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Chemistry

Détermination des acidités en phase gazeuse d'oligopeptides

Published: June 24, 2013 doi: 10.3791/4348
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1
1Department of Chemistry, University of the Pacific

Summary

La détermination des acidités en phase gazeuse d'oligopeptides contenant de la cystéine est décrite. Les expériences sont réalisées à l'aide d'un spectromètre de masse quadripolaire triple. Les acidités relatives des peptides sont mesurées à l'aide d'expériences de dissociation induite par collision, et les acidités quantitatives sont déterminées en utilisant les cuisiniers de longues méthode cinétique.

Abstract

Les résidus d'acides aminés situés à des positions différentes dans les protéines pliées présentent souvent des degrés différents de acidités. Par exemple, un résidu cystéine situé dans ou près de l'extrémité N-terminale d'une hélice est souvent plus acide que celui au niveau ou près de l'extrémité C-terminale de 1 à 6. Bien que de vastes études expérimentales sur les propriétés acide-base de peptides ont été réalisées dans la phase condensée, en particulier dans des solutions aqueuses 6-8, les résultats sont souvent compliquées par les effets de solvant 7. En fait, la plupart des sites actifs dans les protéines sont situés près de la zone intérieure où les effets de solvant ont été réduites au minimum 9,10. Afin de comprendre les propriétés acido-basiques intrinsèques de peptides et de protéines, il est important d'effectuer des études dans un environnement exempt de solvant.

Nous présentons une méthode pour mesurer les acidités des oligopeptides dans la phase gazeuse. Nous utilisons un contenant de la cystéine oligopeptides, Ala 3 CysNH 3 A), en tant que composé modèle. Les mesures sont basées sur la méthode Cooks prolongée bien établie cinétique (figure 1) 11-16. Les expériences sont réalisées à l'aide d'un spectromètre de masse quadripolaire triple interfacé avec une ionisation par électrospray (ESI) de la source d'ions (figure 2). Pour chaque échantillon de peptide, de plusieurs acides de référence sont sélectionnées. Les acides de référence sont des composés organiques ayant une structure similaire acidités-en phase gazeuse connu. Une solution du mélange du peptide et un acide de référence est introduit dans le spectromètre de masse, et le groupe anionique en phase gazeuse proton lié d'acide peptide-référence est formée. Le cluster proton-bound est masse isolée et ensuite fragmenté par dissociation expériences induite par collision (CID). Les abondances d'ions fragments obtenus sont analysés en utilisant une relation entre les acidités et le cluster ion cinétique de dissociation. L'acidité en phase gazeuse du peptide est ensuite obtenie par régression linéaire des parcelles thermo-cinétiques 17,18.

La méthode peut être appliquée à une variété de systèmes moléculaires, y compris les composés organiques, les acides aminés et leurs dérivés, les oligonucléotides et oligopeptides. En comparant les acidités en phase gazeuse mesurées expérimentalement avec les valeurs calculées pour les différentes conformations, les effets conformationnels sur les acidités peuvent être évalués.

Introduction

Les acidités de résidus d'acides aminés sont parmi les plus importantes propriétés thermochimiques qui influent sur ​​les structures, la réactivité, et les processus de pliage-dépliage des protéines 9,19. Résidus d'acides aminés individuels présentent souvent différentes acidités efficaces en fonction de leurs emplacements dans les protéines. En particulier, les résidus situés sur les sites actifs présentent souvent considérablement perturbé acidités. Un exemple est le résidu cystéine qui résident dans les sites actifs de la super-famille des enzymes 20,21 thiorédoxine. La cystéine du site actif est anormalement acide par rapport à celles de protéines dépliées 3-5. Il a été suggéré que la conformation hélicoïdale peut avoir une contribution significative à l'acidité inhabituelle. Il ya de vastes études expérimentales sur les propriétés acide-base de peptides menées dans les solutions, en particulier dans des solutions aqueuses 2,6-8. Les résultats ont souvent été compliquées par les effets de solvant7. En fait, la plupart des sites actifs dans les protéines sont situés près de la zone intérieure où les effets de solvants sont réduites au minimum 9,10.

Afin de comprendre les propriétés acido-basiques intrinsèques de peptides et de protéines, il est important de réaliser les études dans un environnement exempt de solvant. Nous présentons ici une méthode basée sur la spectrométrie de masse pour la détermination de l'acidité en phase gazeuse. L'approche est appelée la méthode cinétique Cooks prolongée. Cette méthode a été appliquée avec succès à un large éventail de systèmes chimiques pour la détermination des différentes propriétés thermodynamiques, telles que l'acidité en phase gazeuse, l'affinité protons, les ions de l'affinité du métal, l'affinité électronique et l'énergie d'ionisation 11-15, 22-26. Nous avons appliqué cette méthode pour déterminer les acidités en phase gazeuse d'une série d'oligo-cystéine polyalanine et la cystéine-polyglycine peptides 17,18,27. Ces études montrent que la cystéine N-terminal Peptides sont beaucoup plus acides que celles C-terminaux correspondants. Les acidités élevées de l'ancien sont probablement dues à des effets de conformation hélicoïdale dont l'anion thiolate est fortement stabilisée par l'interaction avec l'hélice macro-dipôle. En raison de la nature non-volatiles et thermolabiles de peptides, la méthode cinétique est l'approche la plus pratique disponible à l'heure actuelle pour produire de l'acide-base des quantités thermochimiques raisonnablement précises de peptides 28.

Le régime général et l'équation associée à la méthode cinétique sont présentés dans la figure 1. La détermination de l'acidité en phase gazeuse d'un peptide (AH) commence par la formation d'une série d'anions de la grappe de protons liés, [A • h • A i] ¯ (ou [A ¯ • H + • A i ¯] ¯), dans la région de la source d'ions du spectromètre de masse, où A et A i ¯ ¯ sont les formes déprotonés du peptide etles acides de référence, respectivement. Les acides de référence sont des composés organiques avec des acidités-en phase gazeuse connu. Les acides de référence doivent avoir des structures semblables à l'autre (mais pas nécessairement similaire à celui du peptide). La similitude des structures entre les acides de référence assure la similitude des entropies de déprotonation parmi eux. Le cluster proton-bound anions sont choisis masse et par collision activés et ensuite dissocié en utilisant dissociation expériences induite par collision (CID) pour donner des anions monomères correspondants, A et A i ¯ ¯, avec des constantes de vitesse de k et k i, respectivement, à la figure 1a. Si fragmentations secondaires sont négligeables, le rapport d'abondance des ions fragments CID, [A ¯] / [A i ¯], représente une mesure approximative du rapport des constantes de vitesse, k / k i. Dans l'hypothèse où il n'y a pas activà inverseles barrières d'ions pour les deux canaux de dissociation, l'ion produit CID rapports de branchement, ln [A ¯] / [A i ¯], sera linéairement corrélée à l'acidité en phase gazeuse du peptide (Δ acide H) et ceux des acides de référence (acide Δ H i), comme le montre la figure 1b. Dans cette équation, l'acide Δ H moyenne est de l'acidité en phase gazeuse moyenne des acides de référence, Δ (Δ S) est le terme entropie (qui peut être supposée constante si les acides de référence sont structurellement similaires les unes aux autres), R est l' constante de gaz universelle, et T eff est la température effective du système. La température effective est un paramètre empirique qui dépend de plusieurs variables expérimentales, dont l'énergie de collision.

La valeur de l'acidité en phase gazeuse est déterminé par la construction de deux ensembles d'emplacements thermo-cinétiques. La première série est obcontenues en traçant ln ([A ¯] / [A i ¯]) contre l'acide Δ H i - acide Δ H moyenne, comme le montre la figure 4a. La régression linéaire donnera une série de lignes droites avec des pentes de X = 1 / RT eff et intercepte de Y = - [Δ acide H - acide Δ H avg] / RT eff - Δ (Δ S) / R. La deuxième série de parcelles est obtenue en traçant les intersections obtenues (Y) de la première série contre les pentes correspondantes (X), comme le montre la figure 4b. La régression linéaire produit une nouvelle ligne avec une pente de Δ acide H - acide Δ H moyenne et une interception de Δ (Δ S) / R. La valeur de Δ acide H est alors obtenue à partir de la pente et le terme entropie, Δ (Δ S), est obtenu à partirl'interception.

Les expériences sont réalisées à l'aide d'un spectromètre de masse quadripolaire triple relié à une ionisation par électrospray (ESI) de la source d'ions. Un schéma de principe du spectromètre de masse est illustrée à la figure 2. Les expériences CID sont effectuées en masse sélectionner les anions de cluster protons liés avec la première unité de quadripolaire et en leur permettant subissent des collisions avec des atomes d'argon fuites dans la chambre de collision qui est maintenue à une pression d'environ 0,5 mTorr. Les ions de produit de dissociation de masse sont analysés avec la troisième unité de quadripôle. Les spectres CID sont enregistrés à plusieurs énergies de collision avec la gamme m / z suffisamment large pour couvrir tous les fragments secondaires possibles. Les intensités d'ions sur les produits CID sont mesurées par l'instrument de mise en surveillance de réaction choisie (SRM) du mode dans lequel le balayage est focalisé sur des ions de produit sélectionné. Les expériences CID sont effectués à quatre différentes énergies de collision, ce qui correspond àénergies centre de masse (E cm) de 1,0, 1,5, 2,0, et 2,5 eV, respectivement. L'énergie dans le centre de masse est calculé en utilisant l'équation: E cm = E laboratoire [m / (m + m)], où E laboratoire est l'énergie de collision dans le référentiel du laboratoire, m est la masse de l'argon, et M est la masse de l'ion de grappe proton lié.

Dans cet article, nous utilisons les oligopeptides Ala 3 CysNH 2 (A 3 CH) comme composé modèle. L'extrémité C-terminale est amidée, et le groupe thiol (SH) du résidu de cystéine sera le site acide. La sélection des acides de référence appropriés est crucial pour le succès de mesure de l'acidité en phase gazeuse. Les acides de référence idéales sont structurellement similaires (les unes aux autres) des composés organiques ayant des valeurs d'acidité en phase gazeuse bien établies. Les acides de référence doivent avoir des valeurs d'acidité à proximité de celle des peptides. Pour le peptide A 3 CH, six halogénés carboxyliqueacides C sont choisis comme les acides référence. Les six acides de référence sont l'acide chloracétique (MCAH), l'acide bromoacétique (MBAH), de l'acide difluoroacétique (DFAH), l'acide dichloroacétique (DCAH), de l'acide dibromoacétique (DBAH), et trifluoroacétique (TFAH). Deux d'entre eux, DFAH et MBAH, seront utilisés pour illustrer le protocole.

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Protocol

1. Préparation des solutions d'échantillon

  1. Préparer d'abord les solutions mères du peptide et les six acides de référence en utilisant un solvant mixte de méthanol et d'eau dans un rapport en volume de 1:1. Les solutions mères devraient avoir une concentration d'environ 10 -3 M.
  2. Peser 1 mg de l'échantillon de peptide solide, A 3 CH, dans un tube Eppendorf de 1.5 ml et ajouter 1,0 ml de solvant mixte de méthanol et d'eau, et mélanger à l'aide d'un vortex.
  3. Peser à 1 mg d'acide difluoroacétique (DFAH) et ajouter 1,0 ml de solvant mixte de méthanol et d'eau, et mélanger à l'aide d'un vortex.
  4. Utilisez la même procédure pour effectuer les solutions mères pour les cinq autres acides référence acide chloracétique (MCAH), l'acide bromoacétique (MBAH), l'acide dichloroacétique (DCAH), de l'acide dibromoacétique (DBAH), et de l'acide trifluoroacétique (TFAH).
  5. Prélever environ 50 pi de la solution de peptide dans un tube Eppendorf de 1,5 ml, et d'en tirer environ 50 pi de la solution mère de DFAH dans la SAmoi tube Eppendorf. Diluer la solution mixte avec 900 ul du mélange de solvants de méthanol et d'eau pour obtenir une concentration finale d'environ 10 -4 M. Cette solution diluée est utilisée comme la solution d'échantillon pour les mesures de spectrométrie de masse. Le rapport réel du peptide à l'acide de référence ainsi que la concentration finale de la solution d'échantillon est ajustée en fonction de l'abondance des signaux observés ions dans le spectromètre de masse.
  6. Utilisez la même procédure pour préparer les solutions d'échantillon du peptide avec les cinq autres acides de référence.

2. Spectrométrie de masse Mesure 1: Proton-bound Formation Ion Cluster

  1. La première étape de la mesure de spectrométrie de masse est de générer des ions de cluster protons liés stables du peptide avec un acide de référence.
  2. Réglez l'appareil en mode ions négatifs MS avec la tension de l'aiguille ESI à -4.5 kV, la tension capillaire à environ -35 V, et la température du gaz de séchagemaintenue à 150 ° C. Réglez la largeur de pic de Q1 et la largeur du pic Q3 fois à l'échelle étalonnée (La largeur du pic est un paramètre d'instrument qui peut être utilisé pour ajuster la résolution des pics. Le paramètre "échelle étalonnée" permet d'afficher des pics étroits pour une meilleure séparation des pics ). La tension capillaire et la température de gaz de séchage peuvent être ajustées pour améliorer les abondances d'ions observés.
  3. Infuser environ 0,5 ml de la solution de l'échantillon de peptide-DFAH dans une seringue de 1 ml et Hamilton relier la seringue à l'entrée de l'aiguille ESI utilisant un tube en PEEK. Ensuite, placez la seringue sur le pousse-seringue. Mettre la pompe de la seringue pour injecter la solution d'échantillon dans l'aiguille ESI avec le débit à 10 l / min.
  4. Allumez la tension de l'aiguille ESI pour activer le processus d'ESI. Allumez le détecteur. Un affichage de spectre de masse doit être observée dans le mode de profil. Si l'affichage est en mode barycentre, passer en mode de profil. Regardez la grappe formation d'ions proton lié par monitoring du pic à m / z 428. L'abondance de signal de l'ion de la grappe peut être ajusté par réglage fin l'instrument. Un paramètre important est la tension capillaire. On peut modifier manuellement la tension capillaire (typiquement dans la plage de -20 à -50 V) afin de maximiser l'abondance du pic à m / z 428.

3. Spectrométrie de masse Mesure 2: Les expériences de bracketing CID

  1. L'étape suivante consiste à réaliser l'expérience de bracketing CID.
  2. Une fois l'abondance de l'ion de cluster atteint la valeur souhaitée (environ 100 mV), éteindre l'instrument à la mode MS / MS. Dans ce mode, les fonctions de Q1 comme un filtre pour isoler la ions d'agrégats, Q2 fonctions que la cellule de collision, et des fonctions de Q3 que l'analyseur de masse de masse.
  3. Réglez le gaz de collision (argon, dans ce cas) la pression à 0,5 mTorr et l'énergie de collision à 17 eV. Trois pics doivent être respectées dans la fenêtre d'affichage de spectre de masse. Le pic à m / z 428 correspondant à l'ion de grappe, [DFA • H • A 3 CS] ¯. Les deux pics à m / z 332 et m / z 95 correspondent au peptide déprotoné (A 3 I ¯) et de l'acide difluoroacétique déprotoné (DFA ¯), respectivement. Le pic mineur à m / z 298 est un fragment de peptide secondaire déprotoné. Acquérir un spectre CID pendant 2 min, la figure 3a.
  4. Réaliser des expériences similaires CID et d'acquérir un spectre CID pour la solution de l'échantillon du peptide avec de l'acide bromoacétique (MBAH), Figure 3b.
  5. Réaliser des expériences similaires CID et d'acquérir les spectres CID pour les solutions d'échantillon du peptide avec tous les autres acides de référence. Les spectres CID résultant sera qualitativement semblable aux figures 3a et 3b, mais les valeurs m / z et les hauteurs relatives des pics sera différent.

4. Spectrométrie de masse Mesure 3: La Méthode cinétique

  1. La dernière étape consiste à acquérir des spectres SRM.
  2. Changez l'affichage du spectre de centre de gravité et régler l'instrument à la surveillance de réaction choisie (SRM) de mode. Gardez m / z 428 que l'ion isolé par le premier quadripôle (Q1), et remplir quatre masses (rapports masse sur charge) d'être suivis par le troisième quadripôle (Q3). Les quatre masses sont m / z 428 (les ions d'agrégats), m / z 332 (l'ion peptide), m / z 298 (le fragment peptidique de l'ion) et m / z 95 (l'¯ ions DFA). Garder la pression de gaz de collision à 0,5 mTorr.
  3. Régler l'énergie de collision à 11,7 eV et d'acquérir les spectres pendant 5 min.
  4. Changer l'énergie de collision à 17,6 eV et d'acquérir les spectres pendant 5 min.
  5. Changer l'énergie de collision à 23,4 eV et 29,3 eV, et d'acquérir les spectres des deux énergies de collision pendant 5 min.
  6. Effectuer des mesures similaires pour le peptide avec tous les autres acides de référence.

5. Analyse des données

  1. Copier les valeurs des intensités des ions All les spectres SRM sur une feuille de calcul Excel.
  2. Calculer le produit des rapports de branchement d'ions CID, ln ([A ¯] / [A i ¯]), mesurée pour l'ensemble des six groupes de protons liés à tous les quatre énergies de collision. Les valeurs d'échantillon sont présentés dans le tableau 1.
  3. Tracer les valeurs de ln ([A ¯] / [A i ¯]) par rapport aux valeurs de l'acide Δ H i - acide Δ H moy. Cela donnera quatre parcelles correspondant aux données à quatre énergies de collision, la figure 4a.
  4. Extraire les valeurs des pentes et les interceptions par régression linéaire des quatre parcelles. Dans ce cas, les pentes sont des valeurs positives et les intersections sont des valeurs négatives. Donner le symbole "X" pour les pistes et le symbole «Y» pour les interceptions. Les résultats sont présentés au tableau 2. Multiplier les valeurs de Y par -1 et utiliser le symbole Y 'pour représenter les valeurs positives (ce qui permet l'axe des ordonnées pour afficherjouer valeurs positives). Notez que cette conversion est facultative tant que les valeurs correspondantes sont utilisés pour faire de la parcelle pour l'étape suivante.
  5. Tracer les valeurs de Y 'encontre des valeurs de X, figure 4b. La régression linéaire de la courbe donne une pente de 1,706 et une interception de -0,536. La pente correspond à l'acide Δ H - acide Δ H moy. La valeur de l'acide Δ H avg est connu pour être 330,5 kcal / mol, qui est déterminé par l'ensemble des acides de référence sélectionnés. La valeur de l'acidité en phase gazeuse du peptide est ensuite obtenu à partir de la pente: Δ H acide (A 3 CH) = 332,2 kcal / mol.

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Representative Results

  1. Les expériences de bracketing CID fournissent des informations sur les acidités relatives du peptide par rapport aux acides de référence sélectionnés. Deux représentant spectres CID du peptide (A 3 CH) avec deux acides de référence, DFAH et MBAH, sont présentés dans la figure 3. Dans la figure 3a l'abondance d'ions (hauteur de pic) de l'ion peptidique est plus faible que celle de DFA ¯, et la figure 3b, l'abondance ionique de l'ion peptidique est plus forte que celle de MBA ¯. Les deux spectres suggèrent que l'acidité en phase gazeuse du peptide est dans l'intervalle entre les acidités de ces deux acides de référence.
  2. La valeur quantitative de l'acidité en phase gazeuse du peptide est déterminée à partir des expériences CID quantitatives. Les parcelles thermo-cinétiques pour la dissociation des grappes de protons liés du peptide avec les six acides de référence sont présentés dans la figure 4. Une régression linéaire des emplacements en fonction de la thermo-cinétique relatipionnat entre l'acidité en phase gazeuse et le rapport CID d'ions produit de ramification (figure 1b) donne la valeur de l'acidité en phase gazeuse du peptide A 3 CH, qui est 332,2 kcal / mol. Exemples de valeurs des pentes et les interceptions sont présentés dans les tableaux 1 et 2.

Figure 1
Figure 1. L'économie générale de la Cooks méthode cinétique prolongée. A) Le régime de la grappe proton-ion lié dissociation. B) La relation thermo-cinétique entre les acidités en phase gazeuse et l'ion produit CID rapport de branchement. Dans cette équation, l'acide Δ H i est la valeur d'acidité en phase gazeuse des acides de référence individuelles, l'acide Δ H moyenne est unacidité en phase gazeuse mo yen des acides de référence, Δ H acide est l'acidité en phase gazeuse pour le peptide, Δ (Δ S) est le terme d'entropie, R est la constante universelle des gaz et T eff est la température effective du système .

Figure 2
Figure 2. Un dessin schématique d'une masse quadripolaire triple spectromètre. ESI est la source d'ions à ionisation par électrospray. Q1 et Q3 représentent les première et troisième unités quadrupolaires, respectivement. Après réalisation de l'expérience CID, les ions de cluster de protons liés sont masse sélectionnés par T1, et sont guidés dans la cellule de collision pour entrer en collision avec les atomes d'argon (Ar), une fuite dans la cellule de collision, et les ions fragments résultant sont analysés en Q3.

Figure 3 Figure 3. Le Spectres CID pour les ions de cluster proton assortis du peptide avec deux acides de référence, a) [DFA • H • A 3 C] ¯ et b) [MBA • H • A 3 C] ¯. Les spectres sont tracés comme le rapport l'abondance des ions sur la valeur m / z.

Figure 4
Figure 4. Les parcelles thermo-cinétiques pour le peptide avec six acides de référence recueillies dans quatre énergies de collision a) La parcelle de Y = ln ([A ¯] / [A i ¯]) contre X = Δ acide H i -. Acide Δ H avg . b) La parcelle de Y '= [Δ acide H - Δ acide H </ Em> avg] / RT eff - Δ (Δ S) / R contre X = 1 / RT eff.

Tableau 1. Les valeurs de CID produit des rapports de branchement d'ions, ln ([A ¯] / [A i ¯]), pour les ions de cluster du peptide avec DFAH et MBAH.

HA i 11,7 eV 17,6 eV 23,4 eV 29,3 eV
MCAH 3,68 3,50 3.39 3,45
MBAH 2,83 2.65 2,45 2.24
DFAH -0,442 -0.268 -0,0921 0.167
DCAH -2.60 -2.41 -2.22 -2.13
DBAH -2.43 -2.44 -2.49 -2.60
TFAH -5.41 -5.02 -4.71 -4.44
Tableau 2. Les valeurs des pentes (X) et les ordonnées (Y), résultant de la régression linéaire du premier ensemble d'emplacements thermo-cinétiques.

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Discussion

La mesure réussie de l'acidité en phase gazeuse d'un peptide repose en grande partie sur le choix des acides de référence appropriés. Les acides de référence idéales sont des composés organiques de structure similaire présentant des valeurs d'acidité en phase gazeuse bien établies. Les acides de référence doivent avoir des structures semblables les uns aux autres. Cela permettra d'assurer une entropie similaire de la déprotonation de chacun des acides de référence de l'ensemble. Les acides de référence doivent avoir des valeurs d'acidité proches de celles des peptides. Pour plus courtes contenant de la cystéine oligopeptides avec extrémité C-terminales, les acides carboxyliques halogénés sont des acides de référence appropriés. Une étape cruciale vers des expériences réussies CID est la formation des ions de cluster protons liés stables avec une forte abondance. La stabilité et l'abondance peut être largement améliorée en ajustant le rapport du peptide à l'acide de référence, la concentration de la solution d'échantillon, et les conditions instrumentales (comme la tension de l'aiguille, le séchagela température des gaz, et la tension capillaire). Une condition essentielle instrumentale est la tension capillaire (ou tension de cône pour d'autres types d'instruments). Une mise en garde est d'éviter d'utiliser des solutions d'échantillons qui sont trop concentrées.

Le procédé décrit n'est pas limité à des oligopeptides. La méthode peut être appliquée à une variété de systèmes moléculaires, y compris les composés organiques polaires, acides aminés et leurs dérivés, composés organométalliques, des oligonucléotides, des peptides et des polymères qui imitent. En plus d'utiliser le spectromètre de masse triple quadripôle, l'expérience peut également être effectuée en utilisant des pièges à ions et des spectromètres de masse Q-TOF.

Le peptide utilisé dans cette expérience a été synthétisé dans notre laboratoire en utilisant la méthode standard de la synthèse peptidique en phase solide 29-31. La résine Rink amide a été utilisée comme support solide pour donner l'amide C-terminal. L'avantage de la méthode cinétique des cuisiniers est que les impuretés mineures dans til échantillon peptide n'influencent pas la mesure de l'acidité, aussi longtemps que les impuretés n'ont pas les mêmes masses que les peptides ou les acides de référence.

Les mesures expérimentales peuvent être associées à des études informatiques pour examiner les effets de conformation sur les acidités. Études informatiques fournissent des prédictions des conformations des peptides qui correspondent à leurs acidités calculées. En comparant les acidités mesurées expérimentalement avec les valeurs calculées, les conformations des peptides peuvent être évalués.

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Disclosures

Rien à révéler.

Acknowledgments

Materials

E Colli, eV

X

1 / RT eff

Y

- [(Δ acide H - acide Δ H moyenne) / RT eff - Δ (Δ S) / R]

11.7 0.744 -0,728
17,6 0.700 -0,665
23,4 0.665 -0,611
29.3 0.645 -0,553
Name Company Catalog Number Comments
Mass Spectrometer Varian 1200 L and 320 L
Chloroacetic acid Sigma-Aldrich 402923
Bromoacetic acid Sigma-Aldrich B56307
Difluoroacetic acid Sigma-Aldrich 142859
Dichloroacetic acid Sigma-Aldrich D54702
Dibromoacetic acid Sigma-Aldrich 242357
Trifluoroacetic acid Sigma-Aldrich T6508

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References

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Détermination des acidités en phase gazeuse d&#39;oligopeptides
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Ren, J., Sawhney, A., Tian, Y., Padda, B., Batoon, P. Determination of the Gas-phase Acidities of Oligopeptides. J. Vis. Exp. (76), e4348, doi:10.3791/4348 (2013).

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