Методическая статья

Пошаговая процедура получения зародышевой химеры у кур с помощью первичной трансплантации зародышевых клеток

777 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69704

⸱

5 декабря 2025 г.

 ,  , 
1Department of Agricultural Biotechnology and Research Institute of Agriculture and Life Sciences, Seoul National University, 2Department of International Agricultural Technology & Institute of Green Bioscience and Technology, Seoul National University

В этой статье

Краткое содержание

Птичьи зародышевые химеры, образующиеся при трансплантации первичных зародышевых клеток (PGC) в эмбрионы-реципиенты, позволяют применять трансгенесы, редактирование генов и сохранение видов. Этот протокол подробно описывает процедуры изоляции PGC, экспансии in vitro , микроинъекции и верификации доноров, обеспечивая надёжную платформу для производства зародышевых химер и развития биотехнологии птиц.

Аннотация

Образование зародышевых химер у кур путём трансплантации первичных зародышевых клеток (ПГК) обеспечивает надёжную и воспроизводимую платформу для трансгенеза птиц, редактирования генома и сохранения видов. Традиционные методы с использованием бластодермальных клеток эмбрионов стадии X EGK ограничены низкой эффективностью передачи по зародышевой линии из-за ранней сегрегации клеточной линии. В отличие от этого, стратегии, опосредованные ПГК, используют внутреннюю зародышевую компетентность этих унипотентных клеток, что обеспечивает надёжное включение в гонады-реципиента. Здесь мы представляем поэтапный протокол изоляции ПГК от эмбрионов стадии HH 26-28, их поддержания и расширения in vitro, а также трансплантации в дорсальную аорту эмбрионов реципиента HH стадий 14-17. Краткосрочное прищепление контролируется с помощью флуоресцентных маркеров, таких как PKH26, а долгосрочный вклад зародышевой линии подтверждается ПЦР-анализом гонад реципиента. Этот подход обеспечивает постоянное образование зародышевых химер при сохранении жизнеспособности и функциональной компетентности донорских ПГК. Кроме того, метод совместим с инструментами редактирования генома, такими как CRISPR/Cas9, и транспозоновными векторами, что позволяет создавать трансгенные и генно редактированные модели птиц. Помимо фундаментальных исследований, эта стратегия поддерживает усилия по сохранению природы через межвидовую зародышевую передачу и сохранение генетических ресурсов. В целом, этот протокол предоставляет комплексную и надёжную основу для манипуляции зародышевой линией птиц, предоставляя универсальную платформу для фундаментальных и прикладных исследований в области биотехнологии птицы.

Введение

Наиболее эффективным методом передачи генетической информации следующему поколениюу птиц является первичная генетическая передача (PGC) 1,2,3. Зародышевые химеры, определяемые как особи, несущие как донорские, так и хозяинские генетические клетки, обеспечивают передачу донорского генетического материала потомству, что поддерживает применение в трансгенезе, функциональной геномике и сохранении исчезающихвидов 4,5,6,7,8. В отличие от подходов, основанных на бластодермальных клетках, стратегии, опосредованные ПГК, обеспечивают более высокую эффективность передачи зародышевой линии и воспроизводимость, что делает их отлично подходящими для точной генетической манипуляции.

У птиц PGC возникают в центральной области пеллюциды бластодермы на стадии Эял-Гилади и Кохав (EGK) стадии X9, а затем мигрируют к зародышевой полумесяцу с помощью Гамбургера и Гамильтона (HH) стадии4 10. Между стадиями ГГ 9 и 12 ПГК циркулируют через эмбриональные кровеносные сосуды, прежде чем осесться в гонадномгребне 11,12,13. Эти уникальные миграционные паттерны позволяют выделить ПГК на нескольких стадиях, включая зародышевой полумесяц, циркулирующую кровь игонады 14. В частности, PGC, собранные с гонад HH стадий 26-28 и пересаженные в эмбрионы реципиента HH стадий 14-17, показали оптимальную компетентность зародышевой линии и эффективность прищепления, что обеспечивает практическую основу для стандартизированного применения этого протокола.

PGC можно поддерживать и расширять in vitro, сохраняя при этом идентичность зародышевой линии и возможность передачи, что позволяет использовать их для стабильной генетической модификации. Производство зародышевой химеры, опосредованное ПГК, использовалось для создания трансгенных птиц, экспрессирующих рекомбинантные белки, следовые зародышевые линии, манипуляции путями определения пола и устойчивости к инфекционнымзаболеваниям 6,15,16,17,18,19. Кроме того, трансплантация PGC способствует межвидовой зародышевой линии и сохранению исчезающего птичьего генетическогоматериала 7,8,20,21,22,23, а криоконсервация PGC обеспечивает долгосрочное сохранение генетических ресурсов 24,25.

Хотя другие типы стволовых клеток, включая эмбриональные стволовые клетки (ESC)26,27,28,29, индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (iPSCs)30,31,32 и сперматогониальные стволовые клетки (SSC)33,34, были изучены для модификации зародышевой линии птиц, их эффективность передачи по зародышевой линии остаётся ниже, чем у систем на основе PGC, которые в настоящее время считаются самыми высокими. надёжный источник клеток, способных к зародышевой линии.

В исследованиях зародышевой химеры выбор породы донора критически важен для различения донорских геногенических клеток от клеток, полученных от хозяина. Корейская цыплёнка огье (KOC) обладает рецессивным аллелем i/i, отвечающим за чёрную кожу и перья, который легко отличить от линии белого леггорна, несущей доминантный аллель I/I 35,36. Это видимое различие позволяет однозначно идентифицировать потомство, полученное от доноров, при анализе зародышевой передачи, а также поддерживает сохранение биоразнообразия благодаря коренной генетической ценности KOC.

В целом, производство зародышевой химеры с помощью PGC обеспечивает надёжную платформу для птичьей биотехнологии (рисунок 1). Определяя оптимальные стадии донора (HH26-28) и реципиента (HH14-17), а также включая определённые этапы культуры и валидации, этот протокол обеспечивает эффективную передачу зародышевой линии и предоставляет практическую основу для генерации трансгенных и геномно редактированных птиц, а также для сохранения ценных генетических ресурсов птиц.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры, связанные с курами, были одобрены Институтом лабораторных животных Сеульского национального университета, Южная Корея (номер одобрения IACUC: SNU-250226-4). Животные содержались в контролируемых и гигиеничных условиях, обеспечивая стерилизированную воду и корм. Кроме того, все химические и биологические отходы, образующиеся в ходе процедур, включая растворы трипсина/EDTA, клетки, маркированные PKH26, а также эмбриональные или гонадальные ткани, были обработаны и утилизированы в соответствии с институциональными рекомендациями по биобезопасности и управлению опасными отходами Сеульского национального университета. Все реагенты и оборудование, используемые в этом протоколе, перечислены в Таблице материалов. ПГК, среда и реагенты, используемые для отбора проб гонад и культивирования клеток из донорских эмбрионов, должны быть стерильными.

1. Изоляция куриных ПГК

  1. Инсижируйте свежеоплодотворённые куриные яйца на стадии X Эяля-Гилади и Кохава (EGK) при 37 °C в течение 5,5 дней, пока эмбрионы не достигнут стадий HH 26-28.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте влажность на уровне 60%-65%, чтобы обеспечить нормальное эмбриональное развитие.
  2. Тщательно изолируйте эмбрионы от яйцеклеток на стадиях HH 26-28 с помощью стерильных щипцов.
  3. Промывайте эмбрионы с помощью 1× PBS, затем поместите его на угольную пластину и закрепите его шпильками для насекомых. С помощью стереомикроскопа аккуратно вскрыть парные эмбриональные гонады с помощью заточенных щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Аккуратно обращайтесь с тканями, чтобы предотвратить повреждения и обеспечить точную изоляцию гонад. Из-за близости к мезонефричной почке на стадиях ГГ 26–28 небольшое количество ткани может быть случайно собрано; однако тщательная вскрытие под стереомикроскопом и при селективном посеивании обеспечивает размножение только ПГК, сохраняя чистоту.
  4. Перенесите парные гонады, собранные с трёх эмбрионов, в трубку объёмом 1,5 мл с 500 мкл трипсина/ЭДТА и инкубировать при 37 °C в течение 5 минут для диссоциации клеток.
  5. Добавьте 50 мкл FBS, чтобы деактивировать трипсин.
  6. Центрифугу при 200 × г в течение 5 минут при комнатной температуре (примерно 20-25 °C). Аккуратно удаляйте супернатант, не нарушая клеточную гранулу.
  7. Суспензировать диссоциированные клетки гонады за 1 мл от 1× PBS.

2. Пролиферация куриных ПГК in vitro

  1. Приготовьте ПГК-культурную среду (KO-DMEM с добавлением 20% FBS, 2% куриной сыворотки, нуклеозидов, GlutaMAX, незаменительных аминокислот MEM, 2-меркаптоэтанола, 10 мМ пирувата натрия, антибиотико-антимикотика, 10 нг/мл bFGF) и нагрейте среду до 37 °C.
  2. Добавьте диссоциированные гонадальные клетки, собранные из трёх эмбрионов на стадиях HH 26-28 (примерно 100-150 PGC наэмбрион, 37,38) на 1 мл предварительно нагретой культурной среды на каждую скважину и поместите клетки на 12-луночную культивационную пластину.
  3. Аккуратно покачивайте пластину, чтобы обеспечить равномерное распределение ячеек.
  4. Поддерживайте PGC при 37 °C с 5% CO₂, ежедневно контролируйте морфологию и плотность клеток. ПГК остаются круглыми, преломленными и обычно плавающими, тогда как соматические клетки прилипают (рисунок 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Условия культуры избирательно поддерживают пролиферацию ПГК, позволяя им расширяться, а соматические клетки постепенно исключаются.
  5. PGC, культивируемые в пластине на 12 лунок, поддерживаются за счёт смены среды каждые 3-4 дня для оптимальной пролиферации и жизнеспособности (рисунок 2B).
  6. По желанию используйте специфические для PGC маркеры (например, CVH, DAZL, NANOG и POUV) для проверки чистоты и проведения определения пола с помощью ПЦР (Таблица 1).
    1. Подготовьте образцы PGC для экстракции РНК с помощью системы минипреп РНК согласно инструкциям производителя.
    2. Проведите RT-PCR (например, CVH, DAZL, NANOG и POUV) или иммунокрашивку с использованием специфических для PGC маркеров (SSEA1 и DAZL) согласно стандартнымпротоколам 39 (рисунок 2C,D).
    3. Проведите ПЦР-анализ по определению пола согласно стандартнымпротоколам 40 (рисунок 2E).

3. Валидация компетентности зародышевой линии культивируемых PGC с использованием маркировки PKH26

  1. Собирайте ПГК, когда они достигнут фазы роста логафонов, обычно при плотности примерно 1–5 × 105 клеток на скважину в плите с 12 колодцами.
  2. Пеллетируйте клетки, центрифугируя при 200 × г в течение 5 минут при комнатной температуре (примерно 20-25 °C), затем суспензируйте в 1× PBS и оцените жизнеспособность с помощью трипан-синего.
  3. Подготовьте разбавляющий C из набора PKH26 Red Fluorescent Cell Linker Kit для общей маркировки клеточной мембраны и уравновесьте его до комнатной температуры (примерно 20-25 °C).
  4. Восстановить краситель PKH26 и приготовить рабочий раствор в разбавлении C с конечной концентрацией примерно 1-2 мкм.
  5. Суспензируйте гранулу PGC в 1 мл разбавления C. Быстро добавьте 1 мл раствора PKH26 (соотношение 1:1), аккуратно перемешайте и инкубуйте 2-5 минут при комнатной температуре (примерно 20-25 °C).
  6. Быстро добавьте рабочий раствор PKH26 1 мл в суспензию ячейки (соотношение 1:1), аккуратно перемешайте с помощью пипетирования и инкубуйте при комнатной температуре (примерно 20-25 °C) в течение 2-5 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не превышайте рекомендуемое время инкубации.
  7. Остановить окрашивание, добавив в 2-4 раза больше объёма FBS или 1%-5% BSA в PBS.
  8. Центрифуга при 200 × г, 5 минут при комнатной температуре (примерно 20-25 °C); три раза с помощью PGC посева или 1× PBS + 0,1% BSA.
  9. Ресуспензировать клетки в буфере для инъекций (среда для культуры PGC или 1× PBS + 0,1% BSA) при концентрации 1-5 × 104–1 × 105 клеток/мкл. Храните их на льду на короткое время для сохранения жизнеспособности.
  10. Перед инъекцией проверьте маркировку под флуоресцентным микроскопом (рисунок 3A).
  11. Введите более 3000 жизнеспособных маркированных PGC, подсчитанных с помощью трипан-синего, в эмбрионы HH стадий 14-17 и инкубировать до 6-го дня (рисунок 3B).
  12. Подтвердите колонизацию гонад реципиента к 6-му дню (рисунок 3C).

4. Трансплантация донорских ПГК в эмбриональный кровеносный сосуд реципиента

  1. Инсижируйте яйца до стадии HH 14-17 (37 °C, влажность 60-70%, покачивание при 45° каждый час).
  2. Подготовьте стеклянную капиллярную микропипетку с использованием боросиликатной стеклянной трубки (внешний диаметр 1,0 мм, внутренний диаметр 0,5–0,75 мм). Вытяните капилляр с помощью микропипетки и отполируете кончик до внутреннего диаметра примерно 10-20 мкм.
  3. Создайте небольшое окно (примерно 0,5 см × 0,5 см) на заострённом конце яйцеклетки, чтобы обеспечить микроинъекцию и минимизировать возмущение эмбриона.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед открытием окна стерилизуйте скорлупу 70% этанола, чтобы предотвратить загрязнение.
  4. Введите 2 мкл суспензии с более чем 3000 PGC в 1× PBS или HBSS в дорсальную аорту под стереомикроскопом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Проводите инъекцию под стереомикроскопом, чтобы не повредить эмбрион или кровеносные сосуды, и аккуратно манипулируйте иглой для микроинъекции для предотвращения травм.
  5. Запечатайте окно яиц керофиновой пленкой; Разместить острый конец яйца вниз и инкубировать до вылупления при 37,5 °C, влажности 60-70%, с покачиванием под углом 45° каждый час.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте подходящую температуру и влажность для обеспечения жизнеспособности эмбриона и успешного развития.

5. Валидация зародышевой химеры

  1. После вылупления соберите яичок или яичник у птенца G0.
  2. Извлекать геномную ДНК из собранных тканей гонады для подтверждения формирования зародышевой химеры. Проведите экстракцию геномной ДНК из собранных гонадных тканей следующим образом:
    1. Собрать яичичную ткань, гомогенизировать его в 300 мкл лизисного буфера (2 мМ Tris-HCl (pH 8,0), 10 мМ ЭДТА, 1% SDS), содержащего 1,5 мкл протеиназы K, и инкубировать при 60 °C в течение часа для полного лизисирования.
    2. Добавьте 100 мкл раствора для осаждения белка (7 м ацетата аммония), тщательно перемешайте и центрифугуйте при 12 000 × г в течение 10 минут при 4 °C.
    3. Перенесите супернатант (водную фазу) в новую трубку, добавьте 500 мкл изопропанола для осаждения ДНК и центрифугуйте при 12 000 × г в течение 10 минут при 4 °C.
    4. Сбросьте супернатант, добавьте 1 мл этанола 70% и центрифугуйте при 12 000 × г в течение 10 минут при 4 °C.
    5. Удалите этанол, высушите ДНК-гранулу на воздухе при комнатной температуре в течение 10 минут.
    6. Элюируйте ДНК с помощью 50 мкл воды без РНазы и измеряйте концентрацию и чистоту ДНК с помощью спектрофотометра (A 260/A 280 ≈ 1.8).
    7. Регулируйте ДНК до 10-5 нг на каждую ПЦР-реакцию.
  3. Выполнить усиление ПЦР с использованием видоспецифических праймеров, разработанных (Таблица 1) при следующих условиях: 94 °C в течение 3 минут, затем 35 циклов 94 °C в течение 30 с, 68 °C 30 с и 72 °C 30 с, плюс окончательное удлинение при 72 °C в течение 5 минут (рисунок 4A).
  4. Собрать сперму у полового зрелого самца G0, извлечь ДНК сперматозоидов по тому же протоколу и провести ПЦР с использованием видоспецифических праймеров (рисунок 4B).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Пролиферация in vitro и характеристика куриных PGC
Целые гонадальные клетки, содержащие ПГК, были выделены из эмбрионов на стадиях ГГ 26-28 и культивированы в определённых условиях культуры ПГК. Со временем гонадальные стромальные клетки либо прилипали к поверхности культуры, либо подвергались деградации, тогда как ПГК оставались в суспензии и начали активно размножаться (рисунок 2A). Примерно через две недели культуры популяция PGC расширилась ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Трансплантация культивированных первичных зародышевых клеток (PGC) в эмбрионы-реципиенты обеспечивает надёжный метод получения зародышевых химер у кур. Этот протокол использует внутренний потенциал зародышевой линии ПГК и улучшает экспериментальную согласованность по сравнению с традиционными системами на базе бластодермы, которые склонны к мозаицизму и изменчивости развития. Важным преимуществом этого метода является селективное расширение ПГК in vitro при определённых условиях...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым правительством Кореи (MSIT) [RS-2024-00418297], а также Совместной исследовательской программой по развитию науки и технологий в сельском хозяйстве [RS-2025-02213489] Корейской администрации развития сельских районов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1x PBS ХиклонSH30256
2-меркаптоэтанолGibco21985023
Антимикотический раствор антибиотиков (100 раз)Gibco15240062
Анти-DAZL антителаAbcamab215718
Стерильная куриная сывороткаРоклендD102-00-0500
Дезоксирибонуклеаза I из поджелудочной железы крупного рогатого скотаСигма Олдрич9003-98-9
одноразовые микропипеты Drummond Microcaps Драммондская научная компания1-000-0500
Нуклеозиды EmbryoMax (100 раз)MerckES-008-D
FBS (Характеризованный плод бычьего скота, США, 500 мл)ХиклонSH30919
Добавка GlutaMAXGibco35050061
KnockOut DMEMGibco10829018
Раствор незаменительных аминокислот MEMGibco11140050
Лабораторная плёнка Parafilm MАмкорPM996 
PKH26 Набор для линкера красных флуоресцентных клеток для общей маркировки клеточных мембранСигма ОлдричPKH26GL-1KT
Очищенное антитело против мышей/человека CD15 (SSEA-1)Биолегенда125602
Рекомбинантный человеческий FGF базовый/FGF2/bFGF (146 aa) Белок  R& Системы D  233-FB
ReliaPrep РНК минипреп системыPromegaZ6011
Пируват натрия (100 мм)Gibco11360070
Раствор Trypan BlueSigmaT8154-100ML
Трипсин-ЭДТА (0,5%), без фенол-красногоGibco™15400054

Ссылки

  1. van de Lavoir, M. C., et al. Germline transmission of genetically modified primordial germ cells. Nature. 441 (7094), 766-769 (2006).
  2. Macdonald, J., Glover, J. D., Taylor, L., Sang, H. M., McGrew, M. J. Characterisation and germline transmission of cultured avian primordial germ cells. PLoS One. 5 (11), e15518(2010).
  3. Choi, J. W., et al. Basic fibroblast growth factor activates MEK/ERK cell signaling pathway and stimulates the proliferation of chicken primordial germ cells. PLoS One. 5 (9), e12968(2010).
  4. Macdonald, J., et al. Efficient genetic modification and germline transmission of primordial germ cells using piggyBac and Tol2 transposons. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (23), E1466-E1472 (2012).
  5. Park, T. S., Han, J. Y. PiggyBac transposition into primordial germ cells is an efficient tool for transgenesis in chickens. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (24), 9337-9341 (2012).
  6. Lee, H. J., et al. DMRT1 gene disruption alone induces incomplete gonad feminization in chicken. FASEB J. 35 (9), e21876(2021).
  7. Kang, S. J., et al. Reproduction of wild birds via interspecies germ cell transplantation. Biol Reprod. 79 (5), 931-937 (2008).
  8. Wernery, U., et al. Primordial germ cell-mediated chimera technology produces viable pure-line Houbara bustard offspring: potential for repopulating an endangered species. PLoS One. 5 (12), e15824(2010).
  9. Eyal-Giladi, H., Kochav, S. From cleavage to primitive streak formation: A complementary normal table and a new look at the first stages of the development of the chick. I. General morphology. Dev Biol. 49 (2), 321-337 (1976).
  10. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. J Morphol. 88 (1), 49-92 (1951).
  11. Ukeshima, A., Yoshinaga, K., Fujimoto, T. Scanning and transmission electron microscopic observations of chick primordial germ cells with special reference to the extravasation in their migration course. J Electron Microsc (Tokyo). 40 (2), 124-128 (1991).
  12. Fujimoto, T., Ukeshima, A., Kiyofuji, R. The origin, migration and morphology of the primordial germ cells in the chick embryo. Anat Rec. 185 (2), 139-145 (1976).
  13. Meyer, D. B. The migration of primordial germ cells in the chick embryo. Dev Biol. 10, 154-190 (1964).
  14. Kim, Y. M., Han, J. Y. The early development of germ cells in chicken. Int J Dev Biol. 62 (1-2-3), 145-152 (2018).
  15. Park, T. S., et al. Deposition of bioactive human epidermal growth factor in the egg white of transgenic hens using an oviduct-specific minisynthetic promoter. FASEB J. 29 (6), 2386-2396 (2015).
  16. Kim, Y. M., et al. The transgenic chicken derived anti-CD20 monoclonal antibodies exhibits greater anti-cancer therapeutic potential with enhanced Fc effector functions. Biomaterials. 167, 58-68 (2018).
  17. Rengaraj, D., et al. Dissecting chicken germ cell dynamics by combining a germ cell tracing transgenic chicken model with single-cell RNA sequencing. Comput Struct Biotechnol J. 20, 1654-1669 (2022).
  18. Park, J. S., et al. Production of recombinant human IgG1 Fc with beneficial N-glycosylation pattern for anti-inflammatory activity using genome-edited chickens. Commun Biol. 6 (1), 589(2023).
  19. Idoko-Akoh, A., et al. Creating resistance to avian influenza infection through genome editing of the ANP32 gene family. Nat Commun. 14 (1), 6136(2023).
  20. Ono, T., Yokoi, R., Aoyama, H. Transfer of male or female primordial germ cells of quail into chick embryonic gonads. Exp Anim. 45 (4), 347-352 (1996).
  21. Reynaud, G. The transfer of turkey primordial germ cells to chick embryos by intravascular injection. J Embryol Exp Morphol. 21 (3), 485-507 (1969).
  22. Liu, C., et al. Production of chicken progeny (Gallus gallus domesticus) from interspecies germline chimeric duck (Anas domesticus) by primordial germ cell transfer. Biol Reprod. 86 (4), 101(2012).
  23. van de Lavoir, M. C., et al. Interspecific germline transmission of cultured primordial germ cells. PLoS One. 7 (5), e35664(2012).
  24. Naito, M., Tajima, A., Tagami, T., Yasuda, Y., Kuwana, T. Preservation of chick primordial germ cells in liquid nitrogen and subsequent production of viable offspring. J Reprod Fertil. 102 (2), 321-325 (1994).
  25. Tajima, A., Naito, M., Yasuda, Y., Kuwana, T. Production of germline chimeras by transfer of cryopreserved gonadal primordial germ cells (gPGCs) in chicken. J Exp Zool. 280 (3), 265-267 (1998).
  26. Carsience, R. S., Clark, M. E., Verrinder Gibbins, A. M., Etches, R. J. Germline chimeric chickens from dispersed donor blastodermal cells and compromised recipient embryos. Development. 117 (2), 669-675 (1993).
  27. Petitte, J. N., Liu, G., Yang, Z. Avian pluripotent stem cells. Mech Dev. 121 (9), 1159-1168 (2004).
  28. Petitte, J. N., Clark, M. E., Liu, G., Verrinder Gibbins, A. M., Etches, R. J. Production of somatic and germline chimeras in the chicken by transfer of early blastodermal cells. Development. 108 (1), 185-189 (1990).
  29. Pain, B., et al. Long-term in vitro culture and characterisation of avian embryonic stem cells with multiple morphogenetic potentialities. Development. 122 (8), 2339-2348 (1996).
  30. Rossello, R. A., et al. Mammalian genes induce partially reprogrammed pluripotent stem cells in non-mammalian vertebrate and invertebrate species. Elife. 2, e00036(2013).
  31. Lu, Y., et al. Avian-induced pluripotent stem cells derived using human reprogramming factors. Stem Cells Dev. 21 (3), 394-403 (2012).
  32. Kim, Y. M., Park, Y. H., Lim, J. M., Jung, H., Han, J. Y. Technical note: Induction of pluripotent stem cell-like cells from chicken feather follicle cells. J Anim Sci. 95 (8), 3479-3486 (2017).
  33. Han, J. Y., et al. Production of quail (Coturnix japonica) germline chimeras by transfer of Ficoll-enriched spermatogonial stem cells. Theriogenology. 154, 223-231 (2020).
  34. Pramod, R. K., et al. Isolation, characterization, and in vitro culturing of spermatogonial stem cells in Japanese Quail (Coturnix japonica). Stem Cells Dev. 26 (1), 60-70 (2017).
  35. Park, T. S., et al. Improved germline transmission in chicken chimeras produced by transplantation of gonadal primordial germ cells into recipient embryos. Biol Reprod. 68 (5), 1657-1662 (2003).
  36. Chang, I. K., et al. Production of germline chimeric chickens by transfer of cultured primordial germ cells. Cell Biol Int. 21 (8), 495-499 (1997).
  37. Nakamura, Y., et al. Migration and proliferation of primordial germ cells in the early chicken embryo. Poult Sci. 86 (10), 2182-2193 (2007).
  38. Kuwana, T. Migration of Avian Primordial Germ Cells toward the Gonadal Anlage: (avian/PGC/migration/presumptive gonad/chimera). Dev Growth Differ. 35 (3), 237-243 (1993).
  39. Jung, K. M., Kim, Y. M., Ono, T., Han, J. Y. Size-dependent isolation of primordial germ cells from avian species. Mol Reprod Dev. 84 (6), 508-516 (2017).
  40. Ogawa, A., et al. Molecular characterization and cytological mapping of a non-repetitive DNA sequence region from the W chromosome of chicken and its use as a universal probe for sexing carinatae birds. Chromosome Res. 5 (2), 93-101 (1997).
  41. Park, K. J., et al. Gamma-irradiation depletes endogenous germ cells and increases donor cell distribution in chimeric chickens. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 46 (10), 828-833 (2010).
  42. Nakamura, Y., et al. Germline replacement by transfer of primordial germ cells into partially sterilized embryos in the chicken. Biol Reprod. 83 (1), 130-137 (2010).
  43. Song, Y., D'Costa, S., Pardue, S. L., Petitte, J. N. Production of germline chimeric chickens following the administration of a busulfan emulsion. Mol Reprod Dev. 70 (4), 438-444 (2005).
  44. Lee, H., et al. Compensatory proliferation of endogenous chicken primordial germ cells after elimination by busulfan treatment. Stem Cell Res Ther. 4 (6), 136(2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

CRISPR Cas9

Похожие статьи