4,100 Views
•
07:58 min
•
July 28, 2021
DOI:
Этот метод позволяет визуализировать в режиме реального времени различные события, происходящие в костном мозге черепа мыши, такие как мегакариоциты, распространяющие проплацелеты внутри синусоидальных сосудов. Основным преимуществом данной методики является незначительная необходимая операция, минимизируя воспалительную реакцию, позволяющую in vivo визуализировать события в практически заводских условиях. Для начала переведите мышь в комнату визуализации.
Включите микроскоп и компьютер и настройте необходимые параметры. После того, как мышь полностью обезболена, поместите мышь на нагретую тарелку, нагретую до 37 градусов Цельсия для всех последующих манипуляций, побрейте голову и горло мыши и нанесите гель на глаза, чтобы предотвратить сухость. Поместите мышь на спину и зафиксируйте передние ноги хирургическим скотчем, чтобы растянуть горло.
После дезинфекции горла сделайте разрез от 0,7 до 1 сантиметра над правой или левой яремной веной ножницами и растяните соседнюю соединительную ткань, чтобы обнажить наружную вену жонглера поверх грудной мышцы. Заполните катетер теплым, стерильным физиологическим раствором. Проникните в катетер через грудную мышцу, а затем вставьте катетер в вену.
Аккуратно извлеките иглу, соедините шприц с флуоресцентными индикаторами и введите мертвый объем катетера. Поместите каплю хирургического клея для стабилизации катетера. Осторожно верните мышь в положение лежа.
Продезинфицируйте кожу головы 70% этанолом бумажным полотенцем, удалив распущенный волос. Используйте стерильные тонкие ножницы и пинцет, чтобы сделать Т-образный разрез на средней линии до одного сантиметра между ушами на коже головы, чтобы обнажить кальварий. Обнажите череп пинцетом, затем используйте ножницы и пинцет, чтобы аккуратно удалить позубицу.
Используйте стерильный ватный тампон, пропитанный физиологическим раствором, чтобы удалить всю надкостничную часть и любой мусор или волосы, которые могут изменить визуализацию. Промойте череп физиологическим раствором, чтобы удалить следы крови и быстро высушите кость ватным тампоном. Нанесите клеевой гель на кольцо, поместите кольцо на открытую кость и выдерживайте его в течение нескольких секунд, чтобы кольцо прочно прикрепило к черепу.
Слегка смочить череп солевым ватным тампоном. Приготовьте силиконовую зубную пасту, тщательно перемешав синие и желтые компоненты в соотношении один к одному. Запечатайте кольцо, нанеся зубную пасту, чтобы предотвратить утечку во время визуализации.
Осторожно удалите любую зубную пасту или клей, которые могли войти в кольцо. Затем заполните кольцо физиологическим раствором, чтобы проверить утечку. Поместите мышь на опору и положите сложенный компресс под голову животного, чтобы поднять голову и предотвратить отсоединение кольца от черепа при прикреплении к держателю.
Прикрутите кольцо к держателю блока. Поместите опору и мышь в камеру нагретого микроскопа. Установите соответствующие длины волн лазера для выбранных четырех четверок и восстановления излучаемых огней.
С помощью меж жонглерного катетера вводят 50 микролитров 0,2 микромолярной раствора флуоресцентного индикатора для маркировки сосудистой области. Поместите ступень микроскопа с опорой и мышью под цель микроскопа. Убедитесь, что кольцо всегда заполнено физиологическим раствором, и при необходимости наполните его, а также погрузите объектив и физиологический раствор.
Используйте эпифлуоресценцию, чтобы найти сосуды костного мозга и наблюдать мегакариоциты, выровненные вдоль синусоидальных сосудов. Для длительных захватов настройте 3D-захват пространства-времени с изображением 384 на 384 пикселя с использованием восьмикилометрового резонансного сканера и двунаправленного режима. Используйте усреднение строк с хорошим разрешением, затем выберите оптимизированный размер шага Z и настройте временной интервал, необходимый перед началом сбора.
Для коротких и быстрых снимков выберите пространство, тип захвата по времени и минимизируйте размер изображения. При необходимости отрегулируйте изображение к сосуду, поверните поле изображения. Используйте самую высокую доступную скорость сканирования и двунаправленное сканирование.
Сведите к минимуму усреднение линий, чтобы найти оптимальный компромисс между определением изображения и быстротой получения. Приобретите только один план Z и минимизируйте временной интервал для приобретения. Для измерения скорости тромбоцитов должно быть достаточно от 10 до 20 секунд приобретения.
Флуоресцентный индикатор вводили внутривенно для изображения анастомозированных синусоидных сосудов костного мозга в костном мозге черепа с направлением потока, изображенным стрелкой. Скорость флуоресцентных тромбоцитов регистрировалась в каждой ветви сосуда, и наблюдалась вариация. Синусоидальные сосуды представляют сложные потоки из-за анастомозов, с наличием окомования потока и даже стаза.
Стрелки указывали противоположное направление потока при бифуркации. Скорость тромбоцитов также измерялась для левой и правой ветвей сосудов, показанных на неравномерность с течением времени в каждой ветви сосуда с фазами ускорения, застоя и замедления. Наблюдались различные морфологии проплацетов, в том числе проплацетов с неправильными краями, затем затяжных проплатлетов и толстых и коротких проплателетов.
Когда мегакариоциты вытягивали проплацелеты в области сложных потоков, проплацелеты перекинулись из одной ветви сосуда в другую, в соответствии с направлением потока. После остановки кровотока проплацелеты расслаблялись и у мыши неожиданно произошла остановка сердца, что указывало на важность гидродинамических сил в проплателетном удлинении. Ширина и длина пластин также измерялись средней шириной 5,2 микрометра и наблюдалась средняя максимальная длина приблизительно 185 микрометров.
Построение длины проплатлета в качестве функции времени позволяет визуализировать поведение проплацет во время фаз удлинения, застоя или даже втягивания. Наблюдалась средняя скорость удлинения примерно 10 микрометров в минуту. Установка катетера, позволяла при инъекции препаратов изучать влияние на образование проплательных соединений или другие интересующие события в режиме реального времени.
Здесь описан метод визуализации мегакариоцитов и проплацетов в костном мозге черепа живых мышей с помощью двухфотонной микроскопии.
11:06
Combining Intravital Fluorescent Microscopy (IVFM) with Genetic Models to Study Engraftment Dynamics of Hematopoietic Cells to Bone Marrow Niches
Видео по теме
7874 Views
11:18
Real-time Imaging of Heterotypic Platelet-neutrophil Interactions on the Activated Endothelium During Vascular Inflammation and Thrombus Formation in Live Mice
Видео по теме
15665 Views
12:08
Tracking Mouse Bone Marrow Monocytes In Vivo
Видео по теме
9470 Views
09:28
Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time
Видео по теме
10456 Views
08:41
Femur Window Chamber Model for In Vivo Cell Tracking in the Murine Bone Marrow
Видео по теме
8153 Views
17:08
In vivo Clonal Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells Marked by Five Fluorescent Proteins using Confocal and Multiphoton Microscopy
Видео по теме
13106 Views
12:54
In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow
Видео по теме
13789 Views
08:15
In Situ Exploration of Murine Megakaryopoiesis using Transmission Electron Microscopy
Видео по теме
2679 Views
05:58
Proplatelet Formation Dynamics of Mouse Fresh Bone Marrow Explants
Видео по теме
2487 Views
N/A
Intravital Longitudinal Imaging of Vascular Dynamics in the Calvarial Bone Marrow
Видео по теме
234 Views
Read Article
Цитировать это СТАТЬЯ
Bornert, A., Pertuy, F., Lanza, F., Gachet, C., Léon, C. In Vivo Two-photon Imaging of Megakaryocytes and Proplatelets in the Mouse Skull Bone Marrow. J. Vis. Exp. (173), e62515, doi:10.3791/62515 (2021).
Copy