What are the four stages of anesthesia in rodents?

Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.

How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?

First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.

What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?

The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.

How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?

Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.

What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?

The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.

Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?

Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.

What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?

Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.

Индукция и поддержание анестезии

0 views14:01 min

Правильный выбор анестетиков для хирургии и других потенциально болезненных процедур должен быть определен ветеринаром. Это основано на многочисленных аспектах, включая объем и продолжительность процедуры, вид и штамм, возраст и физиологическое состояние животного.

Анестетики доступны в виде ингалянтов или инъекций. Хирургическая анестезия может быть выполнена с использованием комбинации инъекционных и ингаляционных анестетиков. ²

1. Индукция ингаляционной анестезии

Ингаляционная анестезия включает изофлуран, севофлуран и десфлуран, причем изофлуран используется чаще всего. Эти анестетики используются чаще, потому что с их помощью легче контролировать глубину анестезии. Индукция анестезии с использованием ингаляционных анестетиков может быть выполнена с помощью колокольчика или индукционной камеры, которая устанавливается на прецизионный испаритель.

Баночка колокольчик
1. Оборудование: Колокольчик или банка для сушки с керамической или пластиковой перфорированной платформой, ватным тампоном, жидким анестетиком (изофлуран, севофлуран или десфлуран) и вытяжным шкафом, выводимым на улицу.
2. подготовка
  1. Используйте колокольчик под колпаком, а не на скамейке, чтобы избежать воздействия обезболивающих газов на персонал.
  2. Соберите банку-колокольчик платформой на дне, создав пространство между дном банки и платформой. Это необходимо для того, чтобы животное не контактировало с жидким анестетиком.
  3. Надев нитриловые перчатки или другие непроницаемые перчатки, пропитайте ватный шарик обезболивающим.
  4. Поместите ватный тампон под платформу в банку с колокольчиком.
  5. Прикрепите крышку к колокольчику, чтобы предотвратить утечку паров анестетика.
3. индукция
  1. Поместите животное в банку-колокольчик, сдвинув крышку в сторону.
  2. Как только животное окажется в банке, необходимо будет понаблюдать за его активностью и дыханием, чтобы определить глубину анестезии.
  3. Животное подвергается воздействию обезболивающего, эффектного.
  4. Как только животное будет полностью обезболито, сдвиньте крышку в сторону, оставив пространство, достаточное для введения руки. Возьмитесь за хвост, загривок или тело животного, находящегося под наркозом, и аккуратно извлеките его из банки с колокольчиком.
Прецизионные испарители
Прецизионные испарители могут использоваться как с индукционной камерой, так и с маской для лица. Анестезиологический аппарат следует осматривать перед каждой процедурой. При низком уровне следует добавить подходящий анестетик. Система очистки должна быть проверена, чтобы убедиться в полном удалении отходящих газов. Для пассивных систем анестезии отходящими газами следует взвесить продувочный баллон, чтобы определить, является ли он по-прежнему эффективным. Как правило, увеличение веса на 50 граммов по сравнению со стартовым весом является точкой, в которой расходуется канистра.
1. оборудование
  1. Индукционная камера, прецизионный испаритель, блок улавливания отходящих газов (пассивный или активный) и жидкий анестетик (изофлуран, севофлуран или десфлуран, в зависимости от типа используемого испарителя).
2. подготовка
  1. Соберите индукционную камеру таким образом, чтобы вход подавался от испарителя, а выход — в систему очистки отходящих газов.
3. индукция
  1. Поместите животное в индукционную камеру. Некоторые камеры имеют сдвижную крышку, а другие – откидную крышку, которая защелкивается.
  2. Как только животное оказывается в камере, запускается поток кислорода и прецизионный испаритель включается на уровне индукции 3-4 для изофлурана. Более низкий уровень подачи анестетика приведет к увеличению времени индукции.
  3. Животное подвергается воздействию обезболивающего, эффектного.
  4. После того, как животное будет полностью обезболино, промойте камеру кислородом перед тем, как удалить животное, чтобы предотвратить воздействие анестезирующих газов на персонал. Если индукционная камера размещена в вытяжном шкафу, промывка кислородом для выдувания анестетика из камеры перед открытием не требуется.
  5. Возьмитесь за хвост, загривок или тело животного, находящегося под наркозом, и аккуратно выньте его из камеры.
Маска
1. Оборудование включает в себя носовой конус или маску грызунов, прецизионный испаритель, установку для сбора отходящих газов (пассивную или активную) и жидкий анестетик (изофлуран, севофлуран или десфлуран, в зависимости от типа используемого испарителя).
2. подготовка
  1. Соберите носовой обтекатель или маску таким образом, чтобы вход был от испарителя, а выход — от системы очистки отходящих газов.
  2. Аппараты для анестезии грызунов часто имеют тумблер для переключения подачи паров анестетика из индукционной камеры в носовой конус или маску грызунов. Убедитесь, что он правильно настроен для подачи анестетика в носовой конус.
3. индукция
  1. Поскольку анестезирующие газы имеют неприятный запах, многие животные будут возражать против ношения масок для индукции. Предпочтительным методом является использование индукционной коробки с последующим обслуживанием носового обтекателя. После того, как нос или морда животного надежно закреплены в маске, начинается поток кислорода и прецизионный испаритель включается на уровне индукции 5 для изофлурана. Более низкие уровни подачи анестетика приведут к увеличению времени индукции и увеличению трудностей со стороны животного.
  2. Крайне важно, чтобы животное следило за дыханием, так как слишком крепкий захват во время индукции может привести к удушью.
  3. Как только животное начинает расслабляться, нос или морда могут быть отрегулированы в носовом конусе или маске, а подача анестетика снижается до поддерживающего уровня 1,5-0,5 для изофлурана после достижения полного расслабления.

2. Индукция анестезии с помощью инъекционных анестетиков

Инъекционные анестетики - это в первую очередь смесь кетамина и седативных средств или миорелаксантов.

Распространенные комбинации: 1) Коктейль для грызунов, который состоит из кетамина (100 мг/мл), ксилазина (20 мг/мл), ацепромазина (10 мг/мл) и стерильного физиологического раствора (0,9% NaCl); 2) кетамин/ксилазин 2:1, который состоит из кетамина (100 мг/мл), ксилазина (20 мг/мл) и стерильного физиологического раствора (0,9% NaCl); и 3) смесь кетамина/ксилазина для мышей, которая состоит из кетамина (100 мг/мл), ксилазина (20 мг/мл) и стерильного физиологического раствора (0,9% NaCl). При использовании комбинации кетамина/ксилазина усиление следует проводить только кетамином, а не ксилазином, из-за периода полувыведения этих препаратов.

Комбинация кетамина с седативными и/или мышечными релаксантами должна быть приготовлена в виде исходного раствора, из которого можно извлечь индивидуальные дозы. Агенты должны быть точно отмерены и разбавлены стерильным физиологическим раствором, чтобы гарантировать, что животным будут введены надлежащие дозы. Поскольку кетамин является контролируемым веществом, его количество должно быть указано в «Журнале контролируемых наркотиков», а смеси должны иметь отдельные «Журналы контролируемых веществ». При приготовлении смесей медленно добавляйте кетамин в бутылку, так как он имеет тенденцию пениться при сильном введении. Для приготовления смеси используется стерильная пробка объемом 20 мл. Флаконы должны быть надлежащим образом маркированы с указанием названия соединений, даты смешивания, срока годности, номера партии кетамина (поскольку это контролируемое вещество) и рекомендуемой дозировки. Срок годности может быть определен по дате истечения срока действия ингредиента (зависит от правил/рекомендаций учреждения/штата). Для точного учета кетамина необходимо взвесить как пустую бутылку, так и наполненную бутылку. Затем вес должен быть записан на этикетке смеси и на индивидуальном листе журнала контролируемых веществ, который составляется для каждой бутылки. Храните смеси кетамина в темном месте с контролируемой температурой для поддержания потенции.

Приготовление коктейля из грызунов
1. Оборудование для приготовления обезболивающего раствора включает в себя шприцы объемом 3 куб. см, шприц объемом 12 куб. см, иглы 22 г x 1 дюйм, 1,8 куб. см кетамина для инъекций 100 мг/мл, 1,8 куб. см ксилазина для инъекций 20 мг/мл, 0,6 куб. см ацепромазина для инъекций 10 мг/мл, 15,8 мл стерильного физиологического раствора для инъекций и этикетку для анестетика.
2. Наберите 15,8 мл стерильного физиологического раствора и введите его в бутылку. Используйте шприц объемом 12 куб. см и шприц объемом 3 куб. см и удалите пузырьки воздуха для точных измерений.
3. Добавьте в бутылку кетамин, ксилазин и ацепромазин.
Введение коктейля из грызунов
1. В целом, коктейль для грызунов используется для обезболивания мышей. Из-за различий в реакции на коктейль грызунов у взрослых крыс, его лучше всего использовать у крыс в возрасте до 5 недель. Коктейль для грызунов можно использовать в сочетании с ингаляционной анестезией, особенно у крыс.
2. Коктейль для грызунов обычно дают мышам в соответствии с весом, используя следующий расчет: (BW x 10) - 50 = микролитры Cocktail для грызунов. Это зависит от напряжения, возраста и состояния здоровья.
3. Этот раствор вводится только внутрибрюшинно. При внутримышечном введении может возникнуть тяжелая реакция в тканях.
Приготовление кетамина/ксилазина 2:1
1. Оборудование для приготовления обезболивающего раствора включает в себя шприцы объемом 3 куб. см, иглы 22 г x 1 дюйм, 10 куб. см кетамина для инъекций 100 мг/мл, 5 куб. см ксилазина для инъекций 20 мг/мл, стерильный флакон с пробкой 20 мл и этикетку для анестетика.
2. Добавьте в бутылку кетамин и ксилазин.
индукция
1. Кетамин/ксилазин 2:1 используется для анестезии у крыс и может использоваться в сочетании с ингаляционной анестезией.
2. Кетамин/ксилазин 2:1 обычно назначают, начиная с дозы 0,3 куб. см и увеличивая дозу на 0,02 куб. см при последующих анестезиях. Это зависит от напряжения, возраста и состояния здоровья.
3. Кетамин/ксилазин 2:1 вводится только внутримышечно.
Приготовление смеси для мышей с кетамином/ксилазином
1. Оборудование для производства смеси кетамина/ксилазина для мышей, необходимое для приготовления анестетического раствора, включает в себя 3 куб. см шприцев, иглы 22 г x 1 дюйм, 3,6 куб. см кетамина для инъекций 100 мг/мл, 0,4 куб. см ксилазина для инъекций 20 мг/мл, 16 мл стерильного физиологического раствора (0,9% NaCl), стерильный флакон с пробкой 20 мл и этикетку для анестетика.
2. Добавьте кетамин и ксилазин в бутылку, получив раствор кетамина к ксилазину в соотношении 9:1.
3. Добавьте физиологический раствор в бутылку, в результате чего получится смесь кетамина/ксилазина в соотношении 1:4 к физраствору.
Индукция кетамина/ксилазина Mouse Mix
1. Смесь кетамина/ксилазина для мышей также может использоваться в сочетании с ингаляционной анестезией.
2. Мышиную смесь кетамина/ксилазина обычно дают мышам в зависимости от веса, используя следующий расчет: (BW x 10) - 50 = микролитры мышиной смеси кетамина/ксилазина. Это зависит от напряжения, возраста и состояния здоровья.
3. Смесь для мышей с кетамином/ксилазином можно вводить внутрибрюшинно.

3. Оценка анестезии

Глубину анестетика можно оценить, проверив реакцию на различные стимулы. Произвольное движение будет результатом физических раздражителей тела. В таблице 1 приведен список физических методов, используемых для оценки глубины анестезии.

метод	процедура	ответ
Защемление пальцев ног	Вытяните ногу и изолируйте перепонку между пальцами ног. Эту область крепко защипывают либо ногтями, либо атравматичными щипцами.	О положительном рефлексе свидетельствует втягивание ноги или отвод стопы. Животное не находится в хирургической плоскости анестезии, если наблюдается движение ног или тела, вокализация или заметное учащение дыхания.
Защипывание хвоста	Кончик хвоста защемляется либо пальцами, либо атравматичными щипцами.	О положительной реакции свидетельствует подергивание или движение хвоста. Животное не находится в хирургической плоскости анестезии, если наблюдается движение хвоста, вокализация или заметное усиление дыхания.
Защемление уха	С помощью пальцев рук или атравматичных щипцов зажмите кончик ушной раковины.	Положительной реакцией является встряхивание головой или движение усов вперед. Если наблюдается движение головы, усы, вокализация или заметное учащение дыхания, животное не находится в хирургической плоскости анестезии.
Глазной рефлекс	Кончиком пальца коснитесь медиального кантуса (внутреннего уголка) глаза.	О положительном рефлексе свидетельствует моргание в ответ на прикосновение к векам. Если наблюдается движение век, усов или заметное увеличение дыхания, животное не находится в хирургической плоскости анестезии.
Роговичный рефлекс	С помощью аппликатора с ватным наконечником аккуратно коснитесь роговицы (глазного яблока).	О положительном ответе свидетельствует мигание. Если наблюдается движение век, усов или заметное учащение дыхания, животное не находится на достаточно глубокой плоскости хирургической анестезии.

Таблица 1. Методы физических стимулов для оценки глубины анестезии. ²

Также следует использовать физиологические показатели, такие как частота сердечных сокращений, частота дыхания, кровяное давление, цвет слизистой оболочки и время наполнения капилляров. В то время как общие наблюдения могут быть полезны для обнаружения изменений в частоте дыхания животных, использования частоты сердечных сокращений или артериального давления для оценки глубины, требуется специализированное оборудование. При наличии электрокардиографа можно измерить частоту и силу сердечных сокращений. Для измерения артериального давления существуют различные приборы, которые устанавливаются на хвосте или даже на всем теле. Физические раздражители, описанные в таблице 1, вызовут увеличение всех трех этих параметров.

Цвет слизистых оболочек, глаз, ушей, рта, носа, ануса и, в меньшей степени, лап и хвоста проверяется на предмет изменений. Участки должны быть розового цвета, что указывает на адекватное дыхание и сердечную функцию. Когда животное переходит к анестезии IV стадии, дыхание прекращается, что приводит к цианозу, обозначаемому синим или серым цветом, слизистых оболочек и окружающей кожи.

Время наполнения капилляров определяется как количество времени, необходимое для возвращения цвета во внешнее капиллярное ложе после того, как он был бланширован приложением давления на область. Аппликаторная палочка или палец надавливают на десны, ушные раковины или ногтевое ложе животных, находящихся под наркозом. Количество секунд, которое требуется для того, чтобы побледневшая область вернулась к розовому цвету, не должно быть больше 1-2 секунд. Увеличенное время пополнения предполагает снижение частоты сердечных сокращений или силы сердечных сокращений, что указывает на то, что животное может находиться под слишком глубокой анестезией и находиться на грани смерти.

Важно использовать несколько различных параметров для оценки глубины анестезии. Использование одного и того же пальца ноги или уха для повторных пощипываний снизит чувствительность области, а реакция будет подавлена и не даст точной оценки глубины анестезии. Используйте альтернативные места для оценки защемления пальцев ног и ушей. Глубину анестезии следует пересматривать каждые 10-30 минут на протяжении всей операции. ²

Исследования показали, что у животного, находящегося под наркозом, наблюдаются кардиореспираторные изменения. Во время обезболивания инъекционными препаратами животные испытывают стабильную частоту дыхания; Тем не менее, они демонстрируют вариабельность сердечного выброса. Сообщалось, что реакция на инъекционные анестетики сильно различается между различными штаммами, поэтому трудно стандартизировать дозировку. ⁷ Ингалянты имеют тенденцию снижать частоту дыхания, но оказывают меньшее влияние на сердечно-сосудистую систему. Поскольку дозировка ингаляционной анестезии легко регулируется на протяжении всей процедуры, она часто является предпочтительным методом.