Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Метод двухцветной фотометрии волокон для записи активности астроцит-нейронов в нескольких областях мозга во время обучения и запоминания

843 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70582

⸱

28 апреля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangxi Key Laboratory of Special Biomedicine/Advanced Institute for Brain and Intelligence, School of Medicine, Guangxi University, 2Brain Research Center and State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Third Military Medical University, 3Department of Neurology, Gansu Provincial Central Hospital

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол даёт комплексное описание метода одновременной записи кальциевых сигналов от нейронов и астроцитов в нескольких областях мозга, связанных с памятью, и демонстрирует его применение в парадигме обучения и поведения памяти.

Аннотация

Обучение и память критически зависят от координации между нейронами и астроцитами в распределённых областях мозга. Астроциты модулируют синаптическую трансмиссию и возбудимость нейронов, тем самым способствуя кодированию и консолидации информации в цепях, связанных с памятью. Внутри- и межрегиональные корреляции между астроцитами и нейронами имеют решающее значение для понимания нарушений памяти и когнитивных расстройств. Однако одновременный мониторинг активности астроцитов и нейронов в нескольких областях во время поведения памяти остаётся технически сложным. Здесь представлен метод, способствующий одновременной записи этих кальциевых сигналов от астроцитов и нейронов в нескольких областях, связанных с памятью. Эта стратегия сочетает специфические для клеток генетически кодируемые кальциевые индикаторы (GECI), многоканальную систему фотометрии волокон и синхронизированное поведенческое отслеживание для достижения мониторинга нейронных и астроцитных активностей в медиальной префронтальной коре (mPFC), области гиппокампа CA1 и медиальной энторинальной коре (MEC). Репрезентативные результаты демонстрируют координированную динамику кальция между регионами и типами клеток в ходе задачи распознавания объектов. Этот метод обеспечивает воспроизводимую и эффективную экспериментальную основу для изучения взаимодействий астроцитов и нейронов, лежащих в основе процессов обучения и памяти.

Введение

Обучение и память — это фундаментальные когнитивные процессы, связанные с получением, хранением и извлечением информации, что имеет решающее значение для формирования адаптивного поведения. Эти процессы лежат в основе различных сложных функций, таких как пространственная навигация, распознавание объектов, контекстуальная ассоциация и принятие решений. Кроме того, когнитивные дисфункциональные заболевания, включая болезнь Альцгеймера, возрастные когнитивные заболевания и травматические повреждения мозга, демонстрируют нарушения в формировании памяти 1,2,3. Поэтому для всестороннего понимания нейронных основ обучения и памяти необходимо прояснить динамическое взаимодействие между различными типами клеток. Это взаимодействие происходит внутри и между этими областями во время кодирования и извлечения информации.

Традиционно считалось, что образование памяти в основном определяется нейронной активностью. Однако обширные исследования показали, что астроциты существенно регулируют кодирование, консолидацию и поиск информации. Они достигают этого, модулируя синаптическую передачу, регулируя возбудимость нейронов, высвобождая глиотрансмиттеры и обеспечивая метаболическуюподдержку 4,5,6,7,8. Астроциты динамически взаимодействуют с нейронами, и двунаправленная коммуникация в совокупности называется «астроцит-нейронная сеть»9,10,11. Поэтому понимание координированных взаимодействий между астроцитами и нейронами крайне важно для понимания клеточных и сетевых механизмов обучения и памяти.

Обучение и память зависят от динамической интеграции информации между несколькими областями мозга. Взаимодействия между астроцитами и нейронами не ограничиваются локальными микросхемами, а распространяются на распределённые области мозга, связанные с памятью, включая медиальную префронтальную кору (mPFC), область гиппокампа CA1 и медиальную энторинальную кору (MEC). mPFC участвует в консолидации памяти и регуляции долгосрочной памяти; CA1 является центральным элементом эпизодического кодирования и реактивации памяти; а MEC служит центром пространственной и мультимодальной интеграции информации, предоставляя важный вход в гиппокампально-кортикальный контур 12,13,14,15,16. Накопленные данные свидетельствуют о том, что астроциты в этих областях участвуют в координированной межрегиональной динамике с нейронами, играя ключевую роль в потоке информации и переходах состояний во время обучения и памяти17,18.

Хотя признание синергетической функции астроцитов и нейронов в обработке памяти увеличилось, остаётся значительная техническая задача — одновременно отслеживать активность кальция как в астроцитах, так и в нейронах в нескольких областях мозга, связанных с памятью, во время поведения свободно движущихся животных. Двухфотонная съёмка обеспечивает высокое пространственное разрешение, но ограничена глубиной и фиксациейголовы — 19,20; Многоканальная электрофизиология позволяет записывать с высоким временным разрешением, но не обладает специфичностью к клеточному типу и не может различать астроцитные кальциевые сигналы. Таким образом, был разработан метод, позволяющий одновременно записывать астроцитные и нейронные кальциевые сигналы в нескольких областях мозга, связанных с памятью, у свободно движущихся мышей. Генетически кодированные кальциевые индикаторы (GECI) сообщают о внутриклеточной динамикеCa2+ черезCa2+-зависимые конформационные изменения CaM/M13, которые модулируют флуоресценцию генетически закодированных флуорофоров. Двухцветные подходы GECI используют спектрально разделяемые индикаторы, такие как зелёные и красные кальциевые сенсоры, а также промоторы, специфичные к типу клеток, чтобы одновременно записывать активность астроцитарной и нейроннойCa2+ в одной области мозга. Объединяя клеточно-специфические двуцветные GECI (GCaMP6f и jRGECO1a) и многоканальную систему фотометрии волокон, был достигнут мониторинг активности кальция в нейронах и астроцитах в mPFC, CA1 и MEC. Кроме того, взяв в пример задачу нового распознавания объектов (NOR), была продемонстрирована координация динамики кальция между областями мозга и типами клеток в учебных задачах. Этот метод является воспроизводимым, надёжным и масштабируемым протоколом для исследования активности ансамбля астроцит-нейронов в областях мозга во время обучения и памяти.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Третьего военного медицинского университета (Одобрение этики животных No: AMUWEC20230126) и проводились в соответствии с Руководством Третьего военного медицинского университета по уходу и использованию лабораторных животных для обеспечения этического обращения с животными. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

Для обеспечения безопасности экспериментатора все экспериментальные процедуры с участием живых животных и вирусных векторов проводились в защитной одежде, стерильных перчатках и маске. Все приборы тщательно стерилизовались перед использованием, а экспериментальные поверхности очищались 70% этанолом до и после каждого эксперимента. Оставшиеся материалы утилизировались в соответствии с институциональными правилами по утилизации отходов. Все реагенты и оборудование использовались так, чтобы избежать прямого контакта с кожей или глазами.

1. Подготовка животных и обработка вирусов

  1. Содержать 4-месячных мышей C57BL/6 (обоих полов) в 12-часовом цикле свет/темнота с импровзационным доступом к еде и воде.
  2. Оттаять аликвоты AAV5-GfaABC1D-GCaMP6f или AAV9-hSyn-jRGECO1a на льду при 0–4 °C непосредственно перед использованием.
  3. Подключите вытянутую стеклянную микропипетку (диаметр наконечника 15–25 мкм) к шприцу и установите её на микроинъекционный насос.
  4. Положите мышь на стерильную хирургическую платформу и продезинфицируйте все инструменты 70% этанолом.

2. Стереотаксичная вирусная инъекция

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовалась двухэтапная стратегия инъекции вируса. В текущих экспериментальных условиях эту стратегию можно надёжно и стабильно реализовать, а результирующий паттерн экспрессии соответствует ожидаемому, специфическому промотору для типа клетки.

  1. Первая операция: инъекция астроцитов AAV5-GfaABC1D-GCaMP6f (титр: 7 × 1012 vg/mL)
    1. Индуцировать анестезию с помощью 3% изофлурана в камере, затем поддерживать анестезию с помощью 0,8–1,2% изофлурана через носовой конус (согласно утверждённым институциональными протоколами).
    2. Поддерживайте температуру тела на уровне 37–38 °C с помощью грелки и наносите офтальмологическую мазь для предотвращения высыхания роговицы.
    3. Удалите волосы с кожи головы и тщательно продезинфицируйте кожу. Сделайте разрез по средней линии, чтобы открыть поверхность черепа.
    4. Поместите головку в стереотаксичный прибор, отрегулируйте швы брегмы и лямбда в одинаковую горизонтальную плоскость, а затем отрегулируйте раму, чтобы точки с 2 мм латеральности брегмы с обеих сторон были ровными.
    5. Определите стереотаксичные координаты с помощью атласа мозга мыши, с брегмой в качестве точки отсчёта.
      mPFC: AP +1,8 мм, ML +0,3 мм, DV −3,0 мм
      CA1: AP −2,1 мм, ML +1,6 мм, DV −1,2 мм
      MEC: AP −4,5 мм, ML −2,9 мм, DV −2,0 мм
    6. Просверлите краниотомию диаметром 0,6 мм над каждым участком, поддерживайте твердую матер влажной и целой после открытия черепа.
    7. Заполните вирус GCaMP6f в шприц со скоростью 5 nL/s и вставьте шприц в стереотаксический рычаг.
    8. Медленно опускайте пипетку, вводите 150 нл при скорости 0,6 нл/с, держите 8 минут, затем вытягиваете при 0,1 мм/с. Повторите эту процедуру для всех регионов.
    9. Запечатайте разрез тканевым клеем и дайте 2 недели для проявления вируса.
  2. Вторичная хирургия: инъекция нейронов AAV9-hSyn-jRGECO1a (титр: 1 × 1013 vg/mL).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Операция была проведена через 14 дней после первой инъекции вируса.
    1. Индуцировать и поддерживать анестезию, как описано выше (шаг 2.1.1).
    2. Поддерживайте температуру тела и защищайте глаза.
    3. Откройте кожу головы по средней линии и выровняйте череп.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Череп был выровнен путём выравнивания брегмы и лямбды в одной горизонтальной плоскости.
    4. Очистить тканевые остатки в тех же местах, где были краниотомические окна после первой операции, обнажая твердую грудь целой.
    5. Корректируйте координаты, используя bregma как точку отсчёта, выполняйте инъекции строго на тех же координатах и на тех же глубинах, что и описано ранее.
    6. Заполните вирус jRGECO1a со скоростью 5 nL/s и установите шприц.
    7. Введите 150 нл при 0,6 нл/с, задержите 8 минут и медленно выведите. Повторите эту процедуру для всех регионов и дайте 3 недели для экспрессии вируса.

3. Имплантация зонда с многопрофильной фотометрией волокон

ПРИМЕЧАНИЕ: Проводите сразу после инъекции jRGECO1a.

  1. Установите оптоволоконную феррулу в стереотаксический держатель.
  2. Расположите волокно (феррула 1,25 мм, сердцевина 200 мкм, NA 0,39) на 100–150 мкм над глубиной инъекции вируса:
    mPFC: AP +1,8 мм, ML +0,3 мм, DV −2,9 мм
    CA1: AP −2,1 мм, ML +1,6 мм, DV −1,1 мм
    MEC: AP −4,5 мм, ML −2,9 мм, DV −1,9 мм
  3. Запечатайте краниотомию тканевым клеем и закрепите феррулу зубным цементом.

4. Многоканальная фотометрическая запись

ПРИМЕЧАНИЕ: Для обеспечения стабильной и полной экспрессии двух индикаторов кальция была проведена многоканальная оптоволоконная фотометрия через три недели после второй инъекции вируса для записи.

  1. Приучите мышей к волокнистой системе и арене один раз в день в течение трёх дней.
    1. После 3 недель экспрессии вируса кратковременно анестезируйте мышь 3% изофлураном.
    2. Подключите один конец оптического волокна с системой фотометрии волокна.
    3. Настройте возбуждающий свет на две длины волн: 470 нм и 560 нм.
    4. Установите частоту приёма на 30 Гц.
    5. Соедините три ветви на другом конце оптоволокна с тремя областями мозга: канал 1 с mPFC, канал 2 к CA1, канал 3 к MEC.
    6. Разместите мышей на открытом участке с длиной 50 см и дайте свободное исследование.
    7. Через 10 минут отключите волокно и верните мышей в их домашние клетки.
  2. Запись фотометрии волокна во время задачи распознавания новых объектов
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед каждым испытанием очищайте платформу и предметы 75% этанола.
    1. Разместите два идентичных объекта в диагонально противоположных квадрантах.
    2. Соедините пучок волокон в слегка анестезиированном состоянии.
    3. Позвольте мышам исследовать предметы в течение 10 минут, затем возвращайте их в домашние клетки, не удаляя волокно.
    4. Проведите запись фотометрии на волокон во время нового теста распознавания объектов у мышей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исключайте судебное разбирательство, если артефакты ходатайства являются чрезмерными для стабильной записи.
      1. Корректируйте стимуляционные лазеры:
        470 нм для GCaMP6f (астроциты)
        560 нм для jRGECO1a (нейроны)
      2. Записывайте кальциевые сигналы на частоте 30 Гц, синхронизируя с видеотрекингом на 30 Гц. При начале захвата разместить лазерный диод внутри видеокадра (вне поля зрения мыши) в качестве временного маркера.
      3. Через десять минут после этапа обучения замените один объект на новый и положите мышь на 10 минут исследования во время записи.
      4. Отсоедините волокно керамическим феррулом и верните мышей в домашние клетки.

5. Обработка и анализ данных

ПРИМЕЧАНИЕ: Классифицируйте переходный процесс Ca2⁺ в фотометрических записях как подлинный сигнал только если его амплитуда превышает в три раза стандартное отклонение шумовой зоны21, 22, 23. Novel Object Recognition Test (NORT) Protocol24 :D efine object interactions — это события, когда мыши физически соприкасаются с объектом — либо тыкая его, либо нюхая носом. Для количественной оценки сигнала определите исходную линию: средний сигнал в окне -2 до -1 s (относительно начала взаимодействия при t=0). Установите окно анализа перисобытий так, чтобы оно охватывало от 2 с до 4 с после начала каждого взаимодействия объекта, следуя установленным протоколам.

  1. Импорт флуоресцентных трассировок в программное обеспечение для анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обработка флуоресцентных сигналов проводилась с использованием проприетарного программного обеспечения для анализа, следуя стандартным рабочим процессам фотометрии оптоволокна. Само программное обеспечение не является открытым исходным кодом и не может быть распространено. Для общих методологических соображений, связанных с обработкой сигналов фотометрии волокна, см. отчеты о последнихметодологиях 25.
  2. Выполните коррекцию исходной линии и выровняйте кальциевые сигналы с началом задачи NOR с помощью синхронизированного видео.
  3. Преобразовать ΔF/F в Z-оценки для межрегиональных и двухцветныхсравнений 9:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    ПРИМЕЧАНИЕ:
    (ΔF/F)mean: среднее ΔF/F.
    (ΔF/F)std: стандартное отклонение ΔF/F.
    Fraw: чистая флуоресцентная интенсивность.
    Базовый уровень F: базовая интенсивность флуоресценции (среднее за заранее определённый базовый период).
  4. Количественно определите метрики, такие как площадь под кривой (AUC) для реакций астроцитов и нейронных кальций при исследовании новых и знакомых объектов.

6. Гистологическая проверка после записи

  1. Анестезиируйте мышь с помощью передозировки пентобарбитала до полной потери рефлексов.
  2. Проведите транскардиальную перфузию с обычным физиологическим раствором, затем введите 4% параформальдегида (PFA).
  3. Тщательно вскрытие мозга и постфиксировать его в 4% PFA при 4 °C в течение 12–24 часов.
  4. Переведите мозг в 30% сахарозы в PBS при 4 °C, пока ткани не опустятся для криозащиты.
  5. Вживите мозг в оптимальную температуру резки, заморозьте его и вырезайте корональные срезы (толщиной 40 мкм) с помощью криостата.
  6. Проведите иммунофлуоресцентное окрашивание для проверки экспрессии вирусов и расположения волокон.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В соответствии с описанным выше протоколом была проведена двухцветная многоточечная оптоволоконная запись с целью mPFC, CA1 и MEC 4-месячных мышей C57. В настоящем исследовании мы реализовали двухэтапную стратегию инъекции вируса для последовательного введения двух индикаторов. В наших экспериментальных условиях эту стратегию можно надёжно и стабильно реализовать, и полученный паттерн экспрессии соответствует ожидаемому, специфическому промоторному профилю клеточного типа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании был разработан метод для одновременного записи активности астроцитных и нейронных кальций в нескольких областях мозга, связанных с памятью, во время обучения и поведения, связанных с памятью. В отличие от однорегиональной визуализации28 или электрофизиологических методов, многорегиональная синхронная запись фиксирует скоординированную динамику между распределёнными сетями памяти, что является мощным инструментом для исследования обучения и памя...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не объявляют конфликтов интересов, финансовых или иных.

Благодарности

Госпожа Цзя Лоу отмечена за техническую помощь, а Sai Te Xin Si (инструмент искусственного интеллекта) — за помощь в редактировании языка. Эта работа получила поддержку Национального фонда естественных наук Китая (гранты No 82371485, 82588301, 32400932) и Фонда естественных наук Чунцина, Китай (грант No CSTB2024NSCQ-JQX0024, 2024NSCQ-MSX1104).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
75 RN 5uL SYR W/O NEEDLEHamilton7634-01Соединяется с микропипеткой для вирусной инъекции
AAV5-GfaABC1D-GCaMP6fAddgene52925Астроцит-специфическая экспрессия GCaMP6f
AAV9-hSyn-NES-jRGECO1aAddgene100854Нейрон-специфичный красносдвинутый кальциевый индикатор
Мазь для глаз и носа BepanthenBepanthenMA0008Предотвращает высыхание роговицы
Оптические волокна с керамичными втулкамиInperBFO-1x3-W1.25Соединяет имплантированные волокна с системой фотометрии
КамераMind VisionMV-SUA502C-TПоведение видео синхронизировано с кальциевыми сигналами
Стоматологический цементNISSINSuper-Bond C&BИспользуется для закрепления втулок на черепе
Держатель втулкиInperSCH-1.25Держит керамическую втулку надежно во время имплантаци
Изофлуранный воздуходув и система анестезииRWD Life ScienceR510-29Для индуцирования и поддержания анестезии
Многоканальная система фотометрии с волокнамиRWD Life ScienceR821Для двухцветной записи
Программное обеспечение OFRSRWD Life ScienceАнализ записанных кальциевых сигналов
Оптические волокнаRWD Life ScienceR-FOC-BL200C-39NИмплантируется в целевую область мозга
Стереотаксический инструментRWD Life Science68801Используется для точной инъекции вируса и имплантаци волокон
Шприцевый насосKD Scientific788130Подача вируса с контролируемыми скоростями
Тканевый клей3M Animal Care Products1469SB VetbondДля закрытия разрезов

Ссылки

  1. Eichenbaum, H. Memory: Organization and Control. Annu Rev Psychol. 68, 19-45 (2017).
  2. Kamatham, P. T., Shukla, R., Khatri, D. K., Vora, L. K. Pathogenesis, diagnostics, and therapeutics for Alzheimer’s disease: Breaking the memory barrier. Ageing Res Rev. 101, 102481(2024).
  3. Graff-Radford, J., et al. New insights into atypical Alzheimer’s disease in the era of biomarkers. Lancet Neurol. 20 (3), 222-234 (2021).
  4. Araque, A., et al. Gliotransmitters travel in time and space. Neuron. 81 (4), 728-739 (2014).
  5. Khakh, B. S., Sofroniew, M. V. Diversity of astrocyte functions and phenotypes in neural circuits. Nat Neurosci. 18 (7), 942-952 (2015).
  6. Di Castro, M. A., et al. Local Ca2+ detection and modulation of synaptic release by astrocytes. Nat Neurosci. 14 (10), 1276-1284 (2011).
  7. Savtchouk, I., Volterra, A. Gliotransmission: Beyond Black-and-White. J Neurosci. 38 (1), 14-25 (2018).
  8. Perea, G., Navarrete, M., Araque, A. Tripartite synapses: Astrocytes process and control synaptic information. Trends Neurosci. 32 (8), 421-431 (2009).
  9. Wang, H., et al. Mapping multi-regional functional connectivity of astrocyte-neuronal networks during behaviors. Neurophotonics. 11 (4), 045010(2024).
  10. Lines, J., Martin, E. D., Kofuji, P., Aguilar, J., Araque, A. Astrocytes modulate sensory-evoked neuronal network activity. Nat Commun. 11 (1), 3689(2020).
  11. Lines, J., et al. Astrocyte-neuronal network interplay is disrupted in Alzheimer’s disease mice. Glia. 70 (2), 368-378 (2022).
  12. Brincat, S. L., Miller, E. K. Frequency-specific hippocampal-prefrontal interactions during associative learning. Nat Neurosci. 18 (4), 576-581 (2015).
  13. DeNardo, L. A., et al. Temporal evolution of cortical ensembles promoting remote memory retrieval. Nat Neurosci. 22 (3), 460-469 (2019).
  14. Kitamura, T., et al. Engrams and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  15. Gonzalo Cogno, S., et al. Minute-scale oscillatory sequences in medial entorhinal cortex. Nature. 625 (7994), 338-344 (2024).
  16. Roudi, Y., Moser, E. I. Grid cells in an inhibitory network. Nat Neurosci. 17 (5), 639-641 (2014).
  17. Williamson, M. R., et al. Learning-associated astrocyte ensembles regulate memory recall. Nature. 637 (8045), 478-486 (2025).
  18. Curreli, S., Bonato, J., Romanzi, S., Panzeri, S., Fellin, T. Complementary encoding of spatial information in hippocampal astrocytes. PLoS Biol. 20 (3), e3001530(2022).
  19. Oheim, M., Michael, D. J., Geisbauer, M., Madsen, D., Chow, R. H. Principles of two-photon excitation fluorescence microscopy and other nonlinear imaging approaches. Adv Drug Deliv Rev. 58 (7), 788-808 (2006).
  20. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nat Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  21. Zhang, K., Chen, X. Sensory response in host and engrafted astrocytes of adult brain in vivo. Glia. 65 (12), 1867-1884 (2017).
  22. Qin, H., et al. A visual-cue-dependent memory circuit for place navigation. Neuron. 99 (1), 47-55.e44 (2018).
  23. Yao, J., et al. A corticopontine circuit for initiation of urination. Nat Neurosci. 21 (11), 1541-1550 (2018).
  24. Mirzayi, P., Shobeiri, P., Kalantari, A., Perry, G., Rezaei, N. Optogenetics: Implications for Alzheimer’s disease research and therapy. Mol Brain. 15 (1), 20(2022).
  25. Simpson, E. H., et al. Lights, fiber, action! A primer on in vivo fiber photometry. Neuron. 112 (5), 718-739 (2024).
  26. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  27. Dana, H., et al. Sensitive red protein calcium indicators for imaging neural activity. Elife. 5, 12727(2016).
  28. Serikov, A., Martsishevska, I., Shin, W., Kim, J. Protocol for in vivo dual-color fiber photometry in the mouse thalamus. STAR Protoc. 5 (2), 102931(2024).
  29. Gilbert, C. D. Horizontal integration and cortical dynamics. Neuron. 9 (1), 1-13 (1992).
  30. de Pasquale, F., Corbetta, M., Betti, V., Della Penna, S. Cortical cores in network dynamics. Neuroimage. 180 (Pt B), 370-382 (2018).
  31. Suthard, R. L., et al. Engram reactivation mimics cellular signatures of fear. Cell Rep. 44 (10), 116409(2025).
  32. Sandoval, K. C., Rychlik, J., Choe, K. Y. Calcium dynamics in hypothalamic paraventricular oxytocin neurons and astrocytes associated with social and stress stimuli. eNeuro. 12 (5), (2025).
  33. Srinivasan, R., et al. Ca(2+) signaling in astrocytes from Ip3r2(-/-) mice in brain slices and during startle responses in vivo. Nat Neurosci. 18 (5), 708-717 (2015).
  34. Spellman, T., et al. Hippocampal-prefrontal input supports spatial encoding in working memory. Nature. 522 (7556), 309-314 (2015).
  35. Hu, W., et al. Optogenetics sheds new light on tissue engineering and regenerative medicine. Biomaterials. 227, 119546(2020).
  36. Liddelow, S. A., et al. Neurotoxic reactive astrocytes are induced by activated microglia. Nature. 541 (7638), 481-487 (2017).
  37. Shah, D., et al. Astrocyte calcium dysfunction causes early network hyperactivity in Alzheimer’s disease. Cell Rep. 40 (8), 111280(2022).
  38. Jiménez-Balado, J., Eich, T. S. GABAergic dysfunction, neural network hyperactivity and memory impairments in human aging and Alzheimer’s disease. Semin Cell Dev Biol. 116, 146-159 (2021).
  39. Lin, R., Guo, Y., Jiang, W., Wang, Y. Advanced technologies for the study of neuronal cross-organ regulation: a narrative review. Adv Technol Neurosci. 1 (2), 166-176 (2024).
  40. Reitman, M. E., et al. Norepinephrine links astrocytic activity to regulation of cortical state. Nat Neurosci. 26 (4), 579-593 (2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Двухцветная фотометриякальциевый имиджинггенетически кодируемые индикаторымедиальная префронтальная кораполе CA1 гиппокампамедиальная энторинальная кораповеденческий трекинг
Метод двухцветной фотометрии волокон для записи активности астроцит-нейронов в нескольких областях мозга во время обучения и запоминания
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.