-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

RU

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Biopharma

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
<<<<<<< HEAD
K12 Schools
Biopharma
=======
K12 Schools
>>>>>>> dee1fd4 (fixed header link)

Language

ru_RU

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Neuroscience
Прижизненная визуализация экспрессии флуоресцентных белков у мышей с закрытой черепно-мозговой тр...
Прижизненная визуализация экспрессии флуоресцентных белков у мышей с закрытой черепно-мозговой тр...
JoVE Journal
Neuroscience
A subscription to JoVE is required to view this content.  Sign in or start your free trial.
JoVE Journal Neuroscience
Intravital Imaging of Fluorescent Protein Expression in Mice with a Closed-Skull Traumatic Brain Injury and Cranial Window Using a Two-Photon Microscope

Прижизненная визуализация экспрессии флуоресцентных белков у мышей с закрытой черепно-мозговой травмой и краниальным окном с использованием двухфотонного микроскопа

Full Text
1,619 Views
08:25 min
April 21, 2023

DOI: 10.3791/64701-v

Jianjun Zhong1,2, Georgia Gunner3, Nils Henninger1, Dorothy P. Schafer3, Daryl A. Bosco1

1Department of Neurology,University of Massachusetts Chan Medical School, 2Department of Neurosurgery,The First Affiliated Hospital of Chongqing Medical University, 3Department of Neurobiology,University of Massachusetts Chan Medical School

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This study demonstrates a method for visualizing the neuronal response to mechanical stress following traumatic brain injury (TBI) in a live mouse model. It details the implantation of a cranial window to facilitate intravital imaging of EGFP-expressing neurons using two-photon microscopy, enabling tracking of the neuronal response over time.

Key Study Components

Area of Science

  • Neuroscience
  • Traumatic Brain Injury
  • Imaging Techniques

Background

  • Traumatic brain injury (TBI) leads to significant neuronal changes.
  • Monitoring neuronal responses during acute and chronic phases is crucial for understanding TBI effects.
  • Two-photon microscopy allows for deep imaging in live tissues.
  • EGFP expression helps in tracking specific neuronal populations.

Purpose of Study

  • To visualize and quantify neuronal responses to mechanical stress in a live mouse model following TBI.
  • To provide insights into the effects of TBI on neuronal function over time.
  • To establish a protocol for changing gene targets to study various proteins in different cell types.

Methods Used

  • Two-photon microscopy for imaging neuronal responses.
  • Use of mice for in vivo experimentation with induced traumatic brain injury.
  • Detailed surgical protocol for cranial window implantation to provide accessibility for imaging.
  • Stable positioning and preparation techniques were emphasized to minimize damage during procedures.

Main Results

  • The technique allows for real-time monitoring of neuronal behavior following TBI.
  • Responses observed in EGFP-expressing neurons illustrate alterations in excitability following mechanical injury.
  • Data showing continuity in responses both acutely and chronically demonstrates the lasting effects of TBI on neuronal integrity.

Conclusions

  • This study establishes a valuable tool for exploring the dynamic responses of neurons to traumatic injury in vivo.
  • It enables investigation into specific molecular changes related to TBI over time, potentially leading to better understanding and treatment strategies.
  • The findings have implications for neuronal plasticity and recovery mechanisms following injury.

Frequently Asked Questions

What advantages does the cranial window provide?
The cranial window allows for non-invasive imaging of neuronal activity in real-time, enabling continuous observation of changes after traumatic brain injury.
How is traumatic brain injury induced in the model?
TBI is induced by a specific impact at marked coordinates on the mouse's skull, utilizing a device that delivers a controlled mechanical force.
What imaging outcomes can be expected?
The study allows monitoring of the neuronal response, specifically focusing on changes in excitability and EGFP expression levels after injury.
Can this method be adapted for other proteins?
Yes, the protocol can be adjusted by changing the gene of interest and the viral promoter to study different proteins in various neuronal types.
What are some key limitations of this approach?
Limitations may include the need for precise surgical techniques and potential variability in injury response based on individual animal factors.

Это исследование демонстрирует доставку повторяющейся черепно-мозговой травмы мышам и одновременную имплантацию краниального окна для последующей прижизненной визуализации нейрон-экспрессируемого EGFP с помощью двухфотонной микроскопии.

Наш протокол позволяет визуализировать реакцию нейронов на механический стресс у живой мыши, что может предоставить прямое доказательство того, как черепно-мозговая травма влияет на мозг. Этот метод позволяет контролировать целевой белок в одном и том же месте мозга у одного и того же животного как в острой, так и в хронической фазе после черепно-мозговой травмы. Интересующий нас ген и промотор вируса могут быть изменены соответствующим образом для изучения других белков в конкретных типах клеток головного мозга.

Для начала нанесите офтальмологическую мазь на глаза мыши, находящейся под наркозом. Удалите волосы с макушки путем подравнивания обычными ножницами. После создания разреза по средней линии длиной от 12 до 15 миллиметров иссеките кожу над левым и правым полушариями черепа с помощью пружинных ножниц с изогнутым кончиком.

После того, как череп обнажен, удалите надкостницу, осторожно потерев ее стерильным аппликатором с ватным наконечником и промыв стерильным физиологическим раствором. После того, как область черепа высохнет, отметьте место черепно-мозговой травмы (ЧМТ) в координатах 2,5 миллиметра позади брегмы и на два миллиметра латеральнее сагиттального шва справа. Быстро извлеките мышь из стереотаксической рамки и поместите голову на буферную подушку под устройством ЧМТ.

Совместите наконечник ударника с отмеченным местом удара. Поднимите металлическую колонку, потянув за привязанную нейлоновую веревку на 15 сантиметров выше головы мыши, а затем отпустите ее, позволив весу свободно упасть на стержень датчика, который соприкасается с верхней частью черепа в месте ЧМТ. Поместите голову мыши, находящейся под наркозом, на стереотаксическую рамку, находящуюся под операционным микроскопом.

Осторожно и медленно просверлите поверхность черепа твердосплавным сверлом FG4 на низкой скорости вращения ротора, чтобы удалить оставшуюся надкостницу и создать шероховатую поверхность черепа, чтобы стоматологический цемент надежно сцепился с черепом. Используйте физиологический раствор, чтобы смыть и очистить поверхность черепа от костной пыли. Чтобы отделить боковые мышцы от черепа, примерно на пять миллиметров позади глаза, где расположен шов, соединяющий теменный и височный череп, осторожно введите тонкие закрытые кончики и осторожно сдвиньте закрытые кончики в заднем направлении до лямбдовидного шва.

Отделите боковые мышцы на той стороне, где будет происходить имплантация краниального окна. Смойте мусор с места операции с помощью физиологического раствора и высушите область марлей. Чтобы имплантировать штифт головы, отметьте центральную точку на расстоянии 2,5 миллиметра позади брегмы и на расстоянии 1,5 миллиметра от сагиттального шва на правом полушарии с помощью маркера и хирургического штангенциркуля.

Затем обведите окружность трепанации черепа на чистом и сухом черепе. Ослабьте амбушюру и поверните головку так, чтобы плоскость трепанации черепа была идеально горизонтальной, а затем снова затяните ушную планку. Используйте деревянную палочку аппликатора с хлопчатобумажным наконечником, чтобы добавить две небольшие капли суперклея на передний и задний края стойки для головы.

Расположите титановый головной штифт над центром трепанации черепа и быстро отрегулируйте его так, чтобы он находился в той же плоскости, где будет имплантировано краниальное окно. Слегка надавливайте до тех пор, пока суперклей не высохнет, что обычно занимает около 30 секунд. Приготовьте стоматологический цемент в предварительно охлажденной керамической посуде, тщательно смешав 300 миллиграммов цементного порошка, шесть капель жидкости QuickBase и одну каплю катализатора.

Быстро нанесите большое количество стоматологической цементной смеси на внешний периметр обведенной окружности и покройте любую открытую поверхность кости. Однако не закрывайте место трепанации черепа. Отпустите амбушюру и закрепите головной штырь на металлической раме, чтобы обеспечить устойчивость головки для точного сверления по отмеченной окружности краниотомии.

Чтобы выполнить трепанацию черепа, используйте хирургический штангенциркуль, чтобы проверить диаметр отмеченного круга, как показано выше, и при необходимости отрегулируйте его так, чтобы краниальное окно плотно прилегало к краниотомии. С помощью электрической бормашины вытравите и утончите череп вдоль внешней стороны отмеченного круга с помощью твердосплавной коронки FG4, которая создает дорожку, в пределах которой следует проредить череп. Орошайте участок физиологическим раствором, чтобы смыть костную пыль.

Продолжайте прореживать череп твердосплавным сверлом FG 1/4 до тех пор, пока череп не станет тонким и прозрачным. Периодически прекращайте сверление и снова орошайте всю область стерильным физиологическим раствором, чтобы уменьшить нагрев от дрели и смыть костную пыль. Завершите истончение черепа с помощью твердосплавной коронки EF4 и продолжайте утончение и сверление остальной части черепа вдоль дорожки.

Введите 0,5-миллиметровые щипцы с тонким наконечником через трещину и осторожно приподнимите костный лоскут вверх, не вдавливая в нижележащий мозг. После удаления костного лоскута орошите область краниотомии физиологическим раствором. С помощью хирургических щипцов с изогнутым наконечником аккуратно удалите видимое паутинное вещество.

Используйте хирургические щипцы с прямым наконечником, чтобы взять стерильное стеклянное окно с трехмиллиметровой стеклянной крышкой вниз. Разместите и отрегулируйте стеклянное окно над местом трепанации черепа, чтобы убедиться, что окно плотно прилегает к краю краниотомии. Пятимиллиметровая стеклянная крышка находится сверху.

Приготовьте стоматологический цемент, как показано ранее, и подождите примерно шесть минут, пока цемент не станет пастообразным и густым. Ожидая, пока цемент станет пастообразным и густым, приложите достаточное давление к окну через стереотаксический манипулятор, чтобы убедиться, что череп может надежно и плотно соприкасаться со стеклянным окном. Используйте регулируемую точную кисть-аппликатор, чтобы добавить небольшое количество цемента вдоль края окна, чтобы закрыть стеклянное окно с черепом.

Подождите примерно 10 минут, чтобы цемент полностью высох, затем осторожно отпустите и снимите манипулятор над окном. Завершите обрезкой стоматологического цемента с помощью стоматологической бормашины с твердосплавным сверлом FG4, если излишки цемента покрывают окно. Примерно через четыре часа после операции была проведена двухфотонная визуализация, где на поверхностном уровне сосудистая сеть казалась черной, а на глубоком уровне примерно 400 микрометров экспрессия белка EGFP была диффузно распределена по всему телу клетки.

Через одну неделю и четыре месяца после ЧМТ в качестве эталона для определения местоположения той же области визуализации использовался паттерн сосудистой сети, наблюдаемый в нулевой момент времени. Сосудистая сеть аналогична той, что была на нулевой день. Аналогичным образом, экспрессия EGFP была обнаружена по всему телу клетки.

Интенсивность флуоресценции на нулевой день и через четыре месяца была одинаковой как на поверхностном, так и на более глубоком уровнях. Тем не менее, интенсивность флуоресценции через одну неделю была ниже, чем на нулевой день и четыре месяца, возможно, из-за трансляционной репрессии, о которой сообщалось для других моделей ЧМТ. Очень важно соблюдать максимальную осторожность при проведении этапа трепанации черепа, чтобы не повредить ткани головного мозга.

Не вставляйте наконечник сверла в мозг. Используя этот метод, исследователи могут визуализировать различные интересующие белки в одной и той же клетке в продольном направлении через разные фазы после ЧМТ, предоставляя информацию о локализации, экспрессии и растворимости этого белка в мозге млекопитающих после травмы.

View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos

Sign In Start Free Trial

Explore More Videos

Прижизненная визуализация Экспрессия флуоресцентных белков Мыши Черепно-мозговая травма с закрытым черепом Краниальное окно Двухфотонный микроскоп Интересующий белок Экзогенные стимулы Внутричерепная инъекция Аденоассоциированный вирус (AAV) Усиленный зеленый флуоресцентный белок (EGFP) Нейронно-специфический промотор Устройство для снижения веса Металлический подголовник Стеклянное краниальное окно Экспрессия и клеточная локализация Продольная визуализация

Related Videos

Нанесение черепно-мозговой травмы в мозг мыши

02:14

Нанесение черепно-мозговой травмы в мозг мыши

Related Videos

689 Views

Флуоресцентная визуализация нейроиммунной динамики с использованием имплантата черепа

04:02

Флуоресцентная визуализация нейроиммунной динамики с использованием имплантата черепа

Related Videos

523 Views

Двухфотонная микроскопия для визуализации микроциркуляторного русла мозга мыши in vivo

02:58

Двухфотонная микроскопия для визуализации микроциркуляторного русла мозга мыши in vivo

Related Videos

632 Views

В Vivo Двухфотонные изображений зависящие от опыта молекулярные изменения в корковых нейронов

10:07

В Vivo Двухфотонные изображений зависящие от опыта молекулярные изменения в корковых нейронов

Related Videos

22.2K Views

Ортотопическая Глиобластома мышь Модель Поддержание Мозг паренхимы физических ограничений и подходит для прижизненной Двухфотонное микроскопии

09:52

Ортотопическая Глиобластома мышь Модель Поддержание Мозг паренхимы физических ограничений и подходит для прижизненной Двухфотонное микроскопии

Related Videos

21K Views

Двухфотонное В естественных условиях Визуализация дендритных шипиков в мыши Cortex Использование разреженных черепа Подготовка

09:53

Двухфотонное В естественных условиях Визуализация дендритных шипиков в мыши Cortex Использование разреженных черепа Подготовка

Related Videos

18.7K Views

Острая травма мозга у мышей с последующим продольного двухфотонного изображений

11:14

Острая травма мозга у мышей с последующим продольного двухфотонного изображений

Related Videos

12.9K Views

Прижизненной визуализации аксонов Взаимодействие с микроглии и макрофагов у мышей Спинной колонки Давка травмы

08:43

Прижизненной визуализации аксонов Взаимодействие с микроглии и макрофагов у мышей Спинной колонки Давка травмы

Related Videos

11.8K Views

Одновременная Двухфотонное В Vivo Визуализации синаптических входов и Постсинаптических цели в коре головного мозга мыши ретроспленальной

16:45

Одновременная Двухфотонное В Vivo Визуализации синаптических входов и Постсинаптических цели в коре головного мозга мыши ретроспленальной

Related Videos

12K Views

В Vivo Изображение цереброспинальной жидкости транспорт через Череп мыши Intact с помощью флуоресценции Макроскопия

06:22

В Vivo Изображение цереброспинальной жидкости транспорт через Череп мыши Intact с помощью флуоресценции Макроскопия

Related Videos

14.6K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
  • Biopharma
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code