Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Модель двухсосудистого шунтирования коронарных артерий с использованием аутологичных внутренних молочных вен

85 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/72141

⸱

4 августа 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

В этой статье

Краткое содержание

В этом исследовании успешно были установлены три модели свиней с двухсосудистым шунтированием коронарных артерий (CABG) с использованием аутологичных внутренних молочных вен (IMV). Поскольку нативные LAD и LCX не были связаны, эта модель теоретически сохраняет естественный коронарный поток и может стать технической платформой для будущих исследований изменений вен, связанных с конкурентным течением.

Аннотация

Подкожная вена является одним из наиболее часто используемых каналов при шунтировании коронарной артерии (АКШ). Однако высокий уровень долгосрочных отказов ограничивает его клиническую эффективность. Хотя широко считается, что гемодинамические факторы вызывают отказ венозного трансплантата (VGF), точные механизмы остаются неясными. В настоящее время модель трансплантации вен, интерпозиционированной у крысы общей сонной артерии, служит основной животной моделью для исследования VGF. Однако существенные различия в сердечно-сосудистой физиологии и гемодинамике между крысами и людьми ограничивают клиническую интерпретацию результатов исследований. Свиньи представляют собой идеальную модель животных для сердечно-сосудистых исследований, поскольку их анатомия и физиология сердечно-сосудистой системы очень похожи на человеческие. В этом исследовании были установлены три модели свиней с двумя сосудами CABG с использованием аутологичных внутренних левых и правых молочных вен (IMV), при этом один трансплантат был анастомозирован из аорты в левую переднюю нисходящую коронарную артерию (LAD), а другой — из аорты в левую коронарную артерию циркумфлекса (LCX). Внутриоперационная ультразвуковая диагностика подтвердила кровоток в обоих трансплантатах IMV у представительного животного, тогда как послеоперационная компьютерная томография ангиография (CTA) ясно показала проходимость трансплантата IMV от аорты к LAD. Таким образом, в данном исследовании описывается технически осуществимый подход к созданию модели CABG на крупных животных для будущих исследований VGF.

Введение

Подкожная вена остаётся одним из важнейших источников каналов для шунтирования коронарных артерий (CABG) благодаря своей доступности, длине и техническойуниверсальности. 1. Однако подкожные венозные трансплантаты демонстрируют неудачность до 61% через 10 лет послеCABG 2. Это увеличивает необходимость повторной реваскуляризации и связано с повышенным риском смертности в больнице. В последние годы накопленные данные свидетельствуют о том, что гемодинамические факторы, особенно конкурентный поток и аномальное напряжение сдвига стенок, являются основными факторами поздней неудачитрансплантата 3,4,5. Однако отсутствие подходящих животных моделей создало узкое место для связанных исследований. В настоящее время большинство доклинических исследований отказа трансплантата вен (VGF) по-прежнему в основном опираются на мелких животных, особенно крыс, мышей и кроликов, поскольку эти модели недороги и технически доступны, тогда как модели крупных животных остаются относительноограниченными 6. Наиболее часто используемый метод установления моделей трансплантации мелких животных — пересечение общей сонной артерии и соединение двух пеньков с аутологичной нижней полой веной 7,8,9. Однако из-за значительных различий в частоте сердечных сокращений и артериальном давлении между мелкими животными илюдьми 10 результаты, полученные на моделях мелких животных, могут не полностью отражать патофизиологические механизмы у людей.

Свиньи — идеальные модели для сердечно-сосудистых операций, поскольку их сердца очень похожи на человеческие по размеру сердца, анатомии сердца ихирургической обработке 11,12. Кроме того, коронарные артерии свинин и человека очень похожи как по анатомическим, так и по гемодинамическим характеристикам, и было показано, что у свиней повторяется патологический фенотип заболевания трансплантации вен13,14. Поэтому проведение АКШГ с венозными трансплантатами в модели свиньи может стать лучшей животной моделью для исследования VGF.

В этом исследовании были установлены три двухсосудные модели CABG на помпе в моделях миниатюрных свиней Bama с использованием двусторонних аутологичных внутренних молочных вен (IMV). Один трансплантат IMV был построен от аорты к левой передней нисходящей коронарной артерии (LAD), а другой — от аорты к левой коронарной артерии циркумфлекса (LCX). В одной из репрезентативных моделей интраоперационная ультразвуковая оценка подтвердила проходимость обеих венозных трансплантатов, а послеоперационная компьютерная томография ангиография (КТА) показала проходимость трансплантата IMV от аорты к LAD. Примечательно, что целевые нативные коронарные артерии в этой модели не были связаны. Поэтому эта модель наиболее подходит для изучения влияния конкурентного потока в целевых коронарных артериях на гемодинамику трансплантата и его неудачу. Однако конкурентный поток в целевых коронарных артериях в данном исследовании не измерялся напрямую. Таким образом, это исследование в основном демонстрирует техническую осуществимость создания модели.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эксперименты на животных в данном исследовании были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) больницы Фувай, Китайской академии медицинских наук (Одобрение No 0110-1-10-ZX(X)-07). Все процедуры выполнялись в строгом соответствии с нормативами по благополучию животных и этическими нормами для обеспечения соблюдения соответствующих стандартов. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов. Целью создания этой модели было создание потенциальной платформы для изучения влияния конкурентного потока на VGF. Таким образом, после завершения шунтирования коронарных артерий родные коронарные артерии не были связаны проксимально к анастомотическим участкам.

Выполнять все процедуры в соответствии с институциональными нормативами по биобезопасности и благополучию животных. Обращайтесь с острыми изделиями, электрохирургическими устройствами, антикоагулянтой кровью, цепями CPB и биологическими материалами с использованием соответствующих средств индивидуальной защиты. Перед использованием электрохирургического устройства убедитесь, что достаточное заземление. Тщательно контролируйте ACT после системной гепаринизации и перед началом CPB. Перед началом КПБ полностью выведите из вентиляции все канюли и экстракорпоральные линии, чтобы снизить риск воздушной эмболии.

1. Подготовка животных к АКШГ

  1. Используйте здоровых самцов миниатюрных свинок Bama, обычно весом 35–40 кг и возрастом 10–12 месяцев, и дайте им привыкнуть к жилищной среде за 1 неделю до операции.
  2. Проведите базовое обследование, включая учёт массы тела, общий анализ крови, биохимию сыворотки, эхокардиографию и CTA.

2. Анестезия и мониторинг

  1. Удерживать кормление на 8–12 часов и воду 2–4 часа перед анестезией.
  2. Индуцировать анестезию с помощью внутримышечной инъекции кетамина (10 мг/кг) и мидазолама (1 мг/кг) (согласно утверждённому институциональному протоколу).
  3. Поддерживайте анестезию с помощью ингаляционного изофлурана (2%–3%) вместе с инфузией дексмедетомидина (1 мкг/кг/ч) и пропофола (1–2 мг/кг/ч).
  4. Подтвердите адекватную анестезию, проверив расслабленный тонус челюсти и отсутствие болевой реакции при защемке пальца.
  5. Сделайте разрез шириной 4–6 см на шее, чтобы обнажить яремную вену и сонную артерию.
  6. Установите венозный доступ через яремную вену с помощью центрального венозного катетера с тремя просветами 5 F для мониторинга центрального венозного давления (CVP) и введения лекарств.
  7. Установите доступ к сонной артерии с помощью артериального катетера на 20 G для мониторинга артериального давления и гемодинамических параметров в реальном времени.
  8. Установите доступ к бедренной артерии с помощью артериального катетера объемом 20 г для мониторинга артериального давления конечностей и насыщения кислородом.
  9. Проведите оротрахеальную интубацию с помощью эндотрахеальной трубки диаметром 6,5–8 мм. Убедитесь, что поток воздуха не прекращается и обеспечивает 100% кислородом.
  10. Сделайте разрез длиной 2–3 см в нижней части живота, чтобы открыть стенку мочевого пузыря. Закрепите мочевой пузырь на краях разреза тонкими швами, а затем создайте фистулу мочевого пузыря. Введите катетер Фолея 10 F в мочевой пузырь, надуйте баллон 5 мл стерильной воды и аккуратно подтяните катетер, пока баллон не окажется у стенки мочевого пузыря. Подключите мочевой катетер к сумке для отвода мочи и мониторинга.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку уретра у самцов свиней длинная и изогнутая, вставить мочевой катетер сложно. Поэтому необходимо создать фистулу мочевого пузыря для отвода мочи для раннего послеоперационного мониторинга выхода мочи. Катетер следует удалить как можно раньше, желательно в течение 24–48 часов после операции, когда свинья проснулась, гемодинамически стабильна и больше не нуждается в постоянном мониторинге мочи.
  11. Постоянно отслеживайте электрокардиограмму, инвазивное артериальное давление,SpO 2, конечный приливныйCO 2, температуру и выделение мочи.

3. Хирургическое воздействие

  1. Положите свинью на спину.
  2. Побрийте и продезинфицируйте всю переднюю часть груди и верхнюю часть живота повидон-йодом. Затем накройте хирургическую зону.
  3. Сделайте разрез по средней линии от середины шейного отдела до ниже ксифоидного отростка с помощью электрохирургического блока (ESU).
  4. Проведите среднюю стернотомию вдоль средней линии от ксифовидного отростка вверх с помощью грудинной пилы. Прижгите края грудины с помощью ESU и нанесите костный воск в полость костного мозга для достижения гемостаза.
  5. Держите грудную клетку открытой с помощью стернального ретрактора.

4. Сбор двух автологичных каналов IMV

  1. Введите 300 U/кг гепарина для системного антикоагулянта, чтобы предотвратить тромбоз во время процедуры.
  2. Вскрытие окружающей ткани IMV с помощью ESU. Перерезать боковые ветви ножницами и добиться гемостаза с помощью ESU.
  3. Зажмите дистальный конец левого IMV гемостатическим зажимом. Сделайте разрез скальпелем прямо проксимально к зажиму. Введите тупую промывающую иглу через разрез и закрепляйте её неабсорбуемым полипропиленовым швом размером 5-0. После перевязки полностью перерезайте дистальный конец левого IMV.
  4. Убедитесь, что собранный канал жилы имеет достаточную длину (примерно 7–8 см). Зажмите проксимальный конец левого IMV гемостатическим зажимом. Перерезайте IMV дистально к месту зажима и перевяжите проксимальный конец 5-0 неабсорбируемым полипропиленовым швом. Успешно собранный IMV должен быть длиной 7–8 см, без явных спазмов или скручиваний, и без видимого кровотечения боковых ветвей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: IMV имеет тонкую стенку и склонен к спазмам. Следует избегать прямого захвата, чрезмерного сцепления и высокого давления. Проводник следует обрабатывать окружающими тканями по возможности и сразу хранить в ледяном гепарино-папаверином физиологическом растворе после уборки.
  5. Поместите левый IMV в ледяной гепарин-папавериновый физиологический раствор (30 мг папаверина и 2 500 U гепарина, растворённые в 500 мл нормального физиологического раствора).
  6. Собирайте правильный IMV тем же методом.

5. Установление и начало кардиопульмонального шунтирования (CPB)

  1. Откройте перикард вдоль и подвесите его тяговыми швами.
  2. Обеспечьте активированное время свертывания (ACT) > 480 секунд.
  3. Наместите два концентрических шва из кошелька-нити, используя 5-0 неабсорбируемых полипропиленовых швов. Установите центральную артериальную каннуляцию с помощью артериальной канюли при 18°F. После тщательной очистки подключите артериальную канюлю к артериальной линии кардиопульмонального шунтирования.
  4. Установите венозную канюляцию с помощью венозной канюли при температуре 24°F в правом предсердии и соедините её с венозной линией.
  5. Инициируйте CPB. Постепенно устанавливайте приток артерий, затем венозный дренаж. Увеличить поток насоса в течение следующих нескольких минут в зависимости от системного артериального давления, венозного возврата, уровня резервуара и глобальных параметров перфузии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку у миниатюрных свиней Бамы относительно небольшой объём крови, цепь CPB должна быть адекватно подготовлена 2 л лактатного раствора Рингера и 500 мг метилпреднизолона. Если происходит чрезмерная гемодилюция, при необходимости может рассматриваться переливание крови.

6. Аортальное перекрёстное зажимывание и кардиоплегическая остановка

  1. Введите канюлю антеградной кардиоплегии в корень аорты через шов из сумочной нитки. Подключите канюлю кардиоплегии к линии кардиоплегии.
  2. Перекрестный зажим восходящей аорты в положении между артериальной канюлей и точкой доступа к кардиоплегии.
  3. Вызвать остановку сердца холодно-модифицированным раствором St. Thomas при температуре 4 °C (10–15 мл/кг). Нанесите ледяную слякоть на поверхность сердца для быстрого охлаждения и защиты миокарда.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор St. Thomas был приготовлен согласно Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05: каждые 100 мл содержали хлорид натрия 643 мг, хлорид калия 119,3 мг, гексагидрат хлорида магния 325,3 мг и хлорида кальция 17,6 мг дигидрата в воде для инъекций, при этом 10 мл 8,4% бикарбоната натрия добавляли на каждые 1000 мл непосредственно перед использованием.

7. Дистальный анастомоз трансплантатов IMV

  1. Введите в трансплантат 4 °C гепарина-папаверина физиологический раствор (подготовленный как описано в шаге 4.5) через тупую иглу для промывания, чтобы проверить утечку, обрезать свободный конец и поставить 8-0 Неабсорбуемый полипропиленовый шов.
  2. Откройте LCX микрохирургическими ножницами. Вставьте интралюминальный шунт.
  3. Использование 8-0 Неабсорбуемый полипропиленовый шов выполните конечно-боковой анастомоз между одним концом трансплантата IMV и LCX с помощью парашютного шва.
  4. Удалите шунт. Введите гепаринизированную аутологичную кровь в трансплантат IMV, чтобы расширить сосуд, вывести задержанный воздух и проверить наличие утечок в анастомотических участках и боковых ветвях. После инъекции гепаринизированной аутологичной крови трансплантат должен равномерно расширяться без фокального сужения, скручивания или протекания боковых ветвей или дистального анастомоза. Завершите анастомоз между трансплантатом IMV и LCX.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гепаринизированная аутологичная кровь получается непосредственно из цепи CPB. Общий объём гепаринизированной аутологичной крови должен составлять не менее 50 мл, а точный объём для каждой инъекции должен корректироваться с учётом растяжения трансплантата и утечки из трансплантатов или анастомосических участков.
  5. Используйте тот же метод, чтобы полностью анастомозировать один конец другого IMV-трансплантата к боковой части LAD.

8. Проксимальный анастомоз трансплантатов IMV

  1. Удалите канюлю кардиоплегии. Создайте отверстие на этом месте с помощью 3,5 мм пробивателя.
  2. Введите гепарин-папаверин нормального физиологического раствора комнатной температуры (с пропорциями гепарина, папаверина и нормального физиологического раствора, как описано в шаге 4.5) в трансплантат IMV, анастомозированный в LAD через тупую промывающую иглу. После расширения трансплантата IMV частично зажмите его и перерезайте конец, соединённый с тупой иглой для промывания. Дополнительно обрежьте свободный конец ножницами для тканей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте использования 4 °C гепарина-папаверина нормального физраствора на этом этапе для уменьшения спазма трансплантата. Специфический объём инъекции нормального физиологического раствора гепарина-папаверина должен определяться по объему, необходимому для поддержания расширения трансплантата IMV.
  3. Обрежьте сегмент артериального катетера и соедините его с левым желудочковым вентиляционным отверстием. После соединения введите артериальный катетер в аорту через пробитое отверстие.
  4. Обработайте трансплантат IMV, анастомозированный в LCX, аналогичным образом, как описано в шаге 8.2.
  5. Создайте отверстие с левой стороны корня аорты с помощью пуантора диаметром 3,5 мм.
  6. Проведите конечно-боковой анастомоз свободного конца трансплантата IMV, анастомозированный в LCX в отверстие с левой стороны корня аорты и оставьте анастомоз неполным.
  7. Вставьте катетер левого сердечного отверстия в корень аорты через это анастомотическое отверстие.
  8. Проведите конечно-боковой анастомоз свободного конца трансплантата IMV, дистально анастомозированного к LAD к другому отверстию в корене аорты.
  9. Удалите катетер из левого сердечного отвора. Зажмите оба трансплантата IMV микрохирургическими гемостатическими клипсами. Завершите анализ анастомозов обоих трансплантатов IMV на аорту.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед реперфузией оба трансплантата IMV должны лежать без натяжения и изгиба, а проксимальные и дистальные анастомомы не должны показывать явных протечек.

9. Реперфузия, отлучение от CPB и декангуляция

  1. Освободите аортальный кросс-зажим и повторите перфузию сердца.
  2. Поставьте ещё 8-0 Неабсорбуемые полипропиленовые швы в анастомотических участках или вдоль трансплантатов IMV по мере необходимости для достижения гемостаза.
  3. Отлучение от CPB после того, как свинья станет гемодинамически стабильным и сердце восстановит адекватную функцию.
  4. Деканюлируйте аорту и правое предсердие, а также обеспечьте гемостаз во всех местах канюляции.
  5. После отделения от CPB оценивайте оба трансплантата с помощью интраоперационной ультразвуковой диагностики в соответствии с институциональным стандартным протоколом. Используйте цветную доплеровскую визуализацию для выявления сигналов кровотока внутри трансплантатов аорты в LAD и аорты в LCX, а также фиксируйте расположение трансплантата, направление потока и качественную пропускливость. Если есть возможность, проведите измерение времени транзитного потока (TTFM) для количественной оценки потока трансплантата.

10. Гемостаз и закрытие грудной клетки

  1. Получите тщательный гемостаз на проксимальных аортальных анастомозах, дистальных коронарных анастомозах, внутренних молочных венах, местах канюляции аорты и предсердий, а также на краях стернотомии.
  2. Вставьте две дренажные трубки.
  3. Переосмыслить грудину и замыкать мышцы, фасцию, подкожную ткань и кожу слоями.
  4. Переведите свинью в контролируемое послеоперационное восстановление.

11. Послеоперационный уход и последующее наблюдение

  1. Поддерживайте термическую поддержку постоянно, используя грелки или одеяла с принудительным воздушным согревом, чтобы поддерживать температуру тела свинки на уровне 37,0–38,5 °C.
  2. Ежедневно фиксируйте потребление и выход жидкости модели свиньи, уровень сознания, частоту сердечных сокращений, артериальное давление, центральное венозное давление, общий анализ крови и газы в крови.
  3. Обеспечить поддержку вентиляции вентиляции с использованием 100% кислорода на ранней послеоперационной фазе для обеспечения стабильного газообмена и предотвращения вазоконстрикции лёгких, вызванной гипоксией. Отлучение животного от аппарата искусственной вентиляции лёгких и удаление эндотрахеальной трубки, когда свинья возобновит сильное, равномерное спонтанное дыхание, проявит защитный глотательный рефлекс и получит удовлетворительные результаты газов артериальной крови.
  4. Послеоперационная антимикробная профилактика: вводите цефуроксим натрия (3–5 мг/кг) каждые 8–12 часов в течение 48–72 часов после операции. Ежедневно оценивайте животных на наличие признаков инфекции. Ежедневно проверяйте разрез стернотомии и места дренажной трубки на наличие аномального образования экссудата или абсцесса.
  5. Оценивайте признаки боли у животного каждые 2–4 часа с помощью стандартных шкал поведенческой боли у свиней. Следите за распространёнными признаками боли после стернотомии, включая вокализацию, сгорбленную осанку, нежелание двигаться, скрежетание зубами или социальную изоляцию. Назначайте опиоиды или нестероидные противовоспалительные препараты (НПВС) в зависимости от поведения животного, чтобы обеспечить адекватное облегчение боли и плавное восстановление.
  6. Оперативно корректируйте вазоактивные препараты (например, дофамин, адреналин) и поддержку жидкости для поддержания стабильного артериального давления (>70 мм рт. ст.).
  7. Оценить постоперационную проходимость трансплантата с помощью CTA на первый и 28-й день после операции в соответствии с институциональным стандартным протоколом визуализации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Три миниатюрных свинки Bama — P1, P2 и P3 — прошли двухсосудную процедуру CABG. Все три животных прожили более 7 дней. Рисунок 1 иллюстрирует ключевые хирургические этапы, включая медианную стернотомию, взятие двусторонних аутологичных ИМВ, перикардиотомию для обнажения основных сосудов, установку CPB, доставку кардиоплегического раствора через аорту, охлаждение сердца с помощью ледяной слякоти, дистальные и проксимальные анастомозы для двухсосудистого АКШ, отъём от CPB, ультрасонографич...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании были установлены три двухсосудные модели свиней CABG с использованием двусторонних аутологичных IMV. Из двух трансплантатов IMV один использовался для строительства обхода от аорты к LCX, а другой — для строительства обхода от аорты к LAD. Хотя подкожная вена является стандартным клиническим венозным каналом для АКШ, ИМВ были выбраны потому, что подкожные вены миниатюрных свиней Бамы были слишком короткими для обеспечения двух свободных трансплантатов без натяжения пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о конфликтах интересов.

Благодарности

Эта работа была спонсирована Национальной программой ключевых исследований и разработок Китая (2023YFF0724701), ключевым проектом Frontier Biotechnology в рамках Национальной ключевой программы исследований и разработок Министерства науки и технологий Китая (2023YFC3404300; Цзянпин Сун), а также фондом клинических исследований для центральных высокоуровневых больниц больницы Фувай, Китайской академии медицинских наук, доклиническим исследованием ксеногенных многогенно редактированных донорских сердец для ортотопической трансплантации сердца у детей. Сердечная недостаточность (2025-GSP-ZD-4) и проект Государственной ключевой лаборатории сердечно-сосудистых заболеваний больницы Фувай, Китайская академия медицинских наук, скрининг и разработка лекарственных мишень для долгосрочного выживания при ортотопической кардиальной ксенотрансплантации (2025-GSP-GG-42).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

```html
Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anesthesia and others
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anesthesia and others
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Experimental animals
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anesthesia and others
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHemostasis
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anesthesia and others
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anesthesia and others
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anesthesia and others
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anesthesia and others
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anesthesia and others
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anesthesia and others
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnesthesia and others
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anesthesia and others
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anesthesia and others
Lactated Ringer’s SolutionKelun Pharmaceutical-Anesthesia and others
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthesia and others
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anesthesia and others
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anesthesia and others
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anesthesia and others
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anesthesia and others
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anesthesia and others
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer’s injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-CABG Surgery
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-CABG Surgery
Sutures BB 4-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Temperature probe3M-An

Ссылки

  1. Emmert MY, et al. Consensus statement-graft treatment in cardiovascular bypass graft surgery. Front Cardiovasc Med. 2024;11:1285685.
  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
  3. Hwang HY, et al. Association between angiography-derived Murray law-based quantitative flow ratio and 1-year coronary artery bypass graft patency. JACC Cardiovasc Interv. 2025;18(19):2326-2334.
  4. Szafron JM, Heng EE, Boyd J, Humphrey JD, Marsden AL. Hemodynamics and wall mechanics of vascular graft failure. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2024;44(5):1065-1085.
  5. Spadaccio C, et al. Fractional flow reserve-based coronary artery bypass surgery: current evidence and future directions. JACC Cardiovasc Interv. 2020;13(9):1086-1096.
  6. Koch SE, et al. Animal studies for the evaluation of in situ tissue-engineered vascular grafts: a systematic review, evidence map, and meta-analysis. NPJ Regen Med. 2022;7(1):17.
  7. Zou Y, Dietrich H, Hu Y, Metzler B, Wick G, Xu Q. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. Am J Pathol. 1998;153(4):1301-1310.
  8. Zou Y, Hu Y, Mayr M, Dietrich H, Wick G, Xu Q. Reduced neointima hyperplasia of vein bypass grafts in intercellular adhesion molecule-1-deficient mice. Circ Res. 2000;86(4):434-440.
  9. Hu Y, et al. Abundant progenitor cells in the adventitia contribute to atherosclerosis of vein grafts in ApoE-deficient mice. J Clin Invest. 2004;113(9):1258-1265.
  10. Milani-Nejad N, Janssen PM. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 2014;141(3):235-249.
  11. Fashina O, et al. Large animal model of vein graft intimal hyperplasia: a systematic review. Perfusion. 2023;38(5):894-930.
  12. Jia H, Chang Y, Song J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 2024;53(6):136-147.
  13. De Nisco G, et al. Comparison of swine and human computational hemodynamics models for the study of coronary atherosclerosis. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:731924.
  14. Li X, et al. Establishment and evaluation of a porcine vein graft disease model. J Vis Exp. 2022;(185):63896.
  15. Lee MY, et al. Comparative analysis of heart functions in micropigs and conventional pigs using echocardiography and radiography. J Vet Sci. 2007;8(1):7-14.
  16. Mo J, et al. Blood metabolic and physiological profiles of Bama miniature pigs at different growth stages. Porcine Health Manag. 2022;8(1):35.
  17. George TJ, et al. Hemoglobin drift after cardiac surgery. Ann Thorac Surg. 2012;94(3):703-709.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Медицинавыпуск 234выпуск 234значение отсутствуетвыпускмежгрудная венааутологичный трансплантат

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.