Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Комбинаторная мышиная модель циркадных нарушений и пищевого стресса для исследования патофизиологии старения, ускоренного образом жизни

254 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70866

⸱

28 апреля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chinese Materia Medica, Chengde Medical University, 2School of Pharmacy, Hebei Medical University, 3State Key Laboratory for Innovation and Transformation of Luobing Theory, 4College of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Hebei University of Chinese Medicine, 5The Second Clinical Medical College, Heilongjiang University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол для установления мышиной модели нарушенного циркадного ритма плюс диеты с высоким содержанием жиров и сахара (HFHS), которая имитирует нездоровый образ жизни и вызывает метаболические нарушения и фенотипы старения.

Аннотация

Цель этого протокола — создать стандартизированную мышиную модель, которая воссоздаёт многофакторный ущерб, вызванный современным нездоровым образом жизни. С этой целью мы разработали новую модель C57BL/6J, объединяющую рандомизированное нарушение циркадного ритма и диету с высоким содержанием жиров и сахара (HFHS), с однофакторными HFHS и группами циркадных нарушений в качестве контрольных групп. По сравнению с контрольными группами, составная модель показала более тяжёлые метаболические нарушения, включая увеличение массы тела, повышенный уровень глюкозы и липидов натощак, выраженный печеночный стеатоз, а также явные когнитивные и моторные нарушения. Композитная модель также демонстрировала более значимое ускоренное старение, что подтверждается индексом хрупкости и окрашиванием гематоксилина и эозина (HE). Эта интегрированная модель надёжно имитирует метаболическое когнитивное снижение, связанное с образом жизни, и преждевременное старение. Этот пошаговый воспроизводимый протокол поддерживает механистические исследования старения, опосредованного образом жизни, и оценку целенаправленных терапевтических стратегий.

Введение

Ускоренный современный образ жизни всё чаще подвергает население нарушающему ритм поведения и диетам, вызывающим ожирение, и убедительные доказательства связывают эти факторы с системным функциональным снижением и патогенезом хронических заболеваний1. Эпидемиологические данные выявляют поразительные сопутствующие заболевания: сменные работники демонстрируют высокую распространённость маркеров метаболического синдрома, а длительное приём диеты с высоким содержанием жиров и сахара тесно связан с повышенным рискомдеменции 2,3. Эти нарушения сходятся и приводят к развитию мультиорганной патологии — метаболическая дисфункция часто совпадает с ускоренным когнитивным снижением и ремоделированием сердечно-сосудистой системы, демонстрируя двусторонний перекрёсток между периферийным и центральным ухудшением. Несмотря на признанные клинические синергии, стандартизированные доклинические модели, отражающие интегрированную патофизиологию деградации органов, вызванных образом жизни, остаются недостаточно развитыми.

На молекулярном уровне хроническое циркадное смещение запускает патологический каскад, начинающийся в супрахиазматическом ядре, нарушая глутаматергическую сигнализацию паравентрикулярного гипоталамуса и притупляя пульсативность кортикотропин-рилизингового гормона. Это ухудшает отрицательную обратную связь по оси гипоталамо-гипофиза-надпочечника(HPA), вызывая десенсибилизацию глюкокортикоидных рецепторов и устойчивое повышение уровня кортизола. Последовательная активация печёночного глюконеогенеза и подавление фосфорилирования субстрата инсулиновых рецепторов скелетной мышцы вместе стимулируют периферическую инсулинорезистентность, создавая метаболическую основу для гипергликемии идислипидемии 5,6. Одновременно пищевые насыщенные жирные кислоты проникают в ослабленный гематоэнцефалический барьер через понижение уровня эндотелиальных узкихбелков 7,8, активируя микроглиальную сигнализацию TLR4/NF-κB. Это запускает нейровоспаление, опосредованное TNF-α/IL-1β9. Ключевой момент в том, что эти два нездоровых фактора образа жизни действуют не самостоятельно, а скорее синергетически. Однако в современной литературе остаётся значительный дефицит систематических исследований их совместного воздействия. Поэтому имеет смысл проводить моделирующие исследования, интегрирующие нарушение циркадного ритма с диетами с высоким содержанием жиров и сахара как композитными факторами.

Несмотря на их полезность для изучения изолированных механизмов старения, современные модели мышей не могут воссоздать интегрированную патофизиологию ухудшения, вызванного образом жизни. Естественное старение проявляет выраженную межиндивидуальную изменчивость и требует длительных сроков, несовместимых с эффективностью экспериментов. Фармакологические агенты, такие как доксорубицин, в первую очередь вызывают повреждение ДНК и острое старение без повторения хронической метаболическойдисрегуляции 10. Генетически модифицированные модели нацелены на отдельные молекулярные пути, игнорируя системные нейроэндокринно-метаболические перекрёстныевзаимодействия 11,12. Введение D-галактозы, хотя и вызывает окислительный стресс, недостаточно имитирует влияние циркадных нарушений на ритмичность глюкокортикоидов или нейровоспаление, опосредованное липидами,пищевое 13. Критически важно, что однофакторные вмешательства не могут зафиксировать синергетические модели снижения мультиорганов, наблюдаемые клинически. Этот трансляционный разрыв требует современной комбинаторной платформы, одновременно включающей хронические циркадные нарушения и ожиренные пищевые стрессоры для точного ускорения взаимозависимой нейродегенерации, сердечно-сосудистых нарушений и метаболических нарушений.

Чтобы решить эту проблему, мы разработали мышиную модель C57BL/6J, интегрирующую стохастическое циркадное нарушение с диетой с высоким содержанием жиров и сахара, чтобы воссоздать синергетические современные образы жизни. Подвержение мышей вращающемуся световым режимам в сочетании с продолжительным ожирением пищи значительно усугубляло метаболические нарушения, включая повышенное ожирение, гипергликемию натощак и дислипидемию. Когнитивные оценки выявили выраженные нарушения пространственной и распознавательной памяти, в то время как локомоторные тесты показали снижение выносливости. Важно, что продольная количественная оценка индекса хрупкости показала ускоренное накопление возрастных дефицитов. Наша парадигма двойного вызова таким образом уверенно повторяет многогранное ускоренное старение, предоставляя проверенную новую платформу для изучения патофизиологии, обусловленной образом жизни.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по этике исследований животных Фармацевтического исследовательского института Хэбэй Илин (Одобрение No N2024043). Тридцать два 8-месячных самца C57BL/6J (см. Таблицу материалов) содержались в специализированном центре для животных, свободных от патогенов (SPF), связанном с Новым центром оценки лекарств Хэбэй-Илинского фармацевтического исследовательского института. Среда выращивания поддерживалась в стандартизированных условиях: температура окружающей среды колебалась от 20 до 26 °C, относительная влажность контролировалась на уровне 40–70%, а также был введён цикл света и 12 часов тёмного цикла. Мыши имели свободный доступ к стандартному лабораторному рациону грызунов и стерилизированной питьевой воде.

1. Создание комбинаторной мышиной модели циркадных нарушений и пищевого стресса (рисунок 1)

ПРИМЕЧАНИЕ: Животные, неожиданно умершие во время эксперимента, проявившие значительную потерю веса или не завершившие процедуру моделирования, были исключены из итогового анализа. Первоначальное количество животных составляло 8 животных на группу, а окончательный допустимый размер выборки — 5 на группу.

  1. Подготовьте диету с высоким содержанием жиров и сахара (HFHS) (см. Таблицу материалов) и отдельную комнату, оснащённую программируемым таймером для гибкого управления циклом светло-тёмный перед экспериментом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните рацион при 4 °C или -20 °C для предотвращения окисления; Перед употреблением доведите его до комнатной температуры, чтобы избежать конденсации, влияющей на состав.
  2. Адаптация животных и случайное группирование
    1. Перед началом эксперимента разместите всех 8-месячных мышей в стандартных условиях на 7-дневный адаптивный период кормления.
    2. Случайным образом распределите мышей на четыре группы по массе тела (n = 8 на группу) после периода адаптации: контрольная группа, группа комбинированной модели стресса (модель), группа HFHS и стрессовая группа с нарушением циркадного ритма (CR).
  3. Назначить 8-месячное вмешательство диеты HFHS в сочетании с нарушением циркадного ритма в группе комбинированной стрессовой модели. Кормите группу с HFHS только диетой HFHS в течение того же времени.
  4. Подвергайте группу CR только нарушениям циркадного ритма. Кормите контрольную группу стандартной поддерживающей диетой на протяжении всего эксперимента. Обеспечить бесплатный доступ к питьевой воде для всех животных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: 8-месячное вмешательство может быть временно приостановлено (например, для плановых проверок здоровья мышей) без влияния на экспериментальный результат, а вмешательство может быть возобновлено после завершения проверки.
  5. Протокол нарушения циркадного ритма (рисунок 2A,B)
    1. Используйте программируемый таймер (см. таблицу материалов) для гибкого управления еженедельным циклом светло-тёмно. Применяйте четыре чётко выраженных режима света: быстрое переключение света на тёмное (чередование света и тьмы каждые 7 минут в течение 2 часов подряд в день), обратный свет-тёмный цикл (свет выключается в 8:00 и включается в 20:00 ежедневно), постоянный свет (освещение 24 часа) и постоянная темнота (24-часовая темнота).
    2. Генерируйте случайную последовательность с помощью статистического программного обеспечения (язык R, с фиксированным случайным семем) в начале каждой недели. Случайным образом назначьте четыре режима света каждому дню недели, чтобы каждый режим применялся последовательно в течение 1–2 дней.
  6. Обеспечивайте мышам диету HFHS ad libitum и следите за потреблением пищи еженедельно. Подробный состав диеты HFHS представлен в Таблице 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Проверка запасов пищи необходима, чтобы предотвратить недокормление или лишение пищи.
  7. Взвешивайте мышей еженедельно в фиксированное время (9:00 утра по четвергам) с помощью электронных весов в течение 8-месячного периода вмешательства. Подробно записывайте все данные о весе тела.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте процесс взвешивания быстро (каждая сессия проходит менее чем за 30 секунд), чтобы минимизировать стресс и нарушение циркадного ритма.

2. Распознавание новых объектов

  1. За день до тренировки поместите мышей в тестовую коробку размером 60 см × 60 см × 40 см и дайте им свободно исследовать 5 минут, чтобы привыкнуть к тестовой среде.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После каждого испытания удаляйте фекалии и мочу из коробки. Протрите коробку 75% этанолом, чтобы убрать остаточные запахи.
  2. Разместите два одинаковых цилиндра (A и B) в нижнем левом и нижнем правом углах тестового бокса соответственно. Введите каждую мышь в коробку, повернувшись спиной к объектам, и позвольте ей свободно исследовать её в течение 5 минут.
    1. Случайным образом чередуйте лево-правые положения двух цилиндров между объектами, чтобы предотвратить позиционное смещение.
    2. После 5-минутного обучения по исследованию приостановите эксперимент на срок до 23 часов и выполните следующий новый этап замены объекта (шаг 2.3) в течение 24 часов после обучения, чтобы убедиться в достоверности теста на распознавание.
  3. Замените объект A в нижнем левом углу на новый куб (объект C) через 24 часа после обучения. Включи камеру сверху. Положите мышь в коробку и записывайте поведение в течение 5 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте новый объект, похожий по размеру на знакомые, но заметно отличающийся по материалу, цвету или текстуре, чтобы мышь могла распознать его новизну.
  4. Анализируйте видео с помощью системы отслеживания видео (см. таблицу материалов).
    1. Определите исследование как ориентацию мыши на или в пределах 2 см от объекта. Запишите время, потраченное на изучение знакомого объекта (TB) и нового объекта (TC).
    2. Рассчитайте индекс признания по следующей формуле: индекс распознавания = TC / (TB + TC) × 100%.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Держать аналитика в центре внимания к экспериментальным группам, чтобы избежать субъективной предвзятости; Систематически исключайте неисследовательские поведения, такие как лазание или грызение, из записей времени исследования.

3. Тест на силу захвата

  1. Измерьте силу захвата передних конечностей мышей с помощью метра силыхватки 14 (см. Таблицу материалов). Поворачивайте измеритель силы на 90 градусов по вертикали и надёжно закрепляйте его на металлической подставке перед каждым испытанием, чтобы обеспечить полную иммобилизацию системы.
  2. Аккуратно держите мышь за основание хвоста. Позвольте передним лапам естественно схватить перекладину. Обнулите индикатор после стабилизации показаний, затем потяните хвост горизонтально назад с постоянной медленной скоростью, пока мышь не отпустит хватку.
  3. Запишите максимальную максимальную силу (kgf) в момент отпускания как силу захвата. Проводите три последовательных испытания на мышь в день. Используйте среднее значение трёх измерений для дальнейшего анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Держите скорость натяжения равномерной и достаточно медленной, чтобы мышь могла создать полное сопротивление натяжению.
  4. Исключить из анализа любое испытание, если происходит одно из следующих: мышь использует только одну переднюю лапу, задние конечности соприкасаются с перекладиной или способствуют захвату, мышь поворачивает тело при тяну, или перекладина освобождается без активного сопротивления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отметьте неоднозначные или выброшные испытания для обзора. Повторяйте измерения при необходимости.

4. Индекс хрупкости (FI)

ПРИМЕЧАНИЕ: Калибруйте все параметры оборудования до стандартизированных настроек перед тестированием. Ограничите общее время оценки для каждой мыши менее 30 минут, чтобы избежать фенотипических изменений, вызванных усталостью. Проводите все тесты в установленном утреннем окне (9:00–12:00), чтобы минимизировать влияние циркадного ритма.

  1. Постите мышей в течение 12 часов с свободным доступом к воде перед тестированием, чтобы минимизировать острое влияние пищи на физиологические измерения.
  2. Переместите мышей в испытательную среду за 30 минут до оценки, чтобы акклиматизировать их и снизить помехи, связанные со стрессом.
  3. Исключайте мышей с тяжёлыми патологическими состояниями, такими как опухоли, инфекции или деформации конечностей, чтобы предотвратить запутанное влияние на оценку хрупкости.
  4. Оценить индекс хрупкости на основе 31 фенотипического индикатора дефицита в пяти областях: моторная функция, питание, сенсорная функция, спонтанная активность и поведение, а также физиологическиедефекты 15,16.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Конкретные 31 пункт оценки охватывают пять областей, включая: моторную функцию (7 пунктов, таких как снижение силы хвата, аномальная походка и снижение способности к лазанию), питание (6 пунктов, таких как потеря веса, снижение показателя физического состояния и снижение потребления пищи), сенсорная функция (5 пунктов, таких как нарушения зрения, нарушение слуха и тактильная тускость), спонтанная активность и поведение (7 пунктов, например, снижение спонтанной активности, снижение поведения при уходе и снижение исследовательского поведения), а также физиологические дефекты (6 пунктов, таких как дефекты глаз, уши и кожные дефекты). Все элементы используют двоичный метод оценки (0 = нет дефекта, 1 = с дефектом), а итоговый индекс хрупкости = общее количество дефектных элементов / 31.
  5. Назначить двух исследователей, которые не обращаются к экспериментальным группам, чтобы они выполняли все оценки независимо друг от друга.
  6. Оценивайте каждый показатель как 0 (отсутствие дефицита) или 1 (дефицит) согласно заранее установленным критериям, охватывающим силу хвата, скорость походки, изменение веса тела, состояние шерсти, сенсорную реакцию, способность к спонтанной активности и физические аномалии.

5. Обнаружение уровня глюкозы натощак

ПРИМЕЧАНИЕ: Быстрые мыши в течение 12 часов с свободным доступом к воде, чтобы минимизировать острые эффекты, связанные с кормлением, на уровень глюкозы в крови. Проводите измерения с 9:00 до 12:00 дня, чтобы уменьшить циркадные флуктуации. Калибруйте глюкометр стандартным раствором глюкозы перед экспериментом для согласованности между партиями.

  1. Аккуратно удержите мышей, продезинфицируйте кончики хвоста 75% этанолом. Сделайте разрез длиной 1–2 мм в хвостовых жилах с помощью стерильного одноразового ланцета. Сбросьте первую каплю крови, чтобы избежать загрязнения тканевой жидкостью.
  2. Соберите небольшой объём капиллярной крови и немедленно проанализируйте его с помощью портативного глюкометра (см. таблицу материалов) с совместимыми тест-полосками. Тестируйте каждый образец в дубликате, чтобы обеспечить точность данных.

6. Обнаружение липидов в крови включало общий холестерин (ТК)

ПРИМЕЧАНИЕ: Исключите образцы с тяжёлым гемолизом или мутностью из анализа. Повторные измерения с коэффициентом вариации > 10% среди тройных экземпляров.

  1. Поместите собранную кровь в неантикоагулянтные трубки. Дайте естественному свертению при комнатной температуре в течение 2 часов. Центрифуга берёт образцы при 1000 × г в течение 15 минут при 4 °C для разделения сыворотки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что центрифуга правильно сбалансирована перед работой и надёжно закройте внутреннюю крышку предохранителя.
  2. Аккуратно аспирируйте верхний слой сыворотки, аликотуйте его и храните сразу при -80 °C, чтобы предотвратить окисление липид.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После аликотирования сыворотки и хранения при -80 °C эксперимент можно приостановить на несколько дней или недель; Последующее обнаружение общего холестерина (шаг 6.3) может быть проведено, когда тестовый набор и оборудование будут готовы, чтобы сыворотка не замораживалась и не размораживалась повторно.
  3. Измерьте общий уровень холестерина в сыворотке с помощью коммерческого тест-набора Greiss TC (см. таблицу материалов) согласно инструкциям производителя. Тестируйте каждый образец в тройном экземпляре и одновременно запускайте стандартные эталонные образцы для калибровки.

7. Окрашивание гематоксилин-эозином (окрашивание на HE)

  1. Анестезируйте мышей с помощью пентобарбитала натрия (20 мг/кг) после поведенческих тестов.
  2. Собирайте кровь через ретроорбитальное венозное сплетение. Вскрытие тканей и фиксация 4% параформальдегида в течение 48 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После фиксации ткани в 4% параформальдегиде в течение 48 часов эксперимент можно приостановить; Фиксированные ткани можно хранить в 4% параформальдегиде при 4 °C до 1 недели перед переходом к стадии обезвоживания (шаг 7.3).
  3. Дегидрировать фиксированные ткани с помощью автоматизированного процессора с использованием серии градируемого этанола (60%, 70%, 90% этанола по 1 час каждая; 95%, 100% этанола по 2 часа каждая).
    ВНИМАНИЕ: Этанол — это легковоспламеняющаяся жидкость с низкой температурой вспышки. Избегайте открытого огня, источников тепла и искр во время хранения и эксплуатации. Используйте в хорошо проветриваемом помещении, надевайте нестатические перчатки и лабораторный халат. Избегайте хранения больших объёмов в экспериментальной зоне; Храните в специальном шкафу для легковоспламеняющихся жидкостей.
  4. Очищайте обезвоженные ткани в ксилоле в течение 2 часов, затем инфильтруйте парафин при 60 °C в течение 3 часов (см. таблицу материалов). Встраивайте ткани, ориентированные на стандартные анатомические плоскости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Время очистки не должно быть чрезмерно долгим, чтобы избежать хрупкости тканей; Поддерживайте постоянную температуру парафина во время инфильтрации, чтобы предотвратить кристаллизацию. После вложения парафина встроенные тканевые блоки можно хранить при комнатной температуре в течение нескольких месяцев, а этап секционирования (шаг 7.5) выполняется при необходимости.
  5. После полного затвердевания парафиновых блоков вырежьте непрерывные участки диаметром 4 мкм с помощью парафинового слайсера (см. Таблицу материалов), затем переложите на слайды с поли-L-лизином, высушите на воздухе при комнатной температуре, затем запечатайте для хранения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После монтажа секций и сушки на воздухе стекли можно хранить при комнатной температуре в безпыльной среде до месяца, прежде чем перейти к этапу окрашивания (шаг 7.6).
  6. Окрашивание секций с помощью автоматической системы окрашивания (см. Таблицу материалов).
    1. Депарафинизуйте в ксилоле I и ксилоле II (по 10 минут каждая).
    2. Увлажняйте с помощью нисходящей серии этанола (100%, 95%, 80%, по 2 минуты каждая), затем промывайте дистиллированной водой.
    3. Окрашивайте гематоксилином в течение 3–8 минут, пока ядра не станут чётко видны, затем прополосните под проточной водой для стимуляции посинения, а затем окрашивайте эозином в течение 1–3 минут для получения достаточного цитоплазматического розового цвета.
  7. Дегидратирующие секции в абсолютном спирте, прозрачные ксилолины и крепятся с нейтральным бальзамом для анализа слайд-сканером (см. таблицу материалов).

8. Масляный красный окраска O

  1. Внедрить свежие ткани печени в соединение с оптимальной температурой резки (OTC) (см. таблицу материалов) в течение 30 минут после сбора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После внедрения свежих печеночных тканей в безрецептурное соединение внедрённые ткани можно хранить при -80 °C до 1 месяца перед сечением (шаг 8.3), избегая повторного замораживания и размораивания.
  2. Поместите встроенные ткани в криостат и дайте им полностью заморозиться перед секционированием.
  3. Установите температуру криостата на -22 °C и разрежьте полностью замороженные блоки тканей на последовательные участки толщиной 8 мкм.
  4. Переложите секции непосредственно на непокрытые стеклянные стекла и аккуратно выравнивайте для плотного прицепления между секциями и затворами.
  5. Закрепите слайды нейтральным формалином при комнатной температуре на 10 минут. Сразу после фиксации промывайте секции 60% изопропанолом в течение 5 секунд.
  6. Поместите заранее обработанные участки в камеру с влажностью, добавьте раствор для окрашивания Oil Red O (см. таблицу материалов) и инкубуйте 20 минут.
  7. После окрашивания дифференцируйте срезы с помощью 60% изопропанола, пока липидные капли и границы межткани не станут чётко различимы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внимательно следите за сечениями во время дифференцировки, чтобы предотвратить чрезмерную дифференцировку, которая приводит к выцветанию.
  8. Исследуйте дифференцированные окрашенные срезы под световым микроскопом, чтобы наблюдать гистопатологические изменения, связанные с отложением липидов в печени.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После окрашивания и дифференцировки секции можно хранить при 4 °C до 3 дней перед микроскопическим исследованием, чтобы эффект окрашивания не был нарушен.

9. Статистический анализ

  1. Выражаем все экспериментальные данные как среднее ±± стандартную ошибку среднего значения (SEM)
  2. Примените тест Шапиро-Вилка, чтобы проверить, соответствуют ли данные нормальному распределению. Проведите тест Левена для оценки однородности дисперсии между группами, если нормальность подтверждена.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Применяйте непараметрические тесты напрямую, если данные не соответствуют предположении нормальности.
  3. Используйте односторонний анализ дисперсии (ANOVA) для проверки статистической значимости общих различий между несколькими группами и проводите парные сравнения с помощью теста Фишера на наименее значимую разницу (LSD).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте Welch ANOVA вместо этого, когда дисперсии неоднородны.
  4. Используйте двухсторонний t-тест Студента для сравнения двух независимых групп выборки.
  5. Определим статистическую значимость как двустороннее p-значение < 0,05. Проводите все статистические анализы с помощью программного обеспечения для статистического анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Синергетическое обострение метаболической патологии в когортах двойного воздействия
Продольный мониторинг массы тела выявил разные траектории роста среди когорт. Модельная группа и группа HFHS демонстрировали ускоренный набор веса по сравнению с группами контрольной и CR. В частности, группа CR продемонстрировала умеренное ускорение относительно Control (рисунок 3A). Дополнительные доказательства метаболической дисфункции были получены на...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Современные исследования однозначно подтвердили, что циркадные нарушения и диета с высоким содержанием жиров и сахара являются двумя независимыми факторами системного ухудшения функций организма. Наши данные показывают, что патологические повреждения, вызванные совместным действием этих двух факторов, гораздо серьёзнее, чем простой аддитивный эффект любого из них. По сравнению с группами с однофакторным вмешательством, составная модельная группа не показала значимой разницы в ожирении по...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Научно-техническим программным проектом Хэбэя (246W2501D, 252W7716D), Программой наук и техники Хэбэя (24462501D) и Золотой платформой Яньчжао (A20240022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ANY-mazeScienceSA225
Accu-Chek Active Blood Glucose MonitorSwitzerland, Roche Diagnosticsaccu check active
C75BL/6J miceBEIJING HFK BIOSCIENCE CO.,LTDNo.110324241101250228
Grip strength meterUSA, Columbus Instruments1027CSM-E54
High-fat and high-sucrose dietChina, Xietong Biotechnology Co., Ltd.XT303
HistoCore MULTICUT - Semi-Automated Rotary MicrotomeGermany, LeicaRM2245
Oil Red O solutionChina, Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.G1260
Optimal cutting temperature compoundJapan, Sakura4583
Programmable Timer SocketChina, GONEOGND-1
Tissue Tech Prisma PlusJapan, Sakura20B2X00014000034
Tissue-Tek TEC 6 Embedding ModuleJapan, SakuraM01-021E-02
Total Cholesterol (TC) Assay KitChina, Suzhou Grace Biotechnology Co., Ltd.G0909W

Ссылки

  1. Wang, F., et al. Meta-analysis on night shift work and risk of metabolic syndrome. Obes Rev. 15, 709-720 (2014).
  2. Zhang, S., et al. Associations of sugar intake, high-sugar dietary pattern, and the risk of dementia: a prospective cohort study of 210,832 participants. BMC Med. 22, 298 (2024).
  3. Yeomans, M. R., Armitage, R., Atkinson, R., Francis, H., Stevenson, R. J. Habitual intake of fat and sugar is associated with poorer memory and greater impulsivity in humans. PLoS One. 18, e0290308 (2023).
  4. Sharma, V. K., Singh, T. G. Chronic stress and diabetes mellitus: Interwoven pathologies. Curr Diabetes Rev. 16, 546-556 (2020).
  5. Kaikaew, K., Steenbergen, J., van Dijk, T. H., Grefhorst, A., Visser, J. A. Sex difference in corticosterone-induced insulin resistance in mice. Endocrinology. 160, 2367-2387 (2019).
  6. Guillaume-Gentil, C., Assimacopoulos-Jeannet, F., Jeanrenaud, B. Involvement of non-esterified fatty acid oxidation in glucocorticoid-induced peripheral insulin resistance in vivo in rats. Diabetologia. 36, 899-906 (1993).
  7. Gori, M., et al. Palmitic acid affects intestinal epithelial barrier integrity and permeability in vitro. Antioxidants (Basel). 9 (5), 417 (2020).
  8. Dong, Q., et al. Effects of Tremella fuciformis polysaccharides on intestinal barrier and its functional mechanism. Mycosystema. 44 (03), 104-113 (2025).
  9. Velloso, L. A., Folli, F., Saad, M. J. TLR4 at the crossroads of nutrients, gut microbiota, and metabolic inflammation. Endocr Rev. 36, 245-271 (2015).
  10. Marques, M., et al. Doxorubicin induces a senescent phenotype in murine and human astrocytes. J Neurochem. 169, e70177 (2025).
  11. Krüger, P., et al. Inflammation and fibrosis in progeria: Organ-specific responses in an HGPS mouse model. Int J Mol Sci. 25 (17), 9323 (2024).
  12. Cristòfol, R., et al. Neurons from senescence-accelerated SAMP8 mice are protected against frailty by the sirtuin 1 promoting agents melatonin and resveratrol. J Pineal Res. 52, 271-281 (2012).
  13. Azman, K. F., Safdar, A., Zakaria, R. D-galactose-induced liver aging model: Its underlying mechanisms and potential therapeutic interventions. Exp Gerontol. 150, 111372 (2021).
  14. Takeshita, H., et al. Modified forelimb grip strength test detects aging-associated physiological decline in skeletal muscle function in male mice. Sci Rep. 7, 42323 (2017).
  15. Whitehead, J. C., et al. A clinical frailty index in aging mice: comparisons with frailty index data in humans. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69, 621-632 (2014).
  16. Feridooni, H. A., Sun, M. H., Rockwood, K., Howlett, S. E. Reliability of a frailty index based on the clinical assessment of health deficits in male C57BL/6J mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 70, 686-693 (2015).
  17. Zhang, Y., Chu, J. M., Wong, G. T. Cerebral glutamate regulation and receptor changes in perioperative neuroinflammation and cognitive dysfunction. Biomolecules. 12 (4), 597 (2022).
  18. Fujiwara, M., Ferdousi, F., Isoda, H. Investigation into molecular brain aging in senescence-accelerated mouse (SAM) model employing whole transcriptomic analysis in search of potential molecular targets for therapeutic interventions. Int J Mol Sci. 24 (18), 13867 (2023).
  19. Ong, J., et al. Senescence accelerated mouse-prone 8: a model of neuroinflammation and aging with features of sporadic Alzheimer's disease. Stem Cells. 43 (2), sxae091 (2025).
  20. Linders, A. N., et al. A review of the pathophysiological mechanisms of doxorubicin-induced cardiotoxicity and aging. NPJ Aging. 10, 9 (2024).
  21. Sadigh-Eteghad, S., et al. D-galactose-induced brain ageing model: A systematic review and meta-analysis on cognitive outcomes and oxidative stress indices. PLoS One. 12, e0184122 (2017).
  22. Kohsaka, A., et al. High-fat diet disrupts behavioral and molecular circadian rhythms in mice. Cell Metab. 6, 414-421 (2007).
  23. Morris, C. J., Purvis, T. E., Hu, K., Scheer, F. A. Circadian misalignment increases cardiovascular disease risk factors in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 113, E1402-E1411 (2016).
  24. Latimer, M. N., Rhoads, M. K., Reynolds, L. D., Pollock, D. M. Chronic circadian stress impairs blood pressure and sodium homeostasis in a diet- and sex-specific manner. Am J Physiol Renal Physiol. 330, F186-F198 (2026).
  25. Joo, J., et al. The acute effects of time-of-day-dependent high fat feeding on whole body metabolic flexibility in mice. Int J Obes (Lond). 40, 1444-1451 (2016).
  26. Pati, P., et al. Time-restricted feeding reduces cardiovascular disease risk in obese mice. JCI Insight. 10 (4), e160257 (2025).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.