August 24th, 2019
Представленный протокол описывает легкое хирургическое удаление аппендикса (кейкальный патч) в мыши с последующим индукцией воспалительных заболеваний кишечника, связанных колоректального рака. Эта модель аппаратной системы мурин позволяет иссмотреть биологическую роль аппендикса в патогенезе желудочно-кишечного заболевания человека.
Общий протокол описывает легко выполняемые хирургические процедуры удаления аппендикса, известного как кекальный пластырь у мышей. Модель аппендэктомии мурина может быть использована для изучения биологических ролей аппендикса при патогенезах желудочно-кишечных заболеваний человека. Человеческий аппендикс является спорным органом.
Недавние исследования показали, что приложение играет важную роль в поддержании здоровья кишечника. Для изучения биологической функции аппендикса крайне важно создать связанную с болезнью модель аппендэктомии животных. В этом протоколе мы опишем простые и безопасные хирургические шаги по удалению аппендикса, известного как кекальный пластырь у мышей.
Для обеспечения успеха этой модели, Есть три ключевых шага, как вы увидите в следующем видео. Во-первых, найти caecum мышей до операции. Во-вторых, сделать небольшой разрез в брюшной полости.
В-третьих, дезинфицировать и закрыть пень caecum. Первая часть, аппендэктомия мышей. Подготовка стерильных хирургических инструментов и чистящих средств перед операцией.
Анестезировать и обеспечить мышь на платформе в положении на спине, поместив четыре полосы медицинской клейкой лентой через конечности, чтобы предотвратить постуральное движение во время операции. Аккуратно коснитесь всего живота мыши, чтобы найти ощущение удара. Обложка драпировки и дезинфицировать бритую область живота мыши как можно более широко, используя два раза энтоиодина.
Сделайте продольный разрез в диапазоне от 0,5 сантиметра до одного сантиметра в средней линии живота. В соответствии с предопределенным расположением caecum, искать caecum и осторожно экстерьера его примерно на один сантиметр длиной, чтобы определить caecal патч. Используйте предварительно разогретый и стерильный физиологический солевой раствор для увлажнения кишечника.
Для предотвращения потенциальных осложнений послеоперационного кровотечения и инфекции, ligate мезентерических кровеносных сосудов caecum с помощью 8-0 Шов. Гидрат caecum с солевым раствором. Отметьте область ресекции с помощью шов 4-0 с открытой петлей вблизи вершины кекума в проксимальной толстой кишке.
Отрежьте кекальный патч ниже отмеченной ресекции с помощью микро-ножниц и уничтожить остаточный caecal содержание с медицинской ватные тампоны. Дезинфицировать пень caecum с энтоиодином. Закрыть пень с работает шов с помощью 8-0 Шов.
Аккуратно удалите петлю потока 4-0, ранее используемую для маркировки ресекции на пне caecum. Стерилизовать заулное положение с помощью энтоиодина. Увлажнить режущей области с солевым раствором.
Закройте слой мускулатуры бегущим швом с помощью 8-0 шовная нить. Закройте слои кожи с помощью прерванных швов с 4-0 шовной нитью. Дезинфицировать хирургический разрез дважды энтоиодином.
Затем удалите йод с помощью 75%медицинского спирта. Аккуратно переверните мышь назад. Подкожно вводят 0,1 миллиграмма на килограмм массы бупренорфина и 0,4 миллилитров физиологического солевого раствора.
И покоим мышь на тепловой площадке, пока она не вернется в сознание. Положите мышь обратно в стерильную клетку, и внимательно следить за мышью для признаков боли в течение трех дней после операции, чтобы обеспечить его восстановление. Вторая часть: Индукция колит-ассоциированного колоректального рака с азоксиметаном, AOM, и Декстран Сульфат натрия, DSS, семь дней после аппендэктомии.
Оттепель один aliquot AOM и разбавить его до 1 миллиграмма на миллилитр с помощью 0,9% нормального солевого раствора. Весь процесс подготовки осуществляется в дымовой капот. Растворите четыре грамма порошка DSS в 200 миллилитров autoclaved раствор воды для подготовки 2%DSS.
Каждая клетка содержит пять мышей. Сделайте внутриперитонеальную инъекцию AOM с 0,01 миллилитра на грамм на мышь, основываясь на его весе. Замените автоматическую воду на 2%DSS в течение пяти дней.
Мышей будут кормить автоклавной водой в течение дополнительных двух циклов. Третья часть:Результаты. Результаты Flow и ELISA свидетельствуют об успешном удалении патча caecal.
Эта процедура может способствовать значительному сокращению IgA-специфических плазменных клеток, очевидное изменение секреторий IgA в толстой кишки, по сравнению с 3%DSS, который имеет высокий уровень смертности и значительное изменение веса из-за тяжелой кровавый стул, анус пролапс, и брюшной abcess. 2%DSS подходит для всего процесса для его высокой выживаемости почти до 80% и разумное изменение веса как в фиктивных и аппендэктомии групп. Как показано на этих изображениях, мы успешно индуцированных колит связанных колоректальных опухолей.
На изображениях окрашивания Н И Э черная стрелка указывает на слизистую язву, наконечник стрелы указывает на аденокарциному, а белая стрелка указывает на инфильтрацию нейтрофила между железами. Различные стадии аденокарциномы можно увидеть как в фиктивных, так и в аппендицитных группах. Эта экономически эффективная модель аппендэктомии Murine может быть использована для ответа на некоторые важные вопросы, такие как: какова роль приложения в регуляции кишечных бактерий и как он участвует в иммунном ответе в кишечнике связанных лимфоидной ткани.
Помните, что, чтобы избежать повреждений в адгезии кишечника, предварительное расположение caecum и небольшой разрез кожи имеют важное значение. Кроме того, мы использовали 2%DSS, чтобы вызвать колит. Но более высокая концентрация DSS может быть использована для других штаммов мышей.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Этот протокол описывает прямолинейную хирургическую процедуру для удаления аппендикса, называемого цекальным клапаном, у мышей. Эта модель аппендэктомии у мышей облегчает исследование биологической роли аппендикса в развитии заболеваний желудочно-кишечного тракта у людей.
The murine appendectomy model enables mechanistic investigation of the appendix in gut immune regulation and microbiota homeostasis, providing a disease-relevant system to study colorectal cancer pathogenesis. By linking appendectomy to colitis-associated tumor development, the model supports target validation and de-risking of hypotheses linking lymphoid tissue to tumorigenesis. This preclinical model offers predictive value for evaluating therapeutic interventions targeting gut-associated immune pathways in oncology pipelines.
The model fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, particularly for immunomodulatory or microbiome-modulating agents.