Введение экспериментальных агентов в организм мыши
Многие эксперименты основаны на введении различных препаратов мышам. Часто эти вещества вводят для изучения их влияния на биологический процесс. Кроме того, препараты могут играть важную роль в подготовке животных к эксперименту. В этом видео мы обсудим важные аспекты введения экспериментальных агентов, инструменты для их доставки, некоторые конкретные пути введения и области применения этих основных методов.
Итак, какие факторы необходимо учитывать при планировании введения экспериментального препарата?
Первым является подбор подходящей дозы. Обеспечение правильной дозировки препарата, которая обычно рассчитывается в зависимости от веса животного, имеет решающее значение.
Также важно учитывать путь введения. Выбор одного из многих доступных путей введения будет зависеть от таких свойств, как вкусовые качества препарата, его вязкость, объем вводимого вещества, целевая ткань и требуемая скорость распространения. В данном видео мы сосредоточимся на инъекциях, которые являются одним из наиболее эффективных методов доставки препарата.
Прежде чем обсуждать технику выполнения инъекции, ознакомимся с основными инструментами, необходимыми для этой процедуры.
Начнем со шприца. Жидкости удерживаются в цилиндре, который имеет разметку для точного измерения объема. Поршень плотно прилегает к цилиндру и используется для перемещения его содержимого. Наконец, кончик шприца является местом крепления основания иглы. На противоположном конце стержня иглы находится скошенный кончик. Будьте осторожны, он очень острый!
Основания игл имеют цветовую кодировку, соответствующую их размеру, или «гейджу» (gauge), при этом более высокие значения гейджа указывают на меньший диаметр иглы. Размер иглы выбирается в зависимости от желаемого пути введения: чем меньше или чувствительнее область, тем более тонкая игла требуется.
Выбрав подходящую иглу и шприц для вашего эксперимента, наберите препарат в цилиндр, оттягивая поршень назад. Пузырьки воздуха, введенные вместе с препаратом, могут повредить ткани и нанести вред подопытному животному. Поэтому переверните шприц и осторожно постучите по цилиндру, чтобы все пузырьки переместились к кончику и вышли наружу. По возможности выдавите излишек препарата, чтобы убедиться, что пузырьки воздуха полностью удалены.
Теперь, когда шприц заправлен и готов, вы почти готовы выполнить инъекцию!
Перед началом работы важно использовать соответствующие средства индивидуальной защиты, включая перчатки. Также крайне важен правильный захват животного, который немного различается в зависимости от места введения препарата.
Для подкожных инъекций, которые часто проводятся под дерму в области шеи животного, мышей фиксируют методом «захвата за загривок» (scruffing). Сначала удержите животное за хвост и дайте ему уцепиться за крышку клетки. Затем крепко захватите кожу на загривке, создавая кожную складку в области плеч животного.
Иглу следует вводить в основание кожной складки, вводя препарат путем плавного и равномерного нажатия на поршень. Введенная жидкость будет медленно всасываться в кровоток.
Интраперитонеальные инъекции в полость тела всасываются со скоростью, близкой к скорости всасывания при пероральном приеме. Чтобы получить доступ к брюшной полости, переверните зафиксированное животное и надежно зажмите хвост мизинцем.
Затем мысленно разделите брюшную полость животного на 4 квадранта и введите иглу в нижний левый или правый квадрант. Плавно и равномерно нажмите на поршень, чтобы ввести до нескольких сотен µL препарата. В качестве альтернативы, внутривенные инъекции позволяют более эффективно и системно доставить экспериментальный агент.
Внутривенные инъекции чаще всего выполняются в хвостовые вены. Сначала мышей в течение нескольких минут прогревают под тепловой лампой, что вызывает расширение вен и облегчает введение иглы. Чтобы мышь оставалась неподвижной во время инъекции, поместите ее в пластиковый фиксатор, пропустив хвост через специальное отверстие сзади.
Для успешного выполнения внутривенных инъекций крайне важно правильно идентифицировать сосуд. Убедитесь, что вы нашли одну из двух каудальных вен по бокам хвоста, а не артерию, расположенную на нижней стороне хвоста.
Держите иглу срезом вверх и введите ее в вену. При правильном расположении иглы в ходе инъекции цвет вены изменится с темно-синего на бледно-белый по мере продвижения препарата по сосуду.
После каждой инъекции утилизируйте иглу в контейнер для биоопасных острых предметов, не надевая колпачок обратно. Никогда не используйте иглу повторно, так как кончики могут затупиться и травмировать мышь.
Теперь, когда вы ознакомились с распространенными методами инъекций, рассмотрим некоторые практические аспекты введения экспериментальных агентов.
Во многих экспериментах мышей заражают определенным патогеном для изучения прогрессирования заболевания, а также взаимодействий между хозяином и патогеном. Например, подкожные инъекции антибиотикорезистентных бактерий вызывают образование очагов поражения, размер которых служит показателем вирулентности патогена. Кроме того, инъекции в подушечку лапы могут использоваться для визуализации в реальном времени процесса привлечения иммунных клеток в очаг инфекции.
Мышиные модели также полезны для изучения прогрессирования рака и методов его терапии. Для создания таких моделей инъекции могут применяться для быстрого и эффективного индуцирования злокачественных новообразований у мышей как путем введения канцерогенных соединений, так и путем имплантации раковых клеток в ткани хозяина.
Однако для доставки агента инъекции требуются не всегда. Например, интраназальная инокуляция может использоваться для введения исследуемого агента в легкие с целью имитации и изучения прогрессирования респираторных заболеваний. Другой способ, зондовое кормление (гаваж), позволяет вводить агент непосредственно в желудок, что обеспечивает точную дозировку, недостижимую при введении через корм или воду.
Вы только что посмотрели обзор JoVE по введению экспериментальных агентов мышам. В этом видео мы рассмотрели факторы, которые следует учитывать при выборе экспериментального агента, инструменты и стратегии проведения инъекций мышам, а также некоторые варианты применения этих важнейших методов. Спасибо за просмотр!
Многие исследования, проводимые на мышах (Mus musculus), требуют введения животному экспериментального препарата. Например, может возникнуть необходим…
Многие эксперименты основаны на введении различных препаратов мышам. Часто эти вещества вводят для изучения их влияния на биологический процесс. Кроме того, препараты могут играть важную роль в подготовке животных к эксперименту. В этом видео мы обсудим важные аспекты введения экспериментальных агентов, инструменты для их доставки, некоторые конкретные пути введения и области применения этих основных методов.
Итак, какие факторы необходимо учитывать при планировании введения экспериментального препарата?
Первым является подбор подходящей дозы. Обеспечение правильной дозировки препарата, которая обычно рассчитывается в зависимости от веса животного, имеет решающее значение.
Также важно учитывать путь введения. Выбор одного из многих доступных путей введения будет зависеть от таких свойств, как вкусовые качества препарата, его вязкость, объем вводимого вещества, целевая ткань и требуемая скорость распространения. В данном видео мы сосредоточимся на инъекциях, которые являются одним из наиболее эффективных методов доставки препарата.
Прежде чем обсуждать технику выполнения инъекции, ознакомимся с основными инструментами, необходимыми для этой процедуры.
Начнем со шприца. Жидкости удерживаются в цилиндре, который имеет разметку для точного измерения объема. Поршень плотно прилегает к цилиндру и используется для перемещения его содержимого.Наконец, кончик шприца является местом крепления основания иглы. На противоположном конце стержня иглы находится скошенный кончик. Будьте осторожны, он очень острый!
Основания игл имеют цветовую кодировку, соответствующую их размеру, или «гейджу» (gauge), при этом более высокие значения гейджа указывают на меньший диаметр иглы. Размер иглы выбирается в зависимости от желаемого пути введения: чем меньше или чувствительнее область, тем более тонкая игла требуется.
Выбрав подходящую иглу и шприц для вашего эксперимента, наберите препарат в цилиндр, оттягивая поршень назад. Пузырьки воздуха, введенные вместе с препаратом, могут повредить ткани и нанести вред подопытному животному. Поэтому переверните шприц и осторожно постучите по цилиндру, чтобы все пузырьки переместились к кончику и вышли наружу. По возможности выдавите излишек препарата, чтобы убедиться, что пузырьки воздуха полностью удалены.
Теперь, когда шприц заправлен и готов, вы почти готовы выполнить инъекцию!
Перед началом работы важно использовать соответствующие средства индивидуальной защиты, включая перчатки. Также крайне важен правильный захват животного, который немного различается в зависимости от места введения препарата.
Для подкожных инъекций, которые часто проводятся под дерму в области шеи животного, мышей фиксируют методом «захвата за загривок» (scruffing). Сначала удержите животное за хвост и дайте ему уцепиться за крышку клетки. Затем крепко захватите кожу на загривке, создавая кожную складку в области плеч животного.
Иглу следует вводить в основание кожной складки, вводя препарат путем плавного и равномерного нажатия на поршень. Введенная жидкость будет медленно всасываться в кровоток.
Интраперитонеальные инъекции в полость тела всасываются со скоростью, близкой к скорости всасывания при пероральном приеме. Чтобы получить доступ к брюшной полости, переверните зафиксированное животное и надежно зажмите хвост мизинцем.
Затем мысленно разделите брюшную полость животного на 4 квадранта и введите иглу в нижний левый или правый квадрант. Плавно и равномерно нажмите на поршень, чтобы ввести до нескольких сотен µL препарата. В качестве альтернативы, внутривенные инъекции позволяют более эффективно и системно доставить экспериментальный агент.
Внутривенные инъекции чаще всего выполняются в хвостовые вены. Сначала мышей в течение нескольких минут прогревают под тепловой лампой, что вызывает расширение вен и облегчает введение иглы. Чтобы мышь оставалась неподвижной во время инъекции, поместите ее в пластиковый фиксатор, пропустив хвост через специальное отверстие сзади.
Для успешного выполнения внутривенных инъекций крайне важно правильно идентифицировать сосуд. Убедитесь, что вы нашли одну из двух каудальных вен по бокам хвоста, а не артерию, расположенную на нижней стороне хвоста.
Держите иглу срезом вверх и введите ее в вену. При правильном расположении иглы в ходе инъекции цвет вены изменится с темно-синего на бледно-белый по мере продвижения препарата по сосуду.
После каждой инъекции утилизируйте иглу в контейнер для биоопасных острых предметов, не надевая колпачок обратно. Никогда не используйте иглу повторно, так как кончики могут затупиться и травмировать мышь.
Теперь, когда вы ознакомились с распространенными методами инъекций, рассмотрим некоторые практические аспекты введения экспериментальных агентов.
Во многих экспериментах мышей заражают определенным патогеном для изучения прогрессирования заболевания, а также взаимодействий между хозяином и патогеном. Например, подкожные инъекции антибиотикорезистентных бактерий вызывают образование очагов поражения, размер которых служит показателем вирулентности патогена. Кроме того, инъекции в подушечку лапы могут использоваться для визуализации в реальном времени процесса привлечения иммунных клеток в очаг инфекции.
Мышиные модели также полезны для изучения прогрессирования рака и методов его терапии. Для создания таких моделей инъекции могут применяться для быстрого и эффективного индуцирования злокачественных новообразований у мышей как путем введения канцерогенных соединений, так и путем имплантации раковых клеток в ткани хозяина.
Однако для доставки агента инъекции требуются не всегда. Например, интраназальная инокуляция может использоваться для введения исследуемого агента в легкие с целью имитации и изучения прогрессирования респираторных заболеваний. Другой способ, зондовое кормление (гаваж), позволяет вводить агент непосредственно в желудок, что обеспечивает точную дозировку, недостижимую при введении через корм или воду.
Вы только что посмотрели обзор JoVE по введению экспериментальных агентов мышам. В этом видео мы рассмотрели факторы, которые следует учитывать при выборе экспериментального агента, инструменты и стратегии проведения инъекций мышам, а также некоторые варианты применения этих важнейших методов. Спасибо за просмотр!
Многие эксперименты основаны на введении различных препаратов мышам. Часто эти вещества вводят для изучения их влияния на биологический процесс. Кроме того, препараты могут играть важную роль в подготовке животных к эксперименту. В этом видео мы обсудим важные аспекты введения экспериментальных агентов, инструменты для их доставки, некоторые конкретные пути введения и области применения этих основных методов.
Итак, какие факторы необходимо учитывать при планировании введения экспериментального препарата?
Первым является подбор подходящей дозы. Обеспечение правильной дозировки препарата, которая обычно рассчитывается в зависимости от веса животного, имеет решающее значение.
Также важно учитывать путь введения. Выбор одного из многих доступных путей введения будет зависеть от таких свойств, как вкусовые качества препарата, его вязкость, объем вводимого вещества, целевая ткань и требуемая скорость распространения. В данном видео мы сосредоточимся на инъекциях, которые являются одним из наиболее эффективных методов доставки препарата.
Прежде чем обсуждать технику выполнения инъекции, ознакомимся с основными инструментами, необходимыми для этой процедуры.
Начнем со шприца. Жидкости удерживаются в цилиндре, который имеет разметку для точного измерения объема. Поршень плотно прилегает к цилиндру и используется для перемещения его содержимого. Наконец, кончик шприца является местом крепления основания иглы. На противоположном конце стержня иглы находится скошенный кончик. Будьте осторожны, он очень острый!
Основания игл имеют цветовую кодировку, соответствующую их размеру, или «гейджу» (gauge), при этом более высокие значения гейджа указывают на меньший диаметр иглы. Размер иглы выбирается в зависимости от желаемого пути введения: чем меньше или чувствительнее область, тем более тонкая игла требуется.
Выбрав подходящую иглу и шприц для вашего эксперимента, наберите препарат в цилиндр, оттягивая поршень назад. Пузырьки воздуха, введенные вместе с препаратом, могут повредить ткани и нанести вред подопытному животному. Поэтому переверните шприц и осторожно постучите по цилиндру, чтобы все пузырьки переместились к кончику и вышли наружу. По возможности выдавите излишек препарата, чтобы убедиться, что пузырьки воздуха полностью удалены.
Теперь, когда шприц заправлен и готов, вы почти готовы выполнить инъекцию!
Перед началом работы важно использовать соответствующие средства индивидуальной защиты, включая перчатки. Также крайне важен правильный захват животного, который немного различается в зависимости от места введения препарата.
Для подкожных инъекций, которые часто проводятся под дерму в области шеи животного, мышей фиксируют методом «захвата за загривок» (scruffing). Сначала удержите животное за хвост и дайте ему уцепиться за крышку клетки. Затем крепко захватите кожу на загривке, создавая кожную складку в области плеч животного.
Иглу следует вводить в основание кожной складки, вводя препарат путем плавного и равномерного нажатия на поршень. Введенная жидкость будет медленно всасываться в кровоток.
Интраперитонеальные инъекции в полость тела всасываются со скоростью, близкой к скорости всасывания при пероральном приеме. Чтобы получить доступ к брюшной полости, переверните зафиксированное животное и надежно зажмите хвост мизинцем.
Затем мысленно разделите брюшную полость животного на 4 квадранта и введите иглу в нижний левый или правый квадрант. Плавно и равномерно нажмите на поршень, чтобы ввести до нескольких сотен µL препарата. В качестве альтернативы, внутривенные инъекции позволяют более эффективно и системно доставить экспериментальный агент.
Внутривенные инъекции чаще всего выполняются в хвостовые вены. Сначала мышей в течение нескольких минут прогревают под тепловой лампой, что вызывает расширение вен и облегчает введение иглы. Чтобы мышь оставалась неподвижной во время инъекции, поместите ее в пластиковый фиксатор, пропустив хвост через специальное отверстие сзади.
Для успешного выполнения внутривенных инъекций крайне важно правильно идентифицировать сосуд. Убедитесь, что вы нашли одну из двух каудальных вен по бокам хвоста, а не артерию, расположенную на нижней стороне хвоста.
Держите иглу срезом вверх и введите ее в вену. При правильном расположении иглы в ходе инъекции цвет вены изменится с темно-синего на бледно-белый по мере продвижения препарата по сосуду.
После каждой инъекции утилизируйте иглу в контейнер для биоопасных острых предметов, не надевая колпачок обратно. Никогда не используйте иглу повторно, так как кончики могут затупиться и травмировать мышь.
Теперь, когда вы ознакомились с распространенными методами инъекций, рассмотрим некоторые практические аспекты введения экспериментальных агентов.
Во многих экспериментах мышей заражают определенным патогеном для изучения прогрессирования заболевания, а также взаимодействий между хозяином и патогеном. Например, подкожные инъекции антибиотикорезистентных бактерий вызывают образование очагов поражения, размер которых служит показателем вирулентности патогена. Кроме того, инъекции в подушечку лапы могут использоваться для визуализации в реальном времени процесса привлечения иммунных клеток в очаг инфекции.
Мышиные модели также полезны для изучения прогрессирования рака и методов его терапии. Для создания таких моделей инъекции могут применяться для быстрого и эффективного индуцирования злокачественных новообразований у мышей как путем введения канцерогенных соединений, так и путем имплантации раковых клеток в ткани хозяина.
Однако для доставки агента инъекции требуются не всегда. Например, интраназальная инокуляция может использоваться для введения исследуемого агента в легкие с целью имитации и изучения прогрессирования респираторных заболеваний. Другой способ, зондовое кормление (гаваж), позволяет вводить агент непосредственно в желудок, что обеспечивает точную дозировку, недостижимую при введении через корм или воду.
Вы только что посмотрели обзор JoVE по введению экспериментальных агентов мышам. В этом видео мы рассмотрели факторы, которые следует учитывать при выборе экспериментального агента, инструменты и стратегии проведения инъекций мышам, а также некоторые варианты применения этих важнейших методов. Спасибо за просмотр!
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: What factors should be considered when planning to administer an experimental agent to a mouse?
Key factors include the appropriate dose, calculated relative to the animal's weight, and the route of administration. The agent's properties—such as palatability, viscosity, and the amount to be administered—along with the target tissue and desired rate of dissemination, determine which administration route is most suitable for your experiment.
Q2: How do you prepare a syringe to remove air bubbles before injection?
After drawing the agent into the barrel by pulling back the plunger, invert the syringe and gently flick the barrel so bubbles move toward the tip and escape. If possible, expel some excess agent to ensure all bubbles are completely removed, since air bubbles injected with the agent can disrupt tissues and harm the animal.
Q3: What is the proper restraint technique for performing a subcutaneous injection in mice?
Hold the mouse by the tail and allow it to grip the cage lid. Then firmly grasp the scruff, raising a tent of skin across the animal's shoulders. Insert the needle at the base of the tented skin and apply firm, consistent pressure to the plunger to dispense the agent, which will be slowly absorbed into the bloodstream.
Q4: Why is warming mice under a heat lamp important before performing intravenous injections?
Warming mice under a heat lamp for a few minutes causes the veins to swell, making needle insertion easier and more successful. This preparation step is essential for identifying and accessing the correct tail veins, which are the most common sites for intravenous injections in mice.
Q5: How can you confirm that an intravenous injection has been placed correctly in the tail vein?
If the needle is correctly placed in the vein, injection will cause the vein to change from dark blue to pale white in color as the agent moves through the vessel. This color change indicates successful delivery and proper needle positioning in the caudal vein, not the artery on the underside of the tail.
Q6: What are some practical applications of subcutaneous and intraperitoneal injections in mouse research?
Subcutaneous injections of antibiotic-resistant bacteria can cause lesions whose size indicates pathogen virulence, while footpad injections enable live imaging of immune cell recruitment. Intraperitoneal injections are absorbed at a rate similar to ingestion and can deliver several hundred microliters of agent for studying disease progression and host-pathogen interactions.
Q7: What alternative routes of agent administration exist besides injection in mice?
Intranasal inoculation delivers agents directly to the lungs to mimic and study respiratory disease progression. Gavage allows direct administration of agent to the stomach, ensuring precise and accurate dosing not achievable through food- or water-based treatment, making it useful when exact dosing is critical.
Главы в этом видео
0:00
Overview
0:41
Planning the Administration of an Agent
1:28
Tools for Injection
2:53
Mouse Injection Methods
5:40
Applications
7:12
Summary