка раствора для инъекции CTX проводилась в выхлопной вытяжке с использованием специализированных приборов для предотвращения образования аэрозолей. Острые изделия и предметы, заражённые CTX, такие как шприцы и перчатки, выбрасывались в контейнеры, устойчивые к проколам. Другие загрязнённые материалы (например, подстилка, ткани животных) были инактивированы погружением в 10% гипохлорита натрия в течение 24 часов и затем сожжжён сертифицированным поставщиком медицинских отходов. В случае разлива CTX область немедленно покрывалась абсорбирающим хлопком и нейтрализовалась раствором тиосульфата натрия 1%. Инцидент был затем сообщен руководителю по безопасности.
Лекарства и реагенты: инъекция CTX была получена компанией Baxter Oncology GmbH, Германия (серия No: HJ20160467). JPSXD был подготовлен кафедрой традиционной китайской медицины Онкологической больницы Хунань. Он состоял из 15 традиционных трав — женьшень Panax, Astragalus membranaceus, Epimedium brevicornum, Atractylodes macrocephala, Dioscorea opposita, Salvia miltiorrhiza, Rehmannia glutinosa, Cuscuta chinensis, Lycium barbarum, Ligustrum lucidum, Angelica sinensis, жареного солода, оболочки куриного желудка, сушёной мандариновой кожуры и семени Coix — объединённых по классическим коэффициентамсовместимости 20. Напой концентрировали до конечной концентрации 3 кг/л (то есть 3 г/мл). Перед запуском концентрат разбавляли NS для достижения необходимых концентраций для каждой дозовой группы: 4 мг/мл для группы с высокими дозами (40 мг/кг), 3 мг/мл для группы средней дозы (30 мг/кг) и 2 мг/мл для группы с низкой дозой (20 мг/кг)26. Объём гаважа был рассчитан как 0,1 мл на 10 г массы тела, что дало итоговый объём введения 0,2-0,25 мл на мышь (при диапазоне веса 20-25 г)27.
Наборы для ИФС: Использовались коммерчески доступные наборы для ИФА для гранулоцитно-макрофагового колони-стимулирующего фактора (GM-CSF), ЭПО и тромбопоэтина (TPO) у мышей. Образцы сыворотки были разбавлены в буфере PBS 1:5 (pH 7,4) перед тестированием. Стандарты были восстановлены в 100 мкл на скважину.
Вторичное антитело: IgG, конъюгированный с HRP-конъюгированным козлиным антикром, был разведён с содержанием 1:5000 (конечная концентрация: 0,04 мкг/мл) в буфере TBST, содержащем 5% обезжиренного сухого молока и 0,05% Tween-20. Раствор был свежеприготовлен и инкубирован при комнатной температуре в течение 1 часа.
Первичные антитела к западному блоту: использовались GAPDH (кроличий поликлональный), AKT (кроличий поликлональный), JAK2 (кроличий моноклональный) и EGFR (мышиный моноклональный). Все антитела разбавлялись в буфере TBST, содержащем 5% BSA: GAPDH (1:1000), AKT (1:1000), JAK2 (1:800) и EGFR (1:800). Объём инкубации составлял 100 мкл на мембрану.
Фиксация тканей: Раствор 4% параформальдегида (PFA) был получен путём растворения порошка PFA в PBS (pH 7,4). Ткани были фиксированы на 24 часа.
Раствор для окрашивания гематоксилина и эозина (H&E): раствор гематоксилина (0,1% гематоксилин Харриса) и раствор эозина Y (0,5%) были подготовлены согласно стандартным патологоанатомическимпротоколам 28. Продолжительность окрашивания составляла 5 минут для гематоксилина и 3 минуты для эозина.
Иммунофлуоресцентный блокирующий буфер: Для блокировки использовался буфер PBS, содержащий 10% козьей сыворотки и 1% BSA, с инкубацией 30 минут.
Буфер разбавления антител для иммунофлуоресценции: Первичные антитела (CD34+, TPO, EPO, GM-CSF) для иммунофлуоресценции были разведены в буфере PBS с 1% BSA, согласно рекомендованному производителем коэффициенту разбавления (1:200), что дало итоговую концентрацию 2,5 мкг/мл. Инкубационный объём составлял 50 мкл на срез ткани.
Индукция животной модели
60 мышей были случайным образом разделены на шесть групп (n = 10 на группу): контрольная пустота, модельная, высокая доза, средняя доза, низкая и контрольная система NS. За исключением контрольной группы, все мыши получали внутрибрюшинные инъекции CTX (20 мг/кг) 1 раза в день в течение трёх последовательных дней для создания модели миелосупрессии. Все модельные мыши демонстрировали лейкоциты < 1,8 × 109/л, PLT < 85 × 10⁹/л и >55% уменьшение клеток костного мозга через 24 часа после финальной инъекции. Этот протокол соответствует установленным моделям миелосупрессии, индуцируемойCTX, 29,30. После инъекции мышей ежедневно наблюдали за общим состоянием, включая уровень активности, внешний вид шерсти и изменения массы тела. С самого начала моделирования и до конца эксперимента масса тела фиксировалась в одно и то же время каждый день с помощью электронного веса. Скорость изменения массы тела рассчитывалась следующим образом: (окончательный вес / начальный вес) x 100% для оценки общего физиологического состояния и потенциального защитного эффекта JPSXD. После инъекции мышей содержали в индивидуально вентилируемых клетках (IVC), каждая из которых была чочно обозначена как заражённая CTX. Подстилка менялась каждые 2 дня, а вся использованная подстилка утилизировалась в соответствии с описанными выше протоколами по опасным отходам.
Внутрижелудочное введение
Мыши из групп с высокими, средними и низкими дозами получали JPSXD через гаваж в дозах 40 мг/кг, 30 мг/кг и 20 мг/кг соответственно. Контрольная группа физиологического раствора получила равный объём NS. Растворы для гаважа были приготовлены в концентрациях 4 мг/мл, 3 мг/мл и 2 мг/мл соответственно и введены в объёме 0,1 мл на 10 г массы тела. Всех мышей дважды в день в течение 7 дней подряд. Группа физиологического контроля получила 0,2-0,25 мл NS на мышь. Никакой обработки группы пустых и модельных групп не проводились. Отсутствие кашля или борьбы во время подачи указывало на правильную технику применения.
Анализ крови и подготовка сыворотки
Натретий день после инъекции CTX из хвостовой вены было взято 0,2 мл крови для оценки успеха создания модели с помощью измерения количества периферических кровяных клеток с помощью полностью автоматизированного гематологического анализатора. Через 24 часа после окончательного забора JPSXD кровь была взята из орбитального синуса случайно выбранных мышей (n = 10 на группу). Часть крови использовалась для полного анализа анализа крови, а остальная часть — для приготовления сыворотки. Образцы центрифугировали при 3 000 x g в течение 15 минут при 4 °C. Супернатант (прозрачный, бледно-жёлтый верхний слой) был собран в виде сыворотки и алицитирован для хранения при -80 °C для последующих анализов на ИФА и тестирования функции печени и почек. Слой сыворотки был чётко отделён от слоя кровяных клеток, без признаков гемолиза или мутности. Гематологические параметры включали уровни лейкоцитов, эритроцитов, ПЛТ и уровни гемоглобина (Hb).
Оценка функции печени и почек
Полностью автоматизированный биохимический анализатор был использован для измерения маркеров функции печени в сыворотке — аланинаминотрансферазы (ALT) и аспартатаминотрансферазы (AST) — а также маркеров функции почек — азота мочевины в крови (BUN) и креатинина (Cre). Все процедуры следовали стандартному протоколу работы прибора. В частности, 100 мкл сыворотки смешивалось с соответствующими наборами для анализа (ALT, AST, BUN и Cre) и инкубировалось при 37 °C в течение 5 минут. Поглощение измерялось на уровне 340 нм. Каждый образец тестировался в дубликате, и для анализа использовалось среднее значение.
Расчёт индекса органов
Через 24 часа после окончательного введения JPSXD мышей эвтаназии постепенно вдыхались углекислым газом (CO2) (расход: 20% объёма камеры/мин), после чего вторичным методом следовала шейная дислокация31. Сразу после эвтаназии печень, почки, селезёнка и тимус асептически извлекали через вентральный средний разрез. Органы аккуратно отделялись от окружающих соединительных тканей и жира, затем промывались ледяным физиологическим раствором (NS) для удаления остаточной крови. Органы промокались досуха предварительно взвешенной фильтрующей бумагой под стандартизированным давлением (3 мягких пресса) и взвешивались немедленно на калиброванном электронном весах (точность: ±0,1 мг) при комнатной температуре (22 ± 1°C).
Все процедуры проводились на предварительно охлаждённом лотке из нержавеющей стали для минимизации аутолиза. Индекс органа рассчитывался как масса органа (мг) на массу тела (г) для оценки влияния JPSXD на основные органы. Части каждой ткани были зарезервированы для анализа западного блота, а остальные образцы фиксировались в 4% PFA для последующего гистологического обследования.
ЭЛИЗА
Концентрации в сыворотке TPO, EPO и GM-CSF измерялись с помощью наборов ELISA согласно инструкциям производителя. Все этапы центрифуга, включая промывку образца и восстановление реагента, проводились при комнатной температуре при 1000 x г в течение 5 минут. Этапы промывки проводились с использованием буфера PBST (PBS содержит 0,05% Tween-20), с добавлением 300 мкл раствора для промывки в одну скважину и повторением три раза. После промывки на дне колодцев не осталось остаточных жидкостей. После развития цвета появился отчетливый синий осадок. Поглощение измерялось на 450 нм с помощью считывателя микропластин после завершения реакции.
Окрашивание H&E
После эвтаназии были собраны тимус и бедренная кости. Тимус взвешивали для расчёта индекса тимуса (масса тимуса [mg]/масса тела [g]). После взвешивания часть тимуса использовалась для анализа западного блота, а остальная часть вместе с бедренной кости фиксировалась в 4% PFA. Образцы бедренной кости подверглись градуированному обезвоживанию этанола (70%, 80%, 95% и 100%, каждый в течение 1 часа). Правильное обезвоживание отмечалось равномерно белым видом, без смягчения или деформации. Блоки тканей, вложенные в парафин, были разрезаны толщиной 4 мкм с помощью вращающегося микротома с высокоточными лопастями из карбида вольфрама (тип H31). Секции плавали в водяной бане при температуре 40 °C с раствором желатина 0,5% для устранения складок, затем устанавливались на микроскопические стекла. Все срезы имели целостную морфологию, гладкие края и равномерную прозрачность при световой микроскопии, что подтверждало оптимальное качество секционирования. Была проведена окрашивание H&E, затем крепление водным монтажнымматериалом 28. После окрашивания ядра стали синими, а цитоплазма — розовой, с чётко очерченной клеточной архитектурой под микроскопическим наблюдением с помощью инвертированного микроскопа. Гистоморфологический анализ проводился с использованием программного обеспечения. Для каждого участка, окрашенного H&E, были выбраны три случайных поля с увеличением 200 раз. Программное обеспечение автоматически количественно определяло количество ядерных ячеек на единицу площади после ручного определения интересующей области, и результаты выражались в среднем ± стандартном отклонении (x̄ ± с).
Вестерн блот
Ткани тимуса (50 ± 2 мг/образец) были гомогенизированы в ледяном буфере RIPA с 1x коктейлем ингибиторов протеазы при точном соотношении 100 мг ткани на 1 мл буфера с использованием моторизованного гомогенизатора из пеллетных пестиков, оснащённого пестиками без РНаз. Гомогенизация проводилась на льду с 15 импульсами (1 с импульсом/2 с паузой), после чего следовала 30-минутная инкубация на льду с вихрем каждые 10 минут. Гомогенат был центрифугирован при 12 000 x г в течение 20 минут при 4 °C, а полученный супернатант был собран для количественной оценки белков. Супернатант выглядел прозрачным и прозрачным, без осадков и липидных слоёв. Концентрация белка измерялась с помощью набора для анализа белков BCA со стандартным диапазоном кривой от 0 до 2000 мкг/мл. Western blot проводился для оценки уровней экспрессии AKT1, JAK2 и EGFR в ткани тимуса с использованием GAPDH в качестве внутреннего контроля. После электрофореза и переноса мембраны белковый маркер (10-200 кДа) показал чёткие полосы, а целевые полосы совпали с ожидаемыми молекулярными массами (AKT1: 60 кДа, JAK2: 130 кДа, EGFR: 170 кДа и GAPDH: 37 кДа).
Денситометрический анализ западных блот-полос проводился с помощью программного обеспечения. Перед анализом полоски были визуально осмотрены для подтверждения отсутствия размазивания или диффузии. Процедура анализа включала: ручной выбор целевых зон полосы после импорта изображения с автоматическим определением краёв программным обеспечением, а затем локальное фоновый вычитание с использованием областей, прилегающих к полосам для коррекции серых значений. Затем был выполнен расчет отношения значения грея между целевой белком и внутренним контролем для относительной количественной оценки. Использованная формула нормализации была следующей:
Относительная экспрессия целевого белка = (серое значение целевой зоны −локальный фон) / (серое значение внутреннего контроля −локальный фон)
Иммуногистохимия
Иммуногистохимическое окрашивание проводилось на срезах бедренной кости. Срезы были проницаемы с помощью 0,1% Triton X-100 в течение 10 минут, затем блокировали 30 минут. Первичные антитела инкубировали ночью при 4 °C, а вторичные — в течение 1 часа при комнатной температуре. После окрашивания под световым микроскопом наблюдались чёткие положительные сигналы с низким фоном и без неспецифического окрашивания. Стекли монтировались с помощью среды против выцветания с DAPI, который окрашал ядра в синий цвет. Затем была оценена экспрессия CD34+, TPO, EPO и GM-CSF. Изображения иммуногистохимии анализировались с помощью программного обеспечения для цифровой патологии (версия 2.1.0). Перед анализом изображения проверялись на отсутствие переэкспонирования или ухудшения сигнала. Процедура анализа32включала:
Выбор модели: Предварительно обученная модель сегментации костного мозга (на базе U-Net) была использована для автоматической идентификации областейтканей 33.
Установка порогов: Пороги положительного сигнала определялись на основе отрицательной контрольной группы. Области с хромогенной интенсивностью, превышающей фоновую среднюю на три стандартных отклонения, классифицировались как положительные.
Определение ROI: Программное обеспечение автоматически делило каждое поле на 500 × 500 мкм сетки и рассчитывало количество положительных ячеек на единицу площади (положительное количество ячеек/площадь поля).
Экспорт данных: Статистический отчёт о положительной плотности клеток был автоматически сгенерирован.
Статистический анализ
Статистический анализ проводился с использованием программного обеспечения SPSS (версия 22.0). Данные выражались в виде x̄ ± s. До межгрупповых сравнений нормальность оценивалась с помощью теста Шапиро-Уилка, а однородность дисперсий — с помощью теста Левина. Если подтверждались как нормальное распределение (p > 0,05), так и однородность дисперсии (p > 0,05), для сравнения групп использовалась односторонняя ANOVA. Пост-хок множественные сравнения проводились с использованием метода наименее значимой разницы (LSD); для контроля ошибки типа I все пост-хок P-значения были скорректированы с помощью коррекции Бонферрони, при этом скорректированный p < 0,05 считался статистически значимым.
Если данные не соответствовали предположениям нормальности или однородности дисперсии (p ≤0,05 в любом из тестов), применялся тест Крускаля–Уоллиса, за которым следовал тест Данна для пост-хок анализа с коррекцией Бонферрони. Все статистические графики и визуализации генерировались с помощью GraphPad Prism (версия 9.0). Уровень значимости был установлен на уровне α = 0,05. Все зарегистрированные p-значения были скорректированы. Выбросы были выявлены с помощью теста Граббса (α = 0,05) и исключались только при явной связи с экспериментальной ошибкой. Все оставшиеся данные были включены в итоговый анализ. Результаты представлены как x̄ ± s.
Методология сетевой фармакологии
В этом исследовании использовался подход сетевой фармакологии для изучения возможных механизмов, с помощью которых JPSXD облегчает миелосупрессию, вызванную химиотерапией. Во-первых, химические компоненты JPSXD и соответствующие им цели были извлечены из базы данных и аналитической платформы фармакологии традиционных китайских медицинских систем (TCMSP, https://old.tcmsp-e.com/tcmsp.php). Критерии скрининга были установлены следующим образом: пероральная биодоступность (OB) ≥30% и похожие на лекарства (DL) ≥0,18. Для соединений, не включённых в базу данных TCMSP, прогнозирование целей проводилось с помощью платформы SwissTargetPrediction (https://www.swisstargetprediction.ch/).
Чтобы убедиться, что выбранные соединения охватывают основные биоактивные компоненты JPSXD, была сделана ссылка на Фармакопею Китайской НароднойРеспублики 34. В частности, мы идентифицировали маркерные соединения, такие как гинсенозиды, астрагалозид IV, икарин и сальвианоловые кислоты, изучив разделы идентификации и анализ для каждой травы. Эти соединения, часто используемые в качестве маркеровконтроля качества 35, имеют определённые химические структуры и количественные требования. Для точности мы сопоставили Общие уведомления и приложения фармакопеи для подтверждения наименования и аналитических методов (например, высокоэффективная жидкостная хроматография, ВЭЖХ). Анализ подтвердил, что критерии скрининга (OB ≥30%, DL ≥0,18) эффективно охватывают основные соединенияформулы 36, включая ключевые фармакопейные компоненты, такие как гинсенозиды Rg1 и Rb1 (из женьшеня Panax), астрагалозид IV (из Astragalus membranaceus) и икарин (из Epimedium brevicornum), что указывает на то, что выбранные соединения являются репрезентативными и включают основные активные компоненты, отвечающие за тонификация ци и крови JPSXD эффекты.
Впоследствии генные мишени, связанные с миелосупрессией, были извлечены из базы данных GeneCards (https://www.genecards.org/), и результаты загружались в таблицу. Для дальнейшего анализа были отобраны гены с показателем релевантности ≥44. Пересечение лекарственных мишень и генов, связанных с заболеваниями, визуализировалось с помощью диаграммы Венна, а перекрывающиеся гены импортировались в базу данных STRING (https://string-db.org/). Организм был установлен как человек, а источники взаимодействия ограничивались экспериментами и базами данных с минимальным требуемым показателем взаимодействия > 0,7. Полученная сеть взаимодействия белков и белков (PPI) затем была проанализирована на топологические характеристики для выявления основных мишеней и визуализирована с помощью Cytoscape 3.10.2.
На основе выявленных основных целей были проведены анализы обогащения Gene Ontology (GO) и Kyoto Encyclopedia of Ges and Genomes (KEGG) с использованием базы данных DAVID (https://david.ncifcrf.gov/). Параметры были установлены: Count ≥5, EASE score ≥0,05 и p-значение < 0,01. Результаты обогащения визуализировались через платформу Microbiological Letter (http://www.bioinfo-cloud.org/). Анализ путей дополнительно прояснил ключевые сигнальные маршруты и регуляторные маркеры, выявив потенциальные механизмы, с помощью которых JPSXD смягчает миелосупрессию, вызванную химиотерапией.