Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Шейная модель на основе шейного шва без манжет для вторичной гетеротопической трансплантации сердца для оценки донорско-специфической иммунной толерантности у мышей

468 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69966

⸱

13 марта 2026 г.

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол представляет собой метод трансплантации гетеротопического сердца шейки матки без манжет, основанный на швах у мышей, предназначенный для надёжного размещения второго гетеротопического сердечного трансплантата для оценки донорско-специфической иммунной толерантности при физиологических условиях с минимальным вмешательством чужеродных веществ.

Аннотация

Гетеротопическая трансплантация сердца у мышей — хорошо зарекомендовавшая себя модель для изучения отторжения аллотрансплантата и иммунной толерантности. В исследованиях толерантности для оценки специфичности донора часто требуется установка второго гетеротопического кардиологического трансплантата, при этом шейная область служит идеальным анатомическим участком. Хотя методы на основе манжет упрощают сосудистые анастомозы, эти методы вводят искусственные материалы, способные способствовать перианастомотическому воспалению, изменять гемодинамику и затруднять иммунологические анализы. Кроме того, сужение сосудов, вызванное генетическими модификациями, иммуносупрессивной терапией, поздним возрастом реципиента или хроническими экспериментальными состояниями, может технически затруднить установку манжет в сосудах малого калибра. Здесь мы представляем технику трансплантации гетеротопического сердца шейки матки у мышей без манжет и на основе швов. Этот метод избегает использования внутрисветовых полимеров, сохраняет физиологический кровоток и снижает осложнения, связанные с изменённой динамикой потока. Протокол включает тщательную подготовку сосудов донора и реципиента, сквозные микроанастомозы сонной артерии и наружной яремной вены, интраоперационную оценку проходимости и послеоперационные стратегии мониторинга. Минимизируя использование искусственных материалов и адаптируясь к сосудам малого калибра, эта техника без манжет создаёт физиологическую и воспроизводимую платформу для вторичной трансплантации сердца. Этот подход позволяет проводить строгие механистические исследования донорско-специфической толерантности в моделях трансплантации сердца у мышей.

Введение

Трансплантация сердца — это спасающее жизнь вмешательство для пациентов с терминальной стадиейсердечной недостаточности 1. Реципиентам с сердечными аллотрансплантатами требуется пожизненная иммуносупрессивная терапия для предотвращенияотторжения 2. Несмотря на иммуносупрессию, долгосрочная выживаемость трансплантата остаётся нарушенной острым и хроническим отторжением, особенно антитело-опосредованным отторжением (AMR) и кардиологической аллотрансплантальной васкулопатией (CAV)3. Кроме того, эти схемы имеют значительные побочные эффекты, включая нефротоксичность, метаболический синдром, инфекции и злокачественные опухоли, которые снижают как трансплантат, так и выживаемостьпациентов 2,4. Эти трудности подчёркивают острую необходимость иммунной толерантности — состояния, при котором иммунная система реципиента принимает донорский трансплантат без необходимости пожизненнойиммуносупрессии 5. Достижение толерантности позволит устранить токсичность, связанную с лекарствами, снизить риск инфекций и злокачественных заболеваний, предотвратить хроническое аллоиммунное повреждение и позволит отмену стероидов, тем самым улучшая метаболический контроль и сохраняя функцию трансплантата. Хотя многократные стратегии толерантности показали перспективы на животных моделях, включая смешанный химеризм, костимуляторную блокаду, регуляторные клеточные инфузии и генно-таргетированные подходы, клиническая трансляция остаётсяограниченной 6,7,8,9. Значительным препятствием является необходимость надёжных моделей in vivo, которые тщательно проверяют донорскуютолерантность 5.

Гетеротопическая трансплантация сердца мышей — мощная и широко используемая экспериментальная модель для изучения механизмов отторжения и толерантностиаллотрансплантата 10,11,12,13,14. Наличие генетически определённых штаммов мышей и трансгенных моделей позволяет тщательно анализировать иммунные пути, участвующие в повреждении трансплантата и регулировании 9,15,16. В исследованиях толерантности для оценки донорской специфичности иммунной регуляции часто требуется вторая гетеротопическая трансплантация сердца, как донорская, так и третья сторона. Шейная область обеспечивает идеальный анатомический участок для второй трансплантации, обеспечивая прямой хирургический доступ, надёжный мониторинг трансплантата с помощью пальпации или визуализации, а также эффективное извлечение тканей для иммунологических и гистологических анализов 8,19. Эти особенности делают шейную модель особенно ценной для изучения механизмов индукции и отторжения толерантности в широком спектре условий трансплантации.

За последние три десятилетия было описано несколько методов гетеротопической трансплантации сердца шейки матки с использованием швов. Ранние исследования показали, что шея является возможным местом для имплантации трансплантата и прямого функционального мониторинга с использованием швных анастомозов от конца до конца между сосудами донора и сонной и яремной системойреципиента 20. Другие группы сообщали о конфигурации без манжет рукавов как альтернативный способ закрепления донорской легочной артерии или аорты к шейнойсосудистой 21. Была предложена новая модель шейного шва на основе конечных швов для сохранения естественной непрерывности сонной артерии и более точного приближения геометрии стандартного брюшного анастомоза от конца кбоку 22. Вместе эти подходы подчёркивают универсальность шейного участка и иллюстрируют необходимые компромиссы между технической сложностью, гемодинамикой и количеством чужереродных веществ на анастомотической границе.

Одним из широко применяемых сосудистых анастомостических методов при трансплантации шейного сердца у мышей является метод внутрилюминальной манжеты 23,24,25,26. Шейные методы на основе манжет вводят внутрилюминальные стенты для упрощения микроваскулярных анастомозов и повышения технической успешности, особенно для менее опытныхмикрохирургов 24,25,26. Хотя методы на основе манжет упрощают техническую задачу соединения сосудов, эта техника вводит инородные вещества в анестомотическое место. Наличие полимеров может способствовать перианастомотическому воспалению, изменять местную гемодинамику и потенциально запутать иммунныеанализы 27,28. Кроме того, сужение сосудов реципиента, будь то генетически модифицированные штаммы мышей, иммуносупрессивное лечение, запущенный возраст реципиента или хронические экспериментальные состояния, может сделать установку манжет технически сложной в сосудах малогокалибра 29.

Чтобы устранить эти ограничения, мы разработали полностью без манжет и основанную на швах методику трансплантации гетеротопического сердца шейного отдела. В этой конфигурации сонная артерия реципиента анастомозируется от конца до конца восходящей аорты донора, а наружная яремная вена реципиента анастомозируется от конца до конца к легочному стволу донора, обеспечивая прямой вход и выход для коронарной перфузии (рисунок 1A). Минимизируя использование внутрилюминального синтетического материала, этот подход избегает прямого контакта полимера с кровью в анастомотическом участке и концептуально привлекателен для исследований, сосредоточенных на локальных иммунных и воспалительных реакциях. Метод включает тщательную подготовку сосудов донора и реципиента, а также микроанастомозов сонной артерии и наружной яремной вены. Кроме того, проводятся интраоперационная оценка прозрачности и послеоперационный мониторинг. На практике эта модель шейного отдела без манжет применяется, когда требуется вторичный кардиологический трансплантат для проверки донорско-специфической толерантности после абдоминального трансплантата с долгосрочной выживаемостью, особенно у трансгенных или иммуносупрессированных мышей с сосудами малого калибра. Однако эта техника также требует продвинутых микрохирургических знаний и доступа к операционному микроскопу; Дополнительные ограничения, связанные с перевязкой сонной артерии и выбором реципиента, обсуждаются ниже. Обеспечивая воспроизводимую платформу, эта техника повышает как надёжность моделей вторичной трансплантации, так и поддерживает механистические исследования донорско-специфической толерантности в мышиных системах. Этот протокол использует анастомозы от конца до конца, соединяя сонную артерию реципиента с восходящей аортой донора, а наружную яремную вену реципиента — с легочным стволом донора, обеспечивая устойчивую коронарную перфузию трансплантата (рисунок 1B). Анастомозы от конца до конца создают простой паттерн притока и выхода, который надежно поддерживает коронарную перфузию в этой модели.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Мыши были закуплены у лаборатории Джексона. В исследование были включены как самцы, так и самки мышей в возрасте 6–10 недель и весом 20–30 г на момент первой пересадки сердца. Доноры и получатели содержались в условиях определённого отсутствия патогенов (SPF) в центре для грызунов Массачусетской общей больницы. Все процедуры проводились гуманно в соответствии с руководящими принципами NIH по уходу и использованию лабораторных животных. Все эксперименты на животных были одобрены и проведены под надзором Институционального комитета по уходу и использованию животных (IACUC) в Массачусетской общей больнице (номер протокола 2020N000125). В таблице материалов перечислены все реагенты, приборы и оборудование, используемые в этом протоколе. Перед началом экспериментов требуется одобрение IACUC. Все мыши содержат и содержат их в соответствии с институциональными рекомендациями и применимыми нормативными стандартами.

1. Подготовка животных и инструментов

  1. Перед операцией стерилизуйте все инструменты, подвергая их воздействию насыщенного пара при температуре 250 °F (121 °C) под давлением в течение 20 минут. Необходимые микрохирургические инструменты показаны на рисунке 2. Защитите наконечники микрохирургических инструментов, чтобы избежать повреждений. Немедленно заменяйте сломанные или деформированные инструменты для поддержания оптимального успеха операции.
  2. Предоперационный уход реципиента
    1. В этом протоколе используются мыши-реципиенты, ранее имплантированные гетеротопическим сердечным трансплантатомбрюшной полости 10,11,12. Убедитесь, что реципиенты здоровы, что первичный разрез полностью зажил и не содержит инфекции, а также что брюшной трансплантат продолжает биться. Выполните эту вторичную шейную трансплантацию между послеоперационным днем (POD) 50–100 после абдоминального трансплантата. Используйте только получателей с функционирующим брюшным трансплантатом, так как это протоколтолерантности 8,17.
    2. Мыши с быстрым рецептиумом в течение 1–2 часов до процедуры, чтобы минимизировать риск аспирации. Вводите Ethiqa XR (бупренорфин с пролонгированным высвобождением, 3,25 мг/кг) и мелоксикам (5 мг/кг) подкожно для обезболивания. Ethiqa XR обеспечивает длительное обезболивание до 72 часов30 минут.
  3. Подготовка доноров
    1. Выбирайте донорских мышей соответствующего сорта по полу и возрасту в соответствии с дизайном исследования. Для исследований иммунной толерантности к кардиолографту донорские группы могут включать сингенные (тот же штамм, что и реципиент), аллогенные доноры (тот же штамм, что и основной донор трансплантации сердца) и аллогенные третьи лица (отличный штамм от основного донора и реципиента).
    2. Подтвердите состояние здоровья и соответствующий период адаптации всех донорских и реципиентных мышей перед анестезией.

2. Анестезия

  1. Индукция анестезией и поддержка
    1. Индуцировать анестезию с 1% - 2,5% изофлурана в кислороде (поток 1 - 2 л/мин) с помощью прецизионного испарителя в индукционной камере. Поддерживайте анестезию через носовой конус или эндотрахеальную трубку. Нанесите ветеринарную офтальмологическую смазку на оба глаза мыши, чтобы предотвратить высыхание роговицы под анестезией.
    2. Подтвердите глубину анестезии по отсутствию рефлектора отмены педалей. Положите животное на грелку, чтобы поддерживать температуру тела на протяжении всей процедуры.

3. Сбор донорского сердца

  1. Контакт с донорами
    1. Положите донорскую мышь в положение лежа на спине и закрепите конечности скотчем. Удалите волосы и продезинфицируйте кожу 3 раза мазками с 70% изопропиловым спиртом.
    2. Проведите лапаротомию по средней линии, затем стернотомию по средней линии с помощью тонких ножниц, чтобы обнажить брюшную и грудную полость. Аккуратно мобилизуйте кишечник на левую сторону влажной марлей. Положите под кишечник марлю, пропитанную физиологическим раствором, чтобы поддерживать гидратацию.
  2. Перфузия и забор донорского сердца
    1. Приготовьте холодный гепаринизированный физиологический раствор (125 МЕ/мл) и загрузите 0,2–0,3 мл в шприц объемом 0,5 мл.
    2. Аккуратно канюируйте нижнюю полую вену иглой или катетером на 26–30 г. Медленно вводите 2–3 мл холодного гепаринизованного физиологического раствора за 30 секунд. Подождите минимум 1–2 минуты, чтобы оптимизировать гепаринизацию.
    3. Проведите двустороннюю торакотомию для максимальной визуализации сердца. Отдельте переднюю грудную клетку от спинной и отражайте её вверх, закрепляя иглой или зажимом.
    4. Грубое рассечение соединительной ткани между восходящей аортой (AA) и легочным стволом (PT; Рисунок 3A).
    5. Перевязать нижние и верхние полые вены 8-0 нейлоновыми швами близко к сердцу и пересекти перевязанные сосуды дистально от лигатур. Прямо разобрать физиотерапевта как можно дальше.
    6. Связывайте левую и правую лёгочные вены вместе нейлоновым швом размером 6–0 и перерезайте сосуды дистально от связки.
    7. Исключите сердце, сохраняя достаточную длину АА, перерезая в начале брахиоцефальной артерии и ПТ. Сохраняйте переднюю стенку ПТ как можно дольше. Сократите АА и ПТ для обеспечения надёжного анастомоза (рисунок 3B).
    8. Поместите сердце в 60-мм контейнер для клеточной культуры, наполненную охлаждённым физиологическим раствором, и аккуратно повторно пропустите донорское сердце дополнительным 1 мл холодного гепаринизированного физиологического раствора (125 МЕ/мл) через АА или ПТ, чтобы промыть остатки крови. Избегайте инъекций высокого давления, чтобы предотвратить отёк миокарда или повреждение сосудов. По мере необходимости подправляйте сосуды на охлажденной тарелке.
    9. Поместите сердце в холодный раствор лактата Рингера на лёд до имплантации. Донорское сердце лучше всего имплантировать в течение 90 минут после холодной ишемии и не сохранять более 120 минут.

4. Экспозиция шейной области реципиента

  1. Разрез и изоляция сосудов
    1. Индуцировать анестезию с 1% - 2,5% изофлурана в кислороде (поток 1 - 2 л/мин) с помощью прецизионного испарителя в индукционной камере. Поддерживайте анестезию с помощью носового конуса или эндотрахеальной трубки. Подтвердите достаточную глубину анестезии по отсутствию рефлекса отмены педалей. Введите 0,5 мл тёплого нормального физиологического раствора подкожно в дорсальную область реципиента для пополнения жидкости.
    2. Положите получателя на грелку, чтобы поддерживать температуру тела. Побрить всю шейную область. Поставьте мышь в положение на спине, чтобы хвост был обращён к оператору. Обездвижите голову, конечности и хвост скотчем, чтобы обеспечить надёжную фиксацию без чрезмерного растяжения. Нанесите по одной капле офтальмологической смазки на каждый глаз, чтобы предотвратить пересыхание. Дезинфицируйте кожу шейки матки три раза мазками с 70% изопропиловым спиртом.
    3. Сделайте продольный кожный разрез с перевёрнутой Т-образной формой на шее от грудины до правого нижнечелюстного угла (дополнительный рисунок 1A).
    4. Грубо мобилизуйте правую наружную яремную вену (EJV) от правой медиальной ключицы до её основного срастания. Прижигание и пересечение малых ветвей EJV (рисунок 4B).
    5. Изолируйте правую долю щитовидной железы и пересечьте её с помощью прижигания. Перерезать грудинномастовидную мышцу путём прижигания, чтобы обнажить правую сонную артерию (КА).
    6. Грубо мобилизуйте правый CA максимально выше бифуркации сонной артерии (рисунок 4C).
    7. Приложите небольшой сосудистый зажим к проксимальной части КК. Наместите нейлоновую лигатуру диаметром 10 - 0 вокруг дистальной части на уровне бифуркации сонной артерии, чтобы блокировать кровоток.
    8. Примените нейлоновую лигатуру 10 - 0 к проксимальной части EJV на уровне зажима CA. После расширения EJV прекратите кровотечение из ранее прижжёгшихся и пересечених мелких ветвей. Определите слияние ретромандибулярной и задней ушной вен по мере расширения EJV и установите небольшой сосудистый зажим в этом месте, чтобы закрыть поток.
  2. Подготовка к сосудистому анастомозу
    1. Перерезайте EJV и CA между лигатурой и зажимом с помощью тонких ножниц.
    2. Промывайте сосуды обычным физиологическим раствором, чтобы удалить кровь и тромбы. Поддерживайте операционное поле влажным на протяжении всей процедуры имплантации трансплантата.

5. Имплантация трансплантата

  1. Установка трансплантата
    1. Разместите донорский сердечный трансплантат вверх ногами в шейной области реципиента, при этом физиотерапевт ориентирован вбок, а восходящую аорту (AA) — медиально.
    2. Накройте трансплантат влажной марлей, оставив ПТ и АА открытыми. Марля защищает и стабилизирует трансплантат, улучшая визуализацию.
  2. Анастомоз сосудов
    1. Анастомозируйте донорский АА от конца до конца к реципиенту с помощью 11–0 нейлоновых швов с помощью рукава, а поверхностные укусы донора АА к КА реципиента. Избегайте чрезмерного напряжения (рисунок 4D).
    2. Анастомозируйте донора-физиотерапевта от конца до конца к реципиенту EJV, используя 11–0 нейлоновых швов с помощью рукава, с поверхностными прикусами донора к EJV реципиента. Избегайте чрезмерного напряжения (рисунок 4E).
    3. Снимите дистальный зажим EJV. Снимите проксимальный зажим CA для восстановления кровотока (рисунок 4F). Трансплантат должен немедленно заполниться кровью, покраснеть и сократиться в течение 1–2 минут (дополнительное видео 1). Нанесите несколько капель теплого физиологического раствора 37 °C на трансплантат, чтобы восстановить сократимость.
    4. Аккуратно сжимайте анастомотики хлопковыми наконечниками, чтобы добиться гемостаза.
  3. Защёлка кармана
    1. Разместить трансплантат надёжно внутри шейного кармана, не перекручивая и не сжимая сосуды и трахею.
    2. Шейный разрез закройте 6 - 0 впитываемых швов простым прерванным стежком (дополнительный рисунок 1B). Не закрываете место операции бинтом; Оставьте территорию открытой для проветривания.

6. Послеоперационный уход и мониторинг

  1. Немедленный мониторинг
    1. Поместите животное в тёплую камеру восстановления не менее чем на 1 час. Обратите внимание на наличие аномальных проявлений поведения, таких как дезориентация, тремор или неспособность передвигаться.
    2. Введите 0,3 мл тёплого физиологического раствора подкожно для замены жидкости. Переместите получателя в стерилизованную новую клетку с питательным гелем. Пересаженные животные по отдельности и не возвращают их в групповое содержание до полного выздоровления, что подтверждается нормальной подвижностью и поведением.
    3. Вводите мелоксикам (5 мг/кг, подкожно) каждые 12 часов в течение 72 часов после операции. Хирург и ветеринар регулярно осматривают животных в период восстановления.
    4. Гуманно усыпить, если у животного > 20% массы тела, сильный отёк в месте операции, признаки инфекции, вялости или другие признаки страдания, используя вдыхание CO₂ согласно институциональным рекомендациям.

7. Экспериментальные конечные точки

  1. Сбор тканей
    1. Забирайте трансплантаты в заранее определённые моменты для гистопатологии или иммунологического анализа. Для проточной цитометрии и гистопатологии собирают ткани за 2–3 дня до ожидаемого прекращения пульсации трансплантата, на основе предварительных экспериментов.
    2. Соберите трансплантат, селезёнку, лимфатические узлы и образцы крови в соответствии с требованиями дизайна исследования.
  2. Анализ выживаемости
    1. Зафиксируйте время выживаемости трансплантата, определяемое как день, когда ощущаемая пульсация прекращается. Определите долгосрочную выживаемость (толерантность) при вторичной трансплантации цервикального сердца как устойчивую пульсацию донорского трансплантата спустя 50 дней после трансплантации, при этом гистопатология подтверждает отсутствие больших участков некроза.
    2. Постройте кривые выживаемости трансплантата с помощью анализа Каплана-Майера.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Схематический обзор процедуры гетеротопической трансплантации шейного сердца без манжет приведён на рисунке 1. Микроскопический вид сосудистых анастомозов показан на рисунке 1A, где восходящая аорта донора анастомозирована от конца до конца к концу к сонной артерии реципиента, а легочный ствол донора анастомозирован от конца к концу наружной яремной вены реципиента. Рисунок 1B демонстрирует паттерн ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Модели трансплантации сердца мышей сыграли ключевую роль в продвижении нашего понимания иммунологии трансплантации. С момента разработки оригинальной гетеротопической абдоминальной модели эти системы использовались для характеристики клеточных и молекулярных механизмов отторжения, тестирования новых иммуносупрессивных схем и оценки генетических модификаций как в донорском, так и в реципиентномштамме 8,17,31

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о конкурирующих интересах.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Американской кардиологической ассоциации 23CDA1049388 для T.J.B. и грантом Национальных институтов здоровья R01AI143887 L.V.R.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,5 мл инсулиншприцаКовидьен8881600350Подкожная инъекция
Инъекция хлорида натрия 0,9%BD1727170103Внутривенная инъекция
Нейлоновый шов 10-0AROSurgical InstrumentsT04A10N07-13Для микроскопической хирургии на мышах
Нейлоновый шов 11-0ETHICON9016GДля микроскопической хирургии на мышах
1 мл шприцBD309659Внутривенная инъекция
Игла 30G x 1/2BD305106Внутривенная инъекция
3 мл шприцBD309657Внутривенная инъекция
Нейлоновый шов 6-0ETHICONJ212HДля микроскопической хирургии на мышах
60-мм клеточная культивная пластинаFALCON353002Для сохранения привитка
Цветные алюминиевые корпусаТонкие научные инструменты20330-04Для микроскопических хирургических инструментов на мышах дезинфекция
Хлопковые наконечникиФишербранд14-960-3MОстановите кровотечение
Щипцы Dumont #5Тонкие научные инструменты11251-20Для микроскопической хирургии на мышах
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIДЖЕНЕРИКИ RX86084010030Анальгезия 
Отличные сестрыТонкие научные инструменты15400-12Для микроскопической хирургии на мышах
Марлевые губкиMEDLINENON25334Защитите прививку и промежутитесь
Тепловая лампа с основаниемНаучная фанфика о БрейнтриHL-1BУход после операции
Гепарин натрийNorthstar Rxllc.72603-412-01 Внутривенная инъекция
ИзофлуранАнестетик и анестетик Baxter Критический уход1001936060Для анестезии и анестезии;
Мазки изопропилового спиртаBD326895Дезинфицируйте кожу перед операцией
МикроскопКарл Цейсс303294-9903Для микроскопической хирургии на мышах
Мини-триммерНаучная фанфика о БрейнтриCLP-88Для удаления волос у мышей
Optixcare Eye Lube PlusAVENTIXOPX-4252Офтальмологическая смазка для защиты глаз во время операции
Пиветальный аллоксат (Мелоксикам)ПИВЕТАЛЬ21294589Анальгезия 
Портативный набор прижигающих приборовMcKesson Argent42295143Для микроскопической хирургии на мышах
Рингер' Буферный раствор с лактатомThermo ScientificAAJ67572APДля сохранения привитка
Подогреваемая площадка для мелких животныхK& H HM10Для операции на мышах
Транпорная белая хирургическая лента3M7100115870Исправьте конечность, голову и хвост мышей во время процедуры
Весальный зажимТонкие научные инструменты00398-02Для микроскопической хирургии на мышах

Ссылки

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Шейная модель на основе шейного шва без манжет для вторичной гетеротопической трансплантации сердца для оценки донорско-специфической иммунной толерантности у мышей
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.