Системное и местное доставки лекарств для лечения заболеваний центральной нервной системы у грызунов Модели

В этой видеостатье демонстрируются четыре способа доставки лекарств в центральную нервную систему. Первые три метода – это внутривенная инъекция, внутрибрюшинная инъекция и пероральный зонд. Все эти три метода приводят к системной доставке препарата.

Завершающим методом является местное вливание препарата в мозг мыши. Для этого метода in vivo используется оптическая визуализация для проверки правильности инфузии. Три метода системной доставки являются стандартными процедурами, которые широко используются в доклинических условиях.

Метод местного введения немного сложнее, но позволяет напрямую вводить агент в мозг в обход гематоэнцефалического барьера. Эти методы могут помочь ответить на ключевой вопрос. В новой онкологии, такой как эффективность и распространение Нобелевской премии, эти методы могут дать представление о новом лечении опухолей головного мозга.

Эти методы также могут быть применены при других заболеваниях центральной нервной системы, таких как нейродегенеративные и психические расстройства. Используя тепловую лампу для расширения хвостовой вены, согревайте мышь в течение пяти-10 минут, внимательно следите за мышью все время, чтобы избежать переохлаждения во время нагрева мыши. Загрузите препарат в инсулиновый шприц 28 калибра.

За один раз следует вводить не более 1% от массы тела мыши в объеме. По прошествии пяти-10 минут. Для переноса мыши на удерживающее устройство в хвосте мыши есть четыре видимых сосуда.

Дорсальные и боковые сосуды представляют собой вены. Вентральный сосуд – это артерия для доступа к боковой хвостовой вене, удерживать хвост мыши в самой дистальной точке и поворачивать его на 90 градусов так, чтобы вена была обращена вверх. Очистите места инъекций спиртовым тампоном.

Далее введите подготовленное место скоса шприца вверх в вену. Если игла правильно размещена в вене, она должна двигаться свободно и без давления. Медленно вводите препарат с равномерным давлением в течение пяти-10 секунд.

Если хвост стал опухшим, прекратите инъекцию, так как это указывает на то, что игла больше не находится в вене. После инъекции слегка надавите на место инъекции до тех пор, пока кровотечение не остановится. Обычно это занимает от 30 до 60 секунд.

Следите за мышью в течение 5–10 минут, чтобы убедиться, что кровотечение больше не происходит. Подготовьтесь к этой процедуре, загрузив препаратом шприц с иглой 28 калибра. Извлеките мышь из клетки за хвост и поместите ее на текстурированную поверхность, например на крышку клетки, чтобы мышь могла за что держаться.

Позвольте мыши вытянуть свое тело. Затем возьмитесь за кожу на тыльной стороне мыши, стараясь слегка зажать как можно больше кожи между большим и указательным и средним пальцами. Переверните мышь так, чтобы брюшко мыши было обращено вверх.

Если мышь может свободно двигать головой, отпустите хват и повторите попытку. Чтобы избежать укуса во время инъекции, держите мышь слегка перевернутой, чтобы помочь отодвинуть органы от места инъекции. Введите подготовленную иглу шприца под углом 30 градусов в левый нижний квадрант мыши, чтобы убедиться, что игла находится во внутрибрюшинном пространстве.

Потяните назад за поршень шприца. Если жидкость не всасывается в шприц, введите содержимое шприца с равномерным давлением в течение одной-пяти секунд. Отпустите мышь.

Наблюдайте за мышью в течение 5–10 минут после инъекции, чтобы убедиться, что она возвращается к нормальному уровню активности. Начните зондирование с определения того, насколько далеко игла может быть введена в рот мыши. Держите изогнутую иглу для зондирования шарикового наконечника 18 G у последнего ребра.

Отметьте длину с помощью перманентного маркера. Взвесьте мышь, чтобы определить объем инъекции. Максимальный объем, который может быть доставлен оральным зондом, составляет 10 миллилитров на килограмм массы тела.

Затем загрузите иглу. Затем ограничьте мышь тем же захватом, что и при внутрибрюшинной инъекции. Введите иглу для зонда в рот над языком и продвигайте иглу через глотку, чтобы избежать прокола пищевода.

Не вставляйте иглу за стопорную отметку. Игла должна проходить плавно, без какого-либо давления. Установив иглу на место, медленно нажмите на поршень.

Извлеките иглу под тем же углом, под которым она была введена. Не пытайтесь вводить большие объемы, чем рекомендуется. Так как это может привести к рефлюксу и неполной доставке препарата.

Поместите мышь обратно в клетку и наблюдайте за ней в течение 5–10 минут. Обращайте пристальное внимание на любые признаки затрудненного дыхания, которые могут свидетельствовать о том, что жидкость попала в легкие. При необходимости повторяйте эту процедуру.

В течение 24 часов можно вводить до трех доз, так как устойчивая к рефлюксу канюля CED для грызунов еще не поступила в продажу. Соорудите канюлю, состоящую из трех частей. Кусок кварцевой трубки диаметром 100 микрон, через который протекает восемь капель.

Жесткая металлическая игла для конструкционной поддержки и гибкая тефлоновая трубка для загрузки инфузии. Восемь. Чтобы подготовить операционную область, опрыскайте все поверхности дезинфицирующим средством с 2% хлоргексидином. Затем накройте поверхности впитывающими портьерами.

В операционную область следует поместить следующие принадлежности. Выберите больше петротарных посуд, одну из которых 3% перекиси водорода и одну 2% хлоргексидина, стерильные GRE и ватные палочки. Стерильные одноразовые скальпели No 21 автоклавы, степлер для кожи мыши, скобы и скобы для снятия скоб.

Стерильные иглы 20 калибра, грелка для поддержания температуры тела мыши, стереотаксическая рамка для мыши и шприцевой насос с регулируемой скоростью. Чтобы настроить канюлю, прикрепите к тефлоновой трубке шприц объемом в один миллилитров. С помощью набора пластиковых адаптеров для шприцев прикрепите канюлю к стереотаксической раме так, чтобы она была перпендикулярна операционной поверхности.

С помощью одномиллилитрового шприца продезинфицируйте канюлю, пропустив через нее 70% этанола. Повторите этот процесс, используя стерильный физиологический раствор. Затем проверьте наличие утечек вокруг каннаулярных суставов.

Потяните шприц назад так, чтобы в канюлю втянулся небольшой пузырь воздуха. Этот пузырь воздуха будет отделять настой восьмерки от физиологического раствора. Далее обратно загружаем восемь.

Подготовьте насос, кратковременно запустив канюлю. Поменяйте местами кожу мыши, находящейся под наркозом, со стерильной кровью, смоченной в 2% хлоргексидине, нанесите офтальмологическую мазь для поддержания достаточной влажности глаз во время процедуры. С помощью стерильного скальпеля создайте сагиттальный разрез по центру черепа, длиной примерно 1,5 сантиметра.

Очистите поверхность черепа с помощью ватного тампона, смоченного в 3% растворе перекиси водорода. На этом этапе должны быть видны линии швов черепа. Если нет, аккуратно промокните череп свежим ватным тампоном, смоченным в 3% растворе перекиси водорода.

Определите bgma, затем измерьте два миллиметра вправо и один миллиметр сзади, чтобы определить место инфузии. С помощью стерильной иглы 20 калибра аккуратно создайте отверстие в черепе в этом месте, прижимая иглу к черепу. Не прижимайте иглу вниз к черепу.

На этом этапе перенесите мышь в стереотаксическую рамку и начните вводить ингаляционный анестетик. На низком уровне. Внимательно следите за изменениями частоты дыхания на мыши, соответствующим образом регулируя анестетик.

Так что этот следующий шаг, вероятно, самый сложный аспект всего метода. При размещении канюли обязательно центрируйте ее над отверстием. Для этого проверьте расположение канюли со всех сторон.

Затем расположите канюлю над отверстием в черепе, а затем опустите ее на три миллиметра ниже поверхности черепа. Начните инфузию, включив шприцевую помпу, используя скорость и продолжительность, указанные здесь в конце инфузии. Медленно извлеките канюлю и поменяйте череп местами с 3% перекисью водорода.

Нанесите стерильный костный воск на отверстие с помощью щипцов. Стяните кожу вместе и скрепите скобами. Вводите бупренорфин подкожно для облегчения послеоперационной боли.

Поместите мышь в клетку на грелку, чтобы избежать переохлаждения. Не размещайте выздоравливающую мышь вместе с другими активными мышами. Наблюдайте за мышью после операции, пока она не придет в сознание и подвижность.

Из-за длительности процедуры мышь может занять до часа, чтобы восстановить полноценную активность. Если будет проводиться визуализация, лучше всего подождать два-три часа, чтобы выполнить визуализацию флуоресцентной меченой инфузии. Восемь. После введения КЭД расположите анестезированную мышь на дорсальном участке в станции визуализации, используя соответствующую настройку фильтра для флуоресценции, которая визуализируется.

Получение изображения для CED. Успешная инфузия должна показать большую часть материала в черепе рядом с местом инфузии. Отсутствие побочной реакции на введение терапии является важным показателем успешности инъекции.

Ниже приведены признаки неправильных инъекций для инъекций из хвоста, изменение внешнего вида размера или цвета хвоста, пузырь или волдырь в хвосте, указание на подкожное, а не внутривенное введение. Для внутрибрюшинных инъекций. Шишка на коже или изменение цвета живота могут свидетельствовать о подкожной инъекции или повреждении внутренних структур.

При зондировании мышь с затрудненным дыханием или кашлем может указывать на то, что жидкость была введена в легкие, а не в желудок. При КСИ неврологическая функция важна для оценки успешности проведения терапии. Мышь, у которой наблюдаются судороги или гемипарез, могла получить неправильную инфузию.

Здесь визуализация in vivo была выполнена на мыши, причем успешная инфузия CED была показана слева, а неудачная инфузия показана справа. Обратите внимание, что при успешной инфузии сигнал визуализации локализуется в мозге. Во время неудачной инфузии сигнал распространился вниз по нейрооси.

Как вы уже видели, самым сложным аспектом этой процедуры является правильный выбор способа введения. При доставке лекарств в центральную нервную систему важно учитывать фармакологические свойства препаратов, чтобы выбрать наилучшую нагрузку введения. Вот и все.

Надеюсь, вам был полезен этот доклад, и удачи в ваших экспериментах.