Методическая статья

Массовая овуляция у млекопитающих: методы анализа естественной спонтанной полиовуляции и индуцированной полиовуляции у Lagostomus maximus

DOI:

10.3791/69653

⸱

6 февраля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Estudios Biomédicos Básicos, Aplicados y Desarrollo (CEBBAD), Universidad Maimónides, 2Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET)

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает методы анализа естественной и индуцированной овуляции у Lagostomus maximus, включая восстановление яйцеклетки после спонтанной, гормонально индуцированной или сперматозной плазменной овуляции. Она предоставляет комплексную основу для изучения реакции яичников и репродуктивной физиологии в модели высокополиовуляторных млекопитающих.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Южноамериканская равнинная вискача, Lagostomus maximus, признана млекопитающими с самой высокой скоростью овуляции, которая может достигать до 300 яйцеклеток. Это замечательное явление полиовуляции можно изучать с помощью нескольких методологических подходов, отражающих его уникальную репродуктивную физиологию. Естественная овуляция оценивается по высвобождению яйцеклетки в период размножения, что даёт представление о спонтанных овуляционных механизмах вида, при этом яйцеклетки восстанавливаются путём промывки яитоковых и маточных рогов. Кроме того, экспериментальная индукция овуляции с помощью экзогенных гормонов, таких как гонадотропины, позволяет контролировать отзывчивость яичников и предоставляет ценную модель для понимания эндокринной регуляции у гистрикогнатных грызунов. Третий подход заключается в использовании аутологичной семенной плазмы как физиологического триггера овуляции, что подчеркивает сосуществование индуцированных и спонтанных механизмов у этого вида. Вместе эти методы не только проясняют динамику рекрутации фолликулов и высвобождения яйцеклетки, но и устанавливают L. maximus как сравнительную модель репродуктивной биологии с потенциальными трансляционными последствиями для понимания контроля овуляции у млекопитающих.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Южноамериканский равнинный вискача (Lagostomus maximus) — гистрикогнат, отличающийся исключительной репродуктивной физиологией, характеризующейся необычайной скоростью овуляции, которая может превышать 300 яйцеклетки зацикл 1,2. Эта отличительная особенность сделала L. maximus естественной моделью для изучения функции яичников и контроля овуляции умлекопитающих 3,4,5,6,7,8,9,10,11.

В отличие от типичных спонтанных овуляторов, L. maximus проявляет как спонтанные, так и индуцированные овуляционныемеханизмы 2. Эта двойственность, в сочетании с массовым ростом фолликуляров и асинхронной овуляцией, ставит под сомнение традиционные подходы, основанные исключительно на эндокринных или гистологическихконечных точках 4,12,13,14. Следовательно, использование прямых количественных методов крайне важно для точного определения времени и величины высвобождения яйцеклетки.

Взрослые самки вискачи были получены из естественной популяции, содержащейся на Эстасьон де Криа де Анималес Сильвестрес (ECAS), Парке Перейра Ираола, Берасатеги, провинция Буэнос-Айрес, Аргентина (34°49′57" ю.ш., 58°06′12" з.д.). Мы признаём, что суверенные права на природные ресурсы являются исключительной собственностью провинции Буэнос-Айрес. Количество пойманных животных было разрешено Министерством сельского хозяйства провинции Буэнос-Айрес. Самок ловили с помощью живых ловушек, установленных у входов в норы в разные периоды года.

Периоды поимки были отобраны согласно естественному репродуктивному циклу вида, установленному Льяносоми Креспо 15, и уточнены на основе нашего опыта полевыхисследований 7,8,10,14. Основной репродуктивный сезон у вида продолжается с конца лета (март) до начала весны в концесентября 16, 17 и 18 сентября, а также вторичный период размножения в октябре, особенно у самок, потерявших15 потомства. Соответственно, были определены следующие рабочие группы: а) Группа I (N= 27): конец февраля — начало апреля (небеременные, начало основного репродуктивного сезона); b) Группа II (N= 26): середина сентября — конец октября (небеременная, эструс после лактации); Группа III (N= 35): декабрь-январь (небеременная, гормоно-индуцированная овуляция); Группа IV (N= 7): декабрь-январь (небеременная, овуляция, вызванная семенной плазмой).

В данном исследовании представлены и подтверждены несколько методологических подходов к анализу овуляции у L. maximus: (1) оценка естественной овуляции через прямое восстановление яйцеклетки; (2) индукция овуляции с помощью экзогенных гонадотропинов; и (3) индукция овуляции аутологичной семенной плазмой. Каждая техника даёт дополняющие представления о динамике фолликуляров, созревании яйцеклетки и регулирующих механизмах, управляющих овуляцией.

Промывка яйцеводов и рогов матки обеспечивает прямое восстановление яйцеклетки и точное количественное определение овуляции, что позволяет коррелировать с развитием фолликуляров и морфологиейяйцеклетки 19,20,21. Гормональная стимуляция с помощью экзогенных гонадотропинов, адаптированная из протоколов, применяемых у лабораторныхгрызунов 22, позволяет контролируемо оценивать отзывчивость яичников и определять время выпуска яйцеклетки. В то же время использование аутологичной семенной плазмы в качестве физиологического триггера овуляции — ранее описанного у индуцированных овуляторов, таких как кролики иверблюды 23,24,25 — предлагает инновационный способ изучения эндокринных и паракринных факторов, участвующих в овуляции.

Интегрируя эти взаимодополняющие методологии, настоящая работа предоставляет воспроизводимую основу для изучения овуляционных механизмов у L. maximus. Сочетание естественных и индуцированных моделей позволяет различать спонтанный фолликулярный набор, овуляционную эффективность и реакции, опосредованные семенной плазмой. Кроме того, эти подходы выявляют такие явления, как спонтанная партеногенетическая активация ооцитов и сосуществование «дефектных» и «эуовуляторных» ооцитов, что способствует пониманию фолликулярного отбора и компетентностияйцеклетки 2.

Помимо специфических для вида последствий, модель визкачи предлагает более широкое значение для сравнительной репродуктивной биологии. Его смешанная овуляционная стратегия объединяет характеристики индуцированных и спонтанных овуляторов, предоставляя ценные параллели с репродуктивными процессами у других млекопитающих, включая домашние виды ичеловека 7,14,26,27.

Методологические протоколы, изложенные здесь, разработаны для обеспечения воспроизводимости и облегчения их адаптации к различным экспериментальным контекстам, включая динамику фолликуляров, регуляцию овуляции и гормональную манипуляцию.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Описанные здесь экспериментальные протоколы были рассмотрены и утверждены Институциональным комитетом по использованию и уходу за экспериментальными животными (CICUAE, Universidad Maimónides, номер протокола #6184). Отлов, обращение и эвтаназия проводились обученным техническим персоналом в соответствии со всеми местными, штатными и федеральными нормативами, регулирующими уход и использование лабораторных животных. Животноводство следовало Руководящим принципам Национального института здравоохранения (NIH) по уходу и использованию лабораторных животных28 и рекомендациям Американского общества маммологов (ASM) по использованию диких млекопитающихв исследованиях 29. Все эксперименты соответствовали рекомендациямARRIVE 2.0 30. Были предприняты все усилия, чтобы минимизировать количество используемых животных. Южноамериканская равнина вискача (Lagostomus maximus) не считается исчезающимвидом 31.

1. Гормональная индукция овуляции

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом разделе представлена гормональная индукция овуляции у небеременных самок захваченных вискач. Обсуждаются три различных варианта протокола.

  1. Протокол A:
    1. Введите 200 МЕ хорионного гонадотропина (eCG) внутримышечно в 0 часа и 24 часа, затем 500 МЕ человеческого хорионического гонадотропина (hCG) через 48 часов.
    2. Отдыхать самки до эвтаназии.
    3. Усыпить женщин через 60-132 часа после введения ХГЧ (см. раздел 3).
  2. Протокол B:
    1. Введите 200 МЕ ЭКГ внутримышечно в 0 часа и 24 часа, затем 1000 МЕ ХГЧ через 72 часа.
    2. Отдыхать самки до эвтаназии.
    3. Усыпить женщин через 60-132 часа после введения ХГЧ (см. раздел 3).
  3. Протокол C:
    1. Введите 250 МЕ эCG внутримышечно через 0, 24 и 48 часов, затем 2 мг свининого лютеинизирующего гормона (pLH) через 72 часа.
    2. Отдыхать самки до эвтаназии.
    3. Эвтаназия женщин через 60–132 часа после введения pLH (см. раздел 3 и таблицу 1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Животные в каждой группе были усыплены в разные периоды времени (от 60 до 132 часов после введения hCG). Это временное распределение было необходимым для подтверждения расширенного характера овуляционного периода у этого вида. В частности, для экспериментов, направленных на исключительный сбор зрелых яйцеклетков, эвтаназия регулярно проводилась через 120 часов после ХГЧ.

2. Индукция овуляции семенной плазмой

ПРИМЕЧАНИЕ: Проверьте способность семенной плазмы индуцировать овуляцию путём внутримышечного введения у гормонально подготовленных женщин.

  1. Сбор и приготовление спермы
    1. Собирать сперму у репродуктивно активных самцов путём электроэякуляции, как описаноДжаккино 32.
    2. Центрифугу в сперме при 200 × г в течение 10 минут при комнатной температуре для гранулирования сперматозоидов и клеточных остатков.
    3. Дополняйте супернатанты (семенной плазмой) пенициллином и стрептомицином и храните при -20 °C до применения.
  2. Индукция овуляции у небеременных женщин с помощью семенной плазмы
    1. Вводите 200 МЕ экГ внутримышечно в 0 часа и 24 часа каждой женщине.
    2. Вводите семенной плазму внутримышечно через 48 часов после окончательной дозы ЭКГ.
    3. Отдыхать самки до эвтаназии.
    4. Усыпить животных через 72 часа после инъекции семенной плазмы (см. раздел 3).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Включайте контрольных самок, вводящих физиологический раствор вместо семенной плазмы.

3. Анестезия, эвтаназия и сбор репродуктивных путей

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте методы анестезии и гуманной эвтаназии для получения целостных репродуктивных трактов для анализов яйцеклетки и гистологических анализов.

  1. Индуцировать эвтаназию с помощью одноразовой рассчитанной внутримышечной инъекции 13,5 мг/кг кетамина хлоргидрата и 0,6 мг/кг ксилазинхлоргидрата, введённых согласно рекомендациям производителя и установленным институциональным протоколам.
  2. Подтвердите глубокую анестезию по отсутствию реакции на боль (педальных рефлексов).
  3. Положите животное в положение лежа на спине и простерилизуйте брюшко.
  4. Хирургически раскройте брюшную полость, чтобы полностью обнажить все органы брюшной полости.
  5. Проведите общий осмотр для определения общего состояния животного и подтверждения естественной или гормональной индуцированной овуляции по наличию овуляторных стигмат.
  6. Получить образец крови путём прямого прокола верхней полой вены для серологического анализа.
  7. Проведите эвтаназию животного, введя внутрикардиально 0,5 мл/кг пентобарбитала натрия.
  8. Аккуратно рассекайте и удаляйте яичники, яйцепроводы и рога матки, стараясь не повредить их структуры.
  9. Храните ткани в ледяной физиологической растворе, буферированной фосфатами (PBS) до обработки (≤15 мин).

4. Восстановление яйцеклетки

ПРИМЕЧАНИЕ: Восстанавлите яйцеклетки из яйцеводов и рогов матки путём мягкой промывки, чтобы обеспечить полный сбор высвобождённых гамет и минимизировать повреждение тканей.

  1. Подготовьте промывочный аппарат, прикрепив тупую иглу 26 G к шприцу объёмом 1 мл, наполненному 0,9% NaCl, дополненному 4 мг/мл BSA, 100 мкг/мл пенициллина G и 100 МЕ/мл стрептомицина.
  2. Аккуратно введите иглу в инфундибулум каждого яйцевода и медленно вводите раствор для промывания.
  3. Соберите стоки из дистального яичника и рога матки в стерильные чашки Петри.
  4. Повторяйте промывку, пока восстановленная жидкость не станет прозрачной и свободной от видимых яйцеклетки или клеточных остатков.
  5. Переносите яйцеклетки в 100 мкл среды M2 с содержанием 4 мг/мл BSA и антибиотики под минеральным маслом.
  6. Подтвердить успешное восстановление, осматривая капли под стереомикроскопом; Ожидайте, что свободные яйцеклетки без кучевых клеток рассредоточены внутри жидкости.
  7. Продолжайте промывку, пока сточные воды не станут прозрачными и при стереомикроскопе не будет обнаружено дополнительных яйцеклетки (обычно 3-5 промыв на яйцепротек).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Восстановленные яйцеклетки должны выглядеть сферическими и полупрозрачными при низком увеличении.
  8. Классифицировать яйцеклетки по морфологической целостности, как описано в разделе 6.

5. Морфологическая оценка яйцеклетки

ПРИМЕЧАНИЕ: Оцените качество восстановленных яйцеклетки на основе цитоплазматического вида, однородности зоны пеллюциды и стадии созревания ядра.

  1. Определите яйцеклетки как нормальные, если они имеют сферическую форму, равномерную зону пеллюциду, однородную полупрозрачную цитоплазму и видимую зародышевую пузырьку или первое полярное тело.
  2. Определите яйцеклетки как аномальные, если цитоплазма кажется тёмной, зернистой или фрагментированной, либо если зона пеллюцида неровная.
  3. Зафиксируйте стадию созревания ядра как зародышевые пузырьки (GV), разрушение зародышевой пузырьки (GVBD) или метафазу II (MII).

6. Оценка созревания ядра яйцеклетки и целостности мейотического веретена

ПРИМЕЧАНИЕ: Оценить созревание ядра и морфологию веретена с помощью иммунофлуоресцентного окрашивания α-тубулина и хроматина.

  1. Фиксируйте яйцеклетки в 2% параформальдегиде (PFA) на 20 минут.
  2. Пермеабилизация в 0,2% Triton X-100 в PBS на 40 минут.
  3. Постфиксируйте 2% PFA на 20 минут и три раза постирайте в PBS (по 30 минут каждая).
  4. Блокируйте 2% козьей сыворотки, 2% BSA, 2% молочного порошка, 0,1 млн глицина и 0,01% тритона X-100 в PBS ≥ 1 час.
  5. Инкубировать яйцеклетки ночью при 4 °C с помощью анти-α-тубулиновых антител мышей (1:200).
  6. Промывайте в PBS 30 минут и инкубируемые 1 час в темноте с помощью козьего противомышиного IgG (1/1000), конъюгированного флуоресцеином изотиоцианатом (FITC).
  7. Окрашивайте 10 мкг/мл Hoechst 33324 в течение 10 минут и стирайте в PBS с 2% BSA.
  8. Смонтировать яйцеклетки в антифейд-среде и сфотографировать с помощью конфокального микроскопа.
  9. Захват и обработка изображений с помощью программного обеспечения EZ-C1 (EZ-C1 версии 3.90); Регулировать контраст и яркость в программном обеспечении для обработки изображений по мере необходимости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Успешное окрашивание отмечено чётким зелёным флуоресцентным узором мейотического веретена (FITC) и синим ядерным контрокрашиванием с Hoechst 33324.

7. Статистический анализ

ПРИМЕЧАНИЕ: Проанализируйте количественные данные для сравнения овуляционных реакций и качества яйцеклетки в экспериментальных группах.

  1. Выражайте данные как средние ± SD.
  2. Используйте t-тест Student для сравнения в двух группах.
  3. Примените односторонний ANOVA, а затем пост-хок тест Бонферрони для множественных сравнений.
  4. Рассмотрим p < 0,05 как статистически значимое.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Естественная овуляция

Двенадцать из 27 самок (группа I), пойманных с конца февраля по середину апреля, совпадающих с первичным брачным сезоном, наблюдались овуляцией, тогда как во вторичном брачном сезоне (сентябрь/октябрь) (группа II) 10 из 26 пойманных самок демонстрировали овуляцию. Сопоставимый процент успеха — примерно 40% овулирующих самок наблюдался в обоих периодах захвата. Отёк ампулярной области яйцевода ни в одном случае не наблюдался, и яйцеклетки были взяты у само...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол, представленный здесь, для изучения овуляции в равнинной вискаче предоставляет воспроизводимую основу для оценки как естественных, так и экспериментально индуцированных овуляционных событий. Главное преимущество этого протокола заключается в его способности непосредственно количественно оценивать и характеризуть чрезвычайно большое количество яйцеклетки, выделяемых равнинными вискачами — особенность, не имеющая аналогов в других моделях млекопитающих. В отличие от косвенных мето...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что нет конфликта интересов, который мог бы восприниматься как предвзятый для беспристрастности опубликованного исследования.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана внутренней финансовой помощью Университета Маймонидес (Аргентина) и агентства FONCYT-AMPCYT (PICT-2018-04619, предоставлено NPL). Авторы особенно благодарны Министерству сельского хозяйства правительства провинции Буэнос-Айрес, Аргентина, за разрешение на отлов животных; персоналу Estación de Cría de Animales Silvestres (ECAS, провинция Буэнос-Айрес, Аргентина) за неоценимую помощь в ловле и обращении с животными; а также DVM Серхио Феррарису и DVM Фернандо Ланге из CCV-Universidad Maimónides за помощь во время анестезиологии и хирургических процедур.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Adobe PhotoshopAdobe Systems Inc., СШАН/ДОбработка изображений
Бычий сывороточный альбумин (BSA)Sigma-Aldrich, СШАA9647Используется в промывающей среде и блокирующем буфере
Центрифуга (для обработки спермы)Эппендорф, Германия5417RПодготовка семенной плазмы
Конфокальный микроскоп (C1 Eclipse E800)Nikon Ltd., ЯпонияН/ДВизуализация ооцитов
ЭлектроэякуляторРазработан в лаборатории; Адаптирован от домашних млекопитающих для использования у грызунов-кавиоморфовН/ДКоллекция спермы
Эвтанил (пентобарбитал натрия, натрий дифенилгидантоин)Brouwer S.A., АргентинаН/ДЭвтаназия
IgG (AP124F) с конъюгированным FITC козла против мыши (AP124F)Chemicon, СШАAP124FВторичные антитела
Набор для окрашивания гематоксилином-эозиномSigma-Aldrich, СШАРазличныеГистология
Hoechst 33324Thermo Fisher Scientific, СШАH3570Ядерное окрашивание
Кетамин хлоргидратHolliday Scott S.A., АргентинаН/ДАнестезия
Ламинарная вытяжкаThermo Scientific, СШАН/ДАсептическая обработка
Световой микроскопОлимп, ЯпонияBX51Гистология
Лутропин-V (pLH)Bioniche Animal Health Care, КанадаН/ДГормональная индукция
M2 mediumSigma-Aldrich, СШАM7167Восстановление яйцеклетки
Минеральное маслоSigma-Aldrich, СШАM8410Культура ооцитов
Novormon 5000 (eCG)Syntex S.A., АргентинаН/ДГормональная индукция
Овусин (ХГЧ)Syntex S.A., АргентинаН/ДГормональная индукция
Параформальдегид (PFA, 2% и 4%)Sigma-Aldrich, США158127Фиксация
Пенициллин GSigma-Aldrich, СШАP3032Антибиотики для среды
СтереомикроскопLeica Microsystems, ГерманияM80Идентификация яйцеклетки
СтрептомицинGibco, Thermo Fisher Scientific, США11860038Антибиотики для среды
Шприц с иглой с тупым концом (1 мл)BD Biosciences, США305219Промывка яйцепроводов/матки
Triton X-100Sigma-Aldrich, СШАT8787Проницаемость
Монтажный носитель VectaShieldVector Laboratories, СШАH-1000Крепление для флуоресценции
КсилазинхлоргидратРичмондские лаборатории, АргентинаН/ДАнестезия
КсилолSigma-Aldrich, США534056Удаление парафиновых секций
&альфа;-тубулин моноклональное антитело (мыши анти-&альфа;-тубулин, SC-5286 B7)Santa Cruz Biotechnology, СШАSC-5286 B7Для мейотического шпинделя иммунокрашивания

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Weir, B. J. The reproductive physiology of the plains viscacha, Lagostomus maximus. J Reprod Fertil. 25, 355-363 (1971).
  2. Leopardo, N. P., Inserra, P. I. F., Giacchino, M., Caram, D. A., Willis, M. A., Vitullo, A. D. Polyovulation in the South American plains vizcacha, revisited: coexistence of spontaneous and induced ovulation. J Exp Zool A Ecol Integr Physiol. 343 (6), 724-739 (2025).
  3. Caram, D. A., Inserra, P. I. F., Vitullo, A. D., Leopardo, N. P. Autophagy favors survival of corpora lutea during the long-lasting pregnancy of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Rodentia Caviomorpha). Sci Rep. 14 (1), 11220(2024).
  4. Cortasa, S. A., et al. Achieving full-term pregnancy in the vizcacha relies on a reboot of luteal steroidogenesis in mid-gestation (Lagostomus maximus, Rodentia). PLoS One. 17, e0271067(2022).
  5. Flamini, M. A., Barbeito, C. G., Gimeno, E. J., Portiansky, E. L. Histology, histochemistry and morphometry of the ovary of the adult plains viscacha (Lagostomus maximus) in different reproductive stages. Acta Zool (Stockh). 90, 390-400 (2009).
  6. Fraunhoffer, N. A., et al. Hormonal behavior correlates with follicular recruitment at mid-gestation in the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Rodentia, Caviomorpha). Gen Comp Endocrinol. 250, 162-174 (2017).
  7. Jensen, F., Willis, M. A., Albamonte, M. S., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. Naturally suppressed apoptosis prevents follicular atresia and oocyte reserve decline in the adult ovary of Lagostomus maximus (Rodentia, Caviomorpha). Reproduction. 132, 301-308 (2006).
  8. Jensen, F., Willis, M. A., Leopardo, N. P., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. The ovary of the gestating South American plains vizcacha (Lagostomus maximus): suppressed apoptosis and corpora lutea persistence. Biol Reprod. 79, 240-246 (2008).
  9. Leopardo, N. P., Jensen, F., Willis, M. A., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. The developing ovary of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Mammalia, Rodentia): massive proliferation with no sign of apoptosis-mediated germ cell attrition. Reproduction. 141, 633-641 (2011).
  10. Leopardo, N. P., Vitullo, A. D. Early embryonic development and spatiotemporal localization of mammalian primordial germ cell-associated proteins in the basal rodent Lagostomus maximus. Sci Rep. 7 (1), 594(2017).
  11. Leopardo, N. P., Velazquez, M. E., Cortasa, S., González, C. R., Vitullo, A. D. A dual death/survival role of autophagy in the adult ovary of Lagostomus maximus (Mammalia-Rodentia). PLoS One. 15 (5), e0232819(2020).
  12. Weir, B. J. Reproductive Characteristics of Hystricogmorph Rodents. The Biology of Hystricomorph Rodents. , Symposia of the Zoological Society of London. London, UK. (1974).
  13. Dorfman, V. B., et al. Variation in progesterone receptors and GnRH expression in the hypothalamus of the pregnant South American plains vizcacha Lagostomus maximus (Mammalia, Rodentia). Biol Reprod. 89 (5), 115(2013).
  14. Inserra, P. I. F., Leopardo, N. P., Willis, M. A., Freysselinard, A. L., Vitullo, A. D. Quantification of healthy and atretic germ cells and follicles in the developing and postnatal ovary of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus: evidence of continuous rise of the germinal reserve. Reproduction. 147, 199-209 (2014).
  15. Llanos, A. C., Crespo, J. A. Ecología de la vizcacha (Lagostomus maximus maximus Blainv.) en el nordeste de la provincia de Entre Ríos. Rev Investig Agríc. 6, 289-378 (1952).
  16. Weir, B. J. The management and breeding of some more hystricomorph rodents. Lab Anim. 4 (1), 83-97 (1970).
  17. Branch, L. C., Villarreal, D., Fowler, G. S. Recruitment, dispersal, and group fusion in a declining population of the plains viscacha (Lagostomus maximus; Mammalia, Chinchillidae) in scrub habitat of central Argentina. J Mammal. 74 (1), 9-20 (1993).
  18. Spotorno, A. E., Patton, J. L. Superfamily Chinchilloidea Bennett 1833. Mammals of South America. , University of Chicago Press. Chicago, IL, USA. (2015).
  19. Baker, T. G. A quantitative and cytological study of germ cells in human ovaries. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 158 (972), 417-433 (1963).
  20. Forabosco, A., Sforza, C., De Pol, A., Vizzotto, L., Marzona, L., Ferrario, V. F. Morphometric study of the human neonatal ovary. Anat Rec. 231, 201-208 (1991).
  21. Hirshfield, A. N. Development of follicles in the mammalian ovary. Int Rev Cytol. 124, 43-101 (1991).
  22. Suzuki, O. Sequence comparison of gonadotropin subunits in laboratory animals for improvement of superovulation techniques. Kansai J Lab Anim. 27, 72-75 (2006).
  23. Chen, B. X., Yuen, Z. X., Pan, G. W. Semen-induced ovulation in the Bactrian camel (Camelus bactrianus). J Reprod Fertil. 73, 335-339 (1985).
  24. El Allali, K., El Bousmaki, N., Ainani, H., Simonneaux, V. Effect of the camelid's seminal plasma ovulation-inducing factor/β-NGF: a Kisspeptin target hypothesis. Front Vet Sci. 4, 99(2017).
  25. García-García, R. M., et al. β-Nerve growth factor identification in male rabbit genital tract and seminal plasma and its role in ovulation induction in rabbit does. Ital J Anim Sci. 17, 442-453 (2017).
  26. Weir, B. J. The reproductive organs of the female plains viscacha, Lagostomus maximus. J Reprod Fertil. 25, 365-373 (1971).
  27. Vitullo, A. D., Inserra, P. I. F., Leopardo, N. P., Halperin, J., Dorfman, V. B. The Plains Vizcacha. Assisted Reproduction in Wild Animals of South America. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2023).
  28. National Research Council Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, National Academies Press. Washington, DC, USA. (2011).
  29. Sikies, R. S., et al. Guidelines of the American Society of Mammalogists for the use of wild mammals in research. J Mammal. 92 (1), 235-253 (2011).
  30. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  31. Roach, N. Lagostomus maximus. The IUCN Red List of Threatened Species. , (2016).
  32. Giacchino, M. Caracterización del proceso de implantación en Lagostomus maximus: un mamífero con poliovulación y reabsorción embrionaria selectiva. [Doctoral thesis]. , Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad de Buenos Aires. Argentina. (2017).
  33. Kershaw-Young, C. M., Druart, X., Vaughan, J., Maxwell, W. M. C. β-Nerve growth factor is a major component of alpaca seminal plasma and induces ovulation in female alpacas. Reprod Fertil Dev. 24, 1093-1097 (2012).
  34. Kubiak, J. Z. Mouse oocytes gradually develop the capacity for activation during the metaphase II arrest. Dev Biol. 136, 537-545 (1989).
  35. Soede, N. M., Noordhuizen, J. P. T. M., Kemp, B. The duration of ovulation in pigs, studied by transrectal ultrasonography, is not related to early embryonic diversity. Theriogenology. 38 (4), 653-666 (1992).
  36. Nicoll, M. E., Racey, P. A. Follicular development, ovulation, fertilization and foetal development in tenrecs (Tenrec eucaudatus). J Reprod Fertil. 74, 47-55 (1985).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи