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Biology

La detección de funcional no codificante-variantes genéticas Uso de movilidad electroforética Shift ensayo (EMSA) y el ADN afinidad Precipitación Ensayo (DAPA)

Published: August 21, 2016 doi: 10.3791/54093
Automatic Translation
1, 1,2,3, 1,3, 1, *1,4, *1
1Center for Autoimmune Genomics and Etiology, Cincinnati Children's Hospital, 2Medical Scientist Training Program, University of Cincinnati, 3Immunology Graduate Program, University of Cincinnati, 4Divisions of Biomedical Informatics and Developmental Biology, Cincinnati Children's Hospital
* These authors contributed equally

Introduction

Secuenciación y genotipado basado en estudios, incluyendo estudios de genoma completo (GWAS Association), estudios candidato locus, y profundo de secuenciación de los estudios, han identificado muchas variantes genéticas que están estadísticamente asociados con una enfermedad, rasgo o fenotipo. Contrariamente a las predicciones iniciales, la mayoría de estas variantes (85-93%) se localizan en regiones no codificantes y no cambian la secuencia de aminoácidos de las proteínas de 1,2. Interpretación de la función de estas variantes no codificantes y la determinación de los mecanismos biológicos que los conectan a la enfermedad asociada, rasgo, o fenotipo ha demostrado ser un desafío 3-6. Hemos desarrollado una estrategia general para identificar los mecanismos moleculares que enlazan variantes a un fenotipo intermedio importante - la expresión génica. Esta tubería está específicamente diseñado para identificar la modulación de la unión por variantes genéticas TF. Esta estrategia combina los enfoques computacionales y técnicas de biología molecular destinadas a predecirefectos biológicos de las variantes candidatos in silico, y verificar estas predicciones empíricamente (Figura 1).

Figura 1
Figura 1:.. Enfoque estratégico para el análisis de los pasos no codificantes de variantes genéticas que no están incluidos en el protocolo detallado asociado a este manuscrito están sombreados en gris Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

En muchos casos, es importante comenzar mediante la ampliación de la lista de variantes para incluir a todos los de alta desequilibrio de unión (LD) con cada variante estadísticamente asociado. LD es una medida de asociación no aleatoria de los alelos en dos posiciones cromosómicas diferentes, que se puede medir por el r 2 Estadística 7. r 2 es una medida de la linKage desequilibrio entre dos variantes, con una unión perfecta r 2 = 1 denota entre dos variantes. Alelos en alto LD se encuentran a co-segregar en el cromosoma a través de poblaciones ancestrales. matrices de genotipos actuales no incluyen todas las variantes conocidas en el genoma humano. En su lugar, se aprovechan de la LD dentro del genoma humano e incluyen un subconjunto de las variantes conocidas que actúan como representantes de otras variantes dentro de una región particular del LD 8. Por lo tanto, una variante sin ninguna consecuencia biológica puede estar asociado con una enfermedad en particular, ya que es en LD con la variante de la causal variante con un efecto biológico significativo. Del procedimiento, se recomienda para convertir la última versión de los 1.000 genomas Proyecto 9 archivos variante llamada (VCF) en archivos binarios compatibles con PLINK 10,11, una herramienta de código abierto para el análisis de asociación de genoma completo. Posteriormente, todas las demás variantes genéticas con LD r 2> 0,8 con cada entrada va genéticaRiant puede ser identificado como candidatos. Es importante la utilización de la población de referencia apropiada para este paso- por ejemplo, si una variante fue identificada en sujetos de ascendencia europea, los datos de los sujetos de ascendencia debe emplearse la misma para la expansión LD.

expansión LD a menudo resulta en variantes de candidatos docenas, y es probable que sólo una pequeña fracción de estos contribuyen a mecanismo de la enfermedad. A menudo, no es factible para examinar experimentalmente cada una de estas variantes de forma individual. Es por lo tanto útil para aprovechar los miles de conjuntos de datos de genómica funcional públicamente disponibles como un filtro para priorizar las variantes. Por ejemplo, el consorcio ENCODE 12 ha realizado miles de experimentos chip-ss que describen la unión de TFS y co-factores, y las marcas de las histonas en una amplia gama de contextos, junto con los datos de la cromatina accesibilidad de las tecnologías tales como DNasa-ss 13, ATAC -seq 14 y ss Faire-15. DatabASES y servidores web, tales como la UCSC Genome Browser 16, Hoja de Ruta Epigenómica 17, 18 Epigenoma Blueprint, Cistrome 19 y 20 de RECONFIGURACIÓN proporcionan acceso libre a los datos producidos por estas y otras técnicas experimentales a través de una amplia gama de tipos y condiciones de las celdas. Cuando hay demasiadas variantes para examinar experimentalmente, estos datos se pueden utilizar para dar prioridad a los situados dentro de las regiones reguladoras probables en los tipos de células y tejidos pertinentes. Además, en los casos en que es una variante dentro de un pico de chip-ss para una proteína específica, estos datos pueden proporcionar pistas potenciales en cuanto a la TF (s) específico o co-factores cuya unión podría estar afectando.

A continuación, las variantes resultantes prioridad son examinados experimentalmente para validar la unión usando EMSA 21,22 proteína genotipo dependiente predicho. EMSA mide el cambio en la migración de la oligo en un gel de TBE no reductor. oligo marcado con fluorescencia se incuba con ellisado nuclear, y la unión de factores nucleares retardará el movimiento del oligo en el gel. De esta manera, oligo que se ha unido factores más nucleares presentará como una señal fluorescente más fuerte sobre la exploración. En particular, la EMSA no requiere predicciones acerca de las proteínas específicas cuya unión se verán afectados.

Una vez que se identifican las variantes que se encuentran dentro de las regiones reguladoras predichos y son capaces de factores nucleares diferencialmente de unión, se emplean métodos computacionales para predecir el TF (s) específico cuya unión podrían afectar. Nosotros preferimos utilizar CIS-BP 23,24, RegulomeDB 25, Uniprobe 26 y 27 JASPAR. Una vez que se identifican candidato TFS, estas predicciones pueden ser probados específicamente el uso de anticuerpos contra estos TFS (EMSA-supershifts y DAPA-Oeste). Un EMSA-supershift implica la adición de un anticuerpo específico-TF al lisado nuclear y oligo. Un resultado positivo en un EMSA-supershift es represented como un cambio adicional en la banda de EMSA, o una pérdida de la banda (revisado en referencia 28). En la DAPA complementaria, un dúplex de oligo 5 'biotinilado que contiene la variante y la 20 pares de bases que flanquean nucleótidos se incuban con lisado nuclear de tipo de célula relevante (s) para capturar cualquier factores nucleares se unen específicamente a los oligos. El complejo del factor nuclear-duplex oligo es inmovilizado por estreptavidina microperlas en una columna magnética. Los factores nucleares unidas se recogieron directamente a través de la elución 29,48. predicciones de unión pueden ser evaluados por una transferencia de Western usando anticuerpos específicos para la proteína. En los casos en que no hay predicciones obvias, o demasiadas predicciones, las eluciones de variantes desplegables de los experimentos DAPA se pueden enviar a un núcleo de la proteómica para identificar TFS candidatos utilizando la espectrometría de masa, que posteriormente se pueden validar el uso de estos descritos anteriormente métodos.

En el resto de la article, se proporciona el protocolo detallado para el análisis EMSA y DAPA de variantes genéticas.

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Protocol

1. Preparación de soluciones y reactivos

  1. Ordenar sondas de oligonucleótidos de ADN personalizados para su uso en la EMSA y la DAPA.
    1. Para reducir la proteína de unión no específica, diseñar oligos cortos (entre 35-45 pares de bases (pb) de longitud) 30, y colocar la variante de interés directamente en el centro, flanqueado por su secuencia genómica endógena 17 pb. Para oligos EMSA, añadir un 'fluoróforo 5. Para oligos DAPA, añadir una etiqueta 5 'con biotina.
    2. Ordenar tanto la cadena sentido y su cadena de complemento inverso. Alternativamente, dúplex fin (pre-recocido) oligos. Al asignar nombres a los oligos, basar la nomenclatura en un genoma de referencia establecido.
      Nota: "riesgo" y la designación de "no riesgo" puede ser la enfermedad y específica del proyecto, mientras que "referencia" y "no es de referencia" son más universalmente relevante.
    3. A la llegada de los oligos, girar brevemente hacia abajo el contenido y volver a suspender en agua libre de nucleasa a una concentración final de 100 μ;METRO. Tienda volvió a suspender acciones a -20 ° C. Proteger los oligonucleótidos marcados con un fluoróforo de la luz envolviendo con papel de aluminio.
Nombre Secuencia
rs76562819_REF_FOR Un GTAATGCCTTAATGAGAGAG GTTAGTCATCTTCTCACTTC
rs76562819_REF_REV GAAGTGAGAAGATGACTAAC T CTCTCTCATTAAGGCATTAC
rs76562819_NONREF_FOR GTAATGCCTTAATGAGAGAG G GTTAGTCATCTTCTCACTTC
rs76562819_NONREF_REV GAAGTGAGAAGATGACTAAC C CTCTCTCATTAAGGCATTAC

Tabla 1: Ejemplo de diseño de oligonucleótidos EMSA / DAPA para poner a prueba un SNP para Bin diferencialding. "REF" significa el alelo de referencia, mientras que "NONREF" significa el alelo no es de referencia. "A" representa el capítulo adelante, mientras que "REV" indica su complemento. El SNP se ve en rojo.

  1. Preparar tampón de extracción citoplasmática (CE) con una concentración final de HEPES 10 mM (pH 7,9), KCl 10 mM, y EDTA 0,1 mM en agua desionizada.
  2. Preparar extracción nuclear (NE) tampón con una concentración final de HEPES 20 mM (pH 7,9), 0,4 M NaCl, y EDTA 1 mM en agua desionizada.
  3. Preparar tampón de reasociación con una concentración final de Tris 10 mM (pH 7,5 a 8,0), NaCl 50 mM, y EDTA 1 mM en agua desionizada.

2. Preparación de lisado nuclear de células cultivadas

Nota: Este protocolo experimental se ha optimizado el uso de líneas de células linfoblastoides B, pero se ha probado en varias otras líneas de células adherentes / suspensión no relacionados y funciona universalmente.

  1. Culture células linfoblastoides B en Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 con 2 mM L-glutamina, suero bovino fetal 10%, y 1 x antibiótico-antimicótico que contiene 100 unidades / ml de penicilina, 100 mg / ml de estreptomicina y 250 ng / ml de anfotericina B.
    1. Seed en un rango de 200,000-500,000 células viables / ml y se incuban frascos a 37 ° C con dióxido de carbono al 5% en una posición vertical con tapas ventiladas o sueltas.
      Nota: El crecimiento de las células linfoblastoides B se ralentiza cuando llegan a más de 1.000.000 células / ml. Romper blastos de células pipeteando arriba y abajo varias veces y las células volver a 200,000-500,000 células / ml para mantener una velocidad rápida de crecimiento.
  2. Lavar las células cultivadas dos veces con solución salina tamponada con 10 ml de hielo frío de fosfato (PBS), girar hacia abajo a 4 ° C, 300 xg durante 5 min y retirar PBS a través de la aspiración.
  3. Recuento de células utilizando un hemocitómetro y se vuelve a suspender sedimento como 1 ml de PBS enfriado en hielo por 10 7 células.
    Nota: Por ejemplo, si la lisis de 2 x 10 7 </ Sup> células, se vuelve a suspender en 2 ml de PBS.
  4. Alícuota de 1 ml a tubos de 1,5 ml de microcentrífuga de modo que cada tubo contiene 10 7 células en PBS. Centrifugar a 3300 xg durante 2 min 4 ° C y aspirado fuera de PBS.
  5. Antes de usar, añadir ditiotreitol 1 mM (DTT), inhibidor de la fosfatasa 1x, y el inhibidor de la proteasa 1x a una madre de trabajo de tampón CE. Resuspender el sedimento celular con 400 l de tampón CE y se incuba en hielo durante 15 minutos.
  6. Añadir 25 l de 10% de Nonidet P-40 y se mezcla con la pipeta. Se centrifuga a 4 ° C, velocidad máxima durante 3 minutos. Decantar y desechar el sobrenadante.
  7. Antes de usar, añadir 1 mM de DTT, inhibidor de la fosfatasa 1x, 1x y inhibidor de la proteasa a una madre de trabajo de tampón NE. Resuspender el sedimento celular con 30 l de tampón NE y mezclar mediante agitación.
  8. Se incuba a 4 ° C en un rotador de tubo o en hielo durante 10 min. Centrífuga 3300 xg durante 2 min 4 ° C.
  9. Recoger el sobrenadante claro (lisado nuclear) y alícuota antes de almacenar a -806; C para evitar múltiples ciclos de congelación-descongelación que pueden degradar la proteína. Deja un alícuota de 10 l para medir la concentración de proteínas mediante el ensayo del ácido bichoninic (BCA) 31.

3. Desplazamiento de Movilidad electroforética de ensayo (EMSA)

  1. Preparar Oligo de Trabajo y EMSA gel.
    1. Si oligos fueron ordenados en dúplex, descongelar la madre 100 mM y se diluye 1: 2000 en tampón de recocido para conseguir una solución de trabajo de 50 nM.
    2. Si oligos fueron ordenados de cadena simple, descongelar los 100 M existencias y se diluye 1:10 en tampón de recocido para alcanzar 100 acciones de trabajo nm. Combinar 100 l de la solución de hebra de complemento 100 nM entre sí en un tubo de microcentrífuga.
      1. Colocar en un bloque de calor a 95 ° C durante 5 min. Apagar el bloque de calor y permitir que los oligos se enfríen lentamente hasta temperatura ambiente durante al menos una hora antes de su uso.
    3. Pre-correr el gel EMSA.
      1. Retire el portaobjetos de un prefabricado 6% TBE gel y enjuague con agua desionizada varias veces para eliminar cualquier tampón de los pocillos. Preparar 1 L de tampón TBE 0,5x mediante la adición de 50 ml de 10x TBE a 950 ml de agua desionizada.
      2. Montar el aparato de electroforesis en gel y comprobar si hay fugas llenando la cámara interior con tampón TBE 0,5x. Si no hay memoria intermedia se filtra en la cámara exterior, llenar la cámara exterior aproximadamente dos tercios del camino.
      3. Pre-correr el gel a 100 V durante 60 min.
      4. Lave cada pocillo con 200 l de tampón TBE 0,5x.
  2. Preparar tampón de unión Mix Master.
    1. Preparar 10x tampón de unión con una concentración final de Tris 100 mM, KCl 500 mM, DTT 10 mM; pH 7,5 en agua desionizada.
    2. En un tubo de microcentrífuga, crear una mezcla maestra que consiste en los reactivos comunes a todas las reacciones (10 l de 10x tampón de unión, 10 l de DTT / polisorbato, 5 l de poli d (IC), y ADN de esperma de salmón 2,5 l; tabla 2). Preparar un 10% adicionalpara tener en cuenta la pérdida de volumen debido a pipeteado.
Reactivo Conc final. Rxn # 1 Rxn # 2 Rxn # 3 Rxn # 4
Agua ultra pura a 20 l vol. 13,5 l 11,98 l 13.5μl 11,98 l
10x tampón de unión 1x 2 l 2 l 2 l 2 l
TDT / TW-20 1x 2 l 2 l 2 l 2 l
ADN de esperma de salmón 500 ng / l 0,5 l 0,5 l 0,5 l 0,5 l
1μg / l de poli d (IC) 1 g 1 l 1 l 1 l 1 l
Extracto Nuclear (5.26 ug / l) 8 mg - 1,52 l - 1,52 l
NE Buffer 1,52 l - 1,52 l -
Referencia alelo oligo 50 fmol 1 l 1 l - -
No es de referencia alelo oligo 50 fmol - - 1 l 1 l

Tabla 2: Ejemplo EMSA setu reacciónp. La tabla ilustra un ejemplo EMSA para probar la hipótesis de que existe el genotipo unión dependiente de TFS a un SNP específico.

  1. Añadir agua libre de nucleasa a cada tubo de microcentrífuga de tal manera que el volumen final después de la adición de todos los reactivos será de 20 l.
  2. Añadir la cantidad apropiada (5,5 l) de la mezcla maestra a cada tubo de microcentrífuga.
  3. Añadir 8 g de lisado nuclear para los tubos de microcentrífuga apropiadas. Incluyen tubos que contienen el oligo sin extracto nuclear como controles negativos (por ejemplo, la Tabla 2, Rxn # 1 y Rxn # 3).
    Nota: La cantidad óptima de lisado por reacción debe determinarse experimentalmente mediante valoración. En general, valoración de una gama de 2 a 10 g de lisado es suficiente.
  4. Añadir 50 fmol de oligo a los tubos de microcentrífuga apropiados. Flick para mezclar y brevemente girar el contenido al fondo del tubo. Incubar durante 20 min a temperatura ambiente.
    Nota: Si attempting de un supershift, incubar la mezcla de lisado con el anticuerpo durante 20 minutos a temperatura ambiente antes de la adición de oligos. Se recomienda el uso de 1 mg de un anticuerpo chip-grado para mejores resultados.
  5. Añadir 2 l de 10x naranja colorante de carga a cada tubo de microcentrífuga. Pipetear arriba y abajo para mezclar.
  6. Cargar las muestras en la previa al funcionamiento de gel de TBE 6% pipeteando arriba y abajo para mezclar y luego la expulsión de cada muestra en un pocillo separado. Correr el gel a 80 V hasta que el colorante naranja ha migrado de 2/3 a 3/4 del camino hacia abajo el gel. Esto debe tomar aproximadamente 60-75 minutos.
  7. Retire el gel de la casete de plástico haciendo palanca con un cuchillo de gel y colocar el gel en un recipiente con tampón TBE 0,5% para evitar que se reseque.
  8. Colocar el gel en la superficie de un sistema de imágenes de infrarrojos y de quimioluminiscencia, asegurándose de eliminar cualquier burbuja o contaminantes que contribuyen a perturbar la imagen.
  9. Utilizando el software de sistema de exploración, haga clic en la pestaña "Adquirir"y luego seleccionar "Dibujo Nuevo" para dibujar una caja alrededor de la zona correspondiente a donde el gel se encuentra en la superficie del escáner.
  10. En la sección "Canales" de la pestaña "Adquirir", seleccione el canal correspondiente a la longitud de onda de la etiqueta fluoróforo en el oligo. En la sección "Escáner", haga clic en "vista previa" para obtener una vista previa del escaneo de baja calidad. Ajustar el área de escaneado arrastrando el cuadro azul que rodea a la previsualización de la imagen adquirida hasta la porción del gel para formar una imagen.
    Nota: Por ejemplo, si el uso de oligonucleótidos marcados con un fluoróforo 700 nm, asegúrese de que el canal "700 nm" se ha seleccionado antes de escanear.
  11. En la sección "Controles de escaneo", seleccione la opción "84 M" resolución y la calidad de la opción "Medio". Establecer el foco para compensar a la mitad del grosor del gel. Nota: Por ejemplo, un gel de 1 mm utilizaría un 0,5 mm de desfase de enfoque.
  12. En la sección "Escáner", haga clic en "Inicio" para bEgin la exploración.
    Nota: Durante la exploración, el esquema de brillo, contraste y color a menudo se puede ajustar manualmente en función del fabricante del sistema de exploración.
  13. Después de finalizado el análisis, seleccione la pestaña "Imagen" y haga clic en "girar o voltear" en la sección "Crear" para corregir la orientación. Guarde el archivo de imagen haciendo clic en "Exportar" en el menú principal y luego seleccione "Imagen Individual con vistas."

4. ADN Purificación por Afinidad de ensayo (DAPA)

  1. Preparación de 5 M Oligo de trabajo Stock.
    1. Si oligos fueron ordenados en dúplex, descongelar la madre 100 mM y se diluye 1:20 en tampón de recocido para conseguir una solución de trabajo 5 micras.
    2. Si oligos fueron ordenados de cadena simple, descongelar los 100 M existencias y se diluye 1:10 en tampón de recocido para alcanzar 10 M reservas de trabajo. Combinar 10 l de los 10 M cadenas complementarias entre sí. Colocar en un bloque de calor a 95 ° C durante5 minutos. Apagar el bloque de calor y permitir que los oligos enfriar lentamente hasta la temperatura ambiente antes de su uso.
  2. Antes de comenzar, calentar el tampón de unión, el tampón de lavado de baja rigurosidad, tampón de lavado de alta rigurosidad, y tampón de elución a temperatura ambiente.
    Nota: Una concentración final de 50 ng / ml de poli d (IC) puede ser añadido a la memoria intermedia de unión, el tampón de lavado de baja rigurosidad, y tampón de lavado de alta rigurosidad para reducir el potencial de unión no específica de proteínas a los oligos.
  3. Preparar las mezclas de unión para cada variante.
    1. Mezclar 1 volumen de lisado nuclear con 2 volúmenes de tampón de unión.
      Nota: La cantidad requerida de lisado debe determinarse experimentalmente debido a la variación abundancia de TFS. Uso de entre 100 a 250 g de lisado nuclear por columna es suficiente en la mayoría de los casos.
    2. Añadir inhibidor de fosfatasa 1x, 1x inhibidor de la proteasa, y potenciador de unión 1x (opcional) y mezclar con un movimiento rápido el tubo varias veces.
      Nota: 100X de uniónpotenciador consta de 750 mM MgCl 2 y 300 mM ZnCl 2. Añadir potenciador de unión si la unión del TF al ADN depende de cofactores o agentes reductores. Si esta información no se conoce, añadir el promotor de unión.
    3. Añadir 10 l de 5 M de ADN de captura biotinilado (50 pmol) a cada mezcla de unión respectiva. Incubar durante 20 min a temperatura ambiente.
      Nota: El tiempo de incubación y la temperatura pueden variar dependiendo de la TF. Los valores óptimos deben determinarse experimentalmente.
  4. Añadir 100 l de microperlas de estreptavidina. Incubar durante 10 min a temperatura ambiente.
  5. Para cada sonda oligo siendo probado, colocar una columna de unión en el separador magnético. Colocar un tubo de microcentrífuga directamente debajo de cada columna de unión y aplicar 100 l de tampón de unión para enjuagar la columna.
  6. Pipetear los contenidos de cada mezcla de unión en columnas separadas y permitir que el líquido fluya completamente a través de la columna en la microcentrífugatubo antes de continuar. Asegúrese de etiquetar las columnas con el oligo variante que se utilizó en la mezcla de unión. Etiquetar las muestras de flujo continuo y reemplazar con nuevos tubos de microcentrífuga para recoger las aguas de lavado de baja rigurosidad.
  7. Aplicar 100 l de tampón de lavado de baja rigurosidad a la columna; esperar hasta el depósito de la columna está vacía. Repetir el lavado de 4x. Etiquetar las muestras de lavado de baja rigurosidad y reemplazar con nuevos tubos de microcentrífuga para recoger las aguas de lavado de alta rigurosidad.
  8. Aplicar 100 l de tampón de lavado de alta rigurosidad a la columna; esperar hasta el depósito de la columna está vacía. Repetir el lavado de 4x. Etiquetar las muestras de lavado de alta rigurosidad y reemplazar con nuevos tubos de microcentrífuga para recoger el pre-elución.
  9. Añadir 30 l de tampón de elución nativa a la columna y dejar reposar durante 5 minutos. Etiquetar las muestras pre-elución y reemplazar con nuevos tubos de microcentrífuga para recoger la elución.
    Nota: Esto no eluir la proteína unida; se lava la alta rigurosidad restantetampón de la columna y se lo reemplaza con tampón de elución para maximizar la eficiencia de la elución.
  10. Añadir un 50 l de tampón de elución nativa adicional para eluir la TFS encuadernados. Para un mayor rendimiento, pero eluato menos concentrado, añadir un 50 l adicionales de tampón de elución nativa y recoger el flujo continuo.
    Nota: Analizar las muestras de elución a través de espectrometría de masas para determinar la identidad de los TF unido 32. Después, verificar los resultados proteómicos a través de sodio dodecil electroforesis en gel de poliacrilamida al sulfito (SDS-PAGE), seguido de una transferencia de Western 33. Si la espectrometría de masas no está disponible, ejecutar una tinción de plata usando la técnica estándar en lugar de una transferencia Western para determinar el tamaño de la proteína (s) que muestra el genotipo dependiente de la unión. Utilice esta información para reducir la lista de TFS predichos de los métodos de cálculo que se detallan en la introducción.

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Representative Results

En esta sección, los resultados representativos de lo que cabe esperar se proporcionan al realizar una EMSA o DAPA, y la variabilidad en cuanto a se caracteriza la calidad de lisado. Por ejemplo, se ha sugerido que la congelación y descongelación muestras de proteínas varias veces puede dar lugar a la desnaturalización. Con el fin de explorar la reproducibilidad del análisis EMSA en el contexto de estos ciclos de "congelación-descongelación", dos 35 oligos pb que difieren en una variante genética se incubaron con un único lote de lisado nuclear que fue descongelado y vuelto a congelar por la cantidad indicada . de veces la Figura 2 demuestra que la congelación y descongelación este extracto nuclear en particular de linfocitos B hasta 5 veces tiene aparentemente ningún efecto sobre la integridad de las proteínas; Sin embargo, la estabilidad de la proteína nuclear varía según las muestras y por lo tanto debe ser probado en cada línea celular individual que se utilice. También es posible tener variación de diferentes lotes preparciones de los lisados ​​nucleares. Si esta variación se debe a la etapa del ciclo celular antes de la lisis, el número de pases de células, u otros factores, es importante para replicar resultados EMSA usando diferentes lotes de lisado para asegurar resultados reales.

Además, es importante para optimizar la relación señal-ruido para el EMSA. Una variable importante en esto es la concentración de oligo. La cantidad de oligo (5-300 fmol) se valoró para evaluar cómo las diferentes cantidades de oligos afectan a la señal (Figura 3). Se observó un aumento en la intensidad de la banda de hasta 100 fmol de oligo. Después de este punto, las mesetas señal sugiriendo 100 fmol es la cantidad óptima de oligo para esta reacción EMSA.

Por último, una figura representativa de uno de nuestros estudios publicados utilizando parte de la estrategia descrita en este manuscrito se proporciona (Figura 4). en THes el estudio 34, se demostró que el alelo de riesgo lupus asociada de los aumentos de rs6590330 de unión de STAT1, un factor de transcripción que participa en tanto la activación sinérgica y la inhibición de la expresión de genes aguas abajo del Tipo 1 IFN receptor complejo 35. En este ejemplo, STAT1 se identificó primero por DAPA seguido de análisis proteómicos usando cromatografía líquida de alta resolución acoplada a espectrometría de masas en tándem (DAPA-MS). Una mancha DAPA-occidental se utilizó para confirmar la TF identificadas a partir del análisis proteómico (STAT1) y confirmar que su forma fosforilada de STAT1 vinculante a la no referencia (riesgo lupus) oligo. Esta figura ilustra cómo los diversos ensayos de esta estrategia se puede utilizar para identificar diferencial de unión del factor de transcripción a una variante no codificante.

Figura 2
Figura 2: Análisis de la reproducibilidady las consecuencias de los ciclos de congelación-descongelación en los resultados de EMSA. Oligos que contiene la referencia (R) o de no referencia (NR) alelo de una variante genética se utilizaron para sondear la misma preparación de lisado después de múltiples ciclos de congelación y descongelación. (Lys: Lisado). Cada carril contiene la sonda libre en la parte inferior del gel (flecha azul). La unión de los TFS a la oligo puede ser visto como una banda en el medio parte superior del gel (flecha roja). Bandas que aparecen en la mitad inferior del gel (ver soporte) no son específicos. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figura 3
Figura 3:. Evaluación del efecto de diferentes concentraciones de oligo diversas concentraciones de oligos se usaron para sondar una sola preparación de lisado nuclear. Fseñal luorescent aumenta con el aumento de oligo cantidades, indicando que el oligo es el reactivo limitante. Las mesetas de señal en los carriles 100-300 fmol, donde la cantidad de proteína se convierte en el reactivo limitante. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4
Figura 4: El alelo de riesgo lupus de rs6590330 aumenta unión STAT1, según la evaluación de DAPA-MS STAT1 y pSTAT1 exposición mayor unión a oligos que contienen el alelo de riesgo rs6590330 en comparación con el alelo no riesgo.. oligos marcados con biotina se incubaron con virus de Epstein-Barr de células B transformadas por el virus de extracto nuclear. Proteínas unidas a la oligo fueron capturados utilizando DAPA. Las proteínas fueron separadas por SDS-poliacrilamida electroforesis en gel y detectados utilizando anti-pSTAT1(A) o anti-STAT1 (B). M: marcador. NR: oligo que contiene el alelo no riesgo de rs6590330; R: oligo que contiene el alelo de riesgo de rs6590330; Mutante: oligo que contiene un sitio de unión aguas abajo de rs6590330 STAT1 putativo perturbado; lisado celular: extracto nuclear de células B. Las intensidades relativas de las bandas se indican debajo de cada banda. Los resultados son representativos de cuatro experimentos; mientras que todos los experimentos demostraron un aumento STAT1 unión a las sondas con el alelo de riesgo, en 2/4 experimentos no STAT1 o pSTAT1 se detectó en el inmunoprecipitado de la oligo no riesgo, mientras tanto se detectaron en el inmunoprecipitado de la oligo riesgo. Esta cifra ha sido modificado de referencia 34. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

A pesar de los avances en las tecnologías de secuenciación y genotipado han mejorado enormemente nuestra capacidad para identificar variantes genéticas asociadas con la enfermedad, nuestra capacidad para comprender los mecanismos funcionales afectadas por estas variantes se está quedando. Una fuente importante del problema es que muchas variantes asociados a la enfermedad se encuentran en n en la codificación de las regiones del genoma, lo que probablemente afectará más difícil de predecir mecanismos que controlan la expresión génica. A continuación, presentamos un protocolo basado en las técnicas de EMSA y DAPA, herramientas moleculares valiosos para identificar eventos que probablemente contribuyen a la función de muchas variantes no codificantes de unión TF genotipo-dependiente. Aunque estas dos técnicas se han utilizado ampliamente en el pasado, han sólo recientemente han adaptado para el análisis de la variante genética de TF vinculante. Más allá de TFS, EMSA también se puede utilizar para analizar el efecto de las variantes genéticas de las proteínas de unión de ARN con sólo ajustes menores en el protocolo 36.

ove_content "> El protocolo presentado en este documento es simple y fácil de realizar;. Sin embargo, ciertas partes requieren consideraciones adicionales antes de la experimentación primer lugar, es importante para generar una lista inicial de variantes para la consideración de la realización de análisis estadísticos rigurosos un error en este paso. puede descarrilar todos los análisis posteriores, ya que muchas variantes pueden unirse lisado nuclear diferencialmente sin contribuir al riesgo de enfermedad. Además, el uso de datos de genómica funcional realizado en tipos de células pertinentes es crucial, tipos de células como irrelevantes pueden conducir a la generación de TF falso positivo de unión predicciones. en la actualidad, los recursos genómicos funcionales más utilizados incluyen ENCODE 12 y Hoja de Ruta Epigenómica 17. información adicional con respecto a los niveles de expresión génica en tipos de células relevantes para una enfermedad de interés pueden obtenerse de otros recursos, como ImmGen 37, BioGPS 38, 39, 20 y SNPsea. Por ejemplo, tales resources se pueden utilizar para filtrar predicciones de unión TF para incluir sólo aquellos TFS que se expresan en tipos de células relevantes.

También es importante tener en cuenta las advertencias de los experimentos in vitro tales como EMSA y DAPA. En particular, es necesario repetir los experimentos con preparaciones de lisado nuclear separadas para reducir los falsos negativos. Por otra parte, el éxito de EMSA-supershift puede presentar como un cambio adicional en la banda de EMSA, en el que el anticuerpo se une a TF, o una pérdida de la banda, en el que el ADN anticuerpo bloquea la unión del TF dominio. En cualquiera de los casos, incluyendo un anticuerpo de control de isotipo y / o un anticuerpo hacia un TF diferente es útil para confirmar la especificidad de la supershift. Otra consideración en la realización de un supershift es si incluir TDT / polisorbato en la reacción. TDT / polisorbato estabiliza el colorante de carga lo que permite la cuantificación más precisa de ADN no unido; sin embargo, también puede reducir los enlaces disulfuro de anticuerpos resultaning en el fracaso de la EMSA-supershift. Se recomienda para tratar reacciones con y sin TDT / polisorbato al intentar supershift un complejo. La cantidad óptima de poli d (IC) y ADN de esperma de salmón por reacción debe determinarse experimentalmente mediante valoración. En general, valoración de una gama de 1-6 d g de poli (IC) y 50 a 500 ng de esperma de salmón es suficiente. Un control positivo útil para DAPA implica el uso de una secuencia de consenso para un TF con un motivo de unión bien caracterizado (obtenido a partir de bases de datos como CIS-BP 23 o Factorbook 40) y la ejecución de un Western con un anticuerpo específico para ese TF. Para ambos ensayos, un oligo revueltos se puede utilizar para demostrar que se hayan observado unión es específica para los oligos de interés.

Tanto las técnicas de EMSA y DAPA tienen limitaciones experimentales. Por ejemplo, la afinidad de unión entre un TF y el ADN se ve afectada en gran parte por las condiciones de tampón. Idealmente, condiciones de tampón deben imitar la conditio endógenons del núcleo para permitir la unión óptima. Para EMSA, condiciones de tampón inadecuadas pueden dar lugar a una banda débil o la pérdida de una banda en su totalidad. Para DAPA, las condiciones no ideales pueden hacer que el TF (s) que se eluyó durante los pasos de lavado. Por lo tanto, cada ensayo sólo es eficaz en la identificación de la unión bajo ciertas condiciones de tampón TF-oligo. Las condiciones de tampón más universalmente útiles se presentan en el protocolo anterior. Una segunda limitación es que los resultados experimentales obtenidos con métodos de EMSA y DAPA proporcionan poca información sobre los mecanismos mediante los cuales TFS se unen a los oligos. TFS podría unirse a los oligonucleótidos directa o ser reclutado por otros factores. En consecuencia, es importante analizar las secuencias de oligo computacionalmente para predecir cómo TFS pueden unirse a oligos y verificar estas predicciones experimentalmente. Por ejemplo, una secuencia de unión específica puede ser mutado o una pareja de unión se puede agotar experimentalmente. Por último, la cantidad de extracto utilizado debe ser valorada para cada experimento to adquirir un resultado óptimo. El exceso de lisado puede saturar la unión TF-oligo y ocultar cualquier unión diferencial entre los alelos de riesgo y no riesgo. Para la solución de problemas, el lector puede referirse a varios excelentes revisión y método manuscritos 30,41,42.

Además de los ensayos descritos aquí, hay una variedad de ensayos in vivo disponibles para estudiar aún más el papel de variantes dentro de células vivas (Figura 1, abajo). Inmunoprecipitación de la cromatina seguido de reacciones en cadena de la polimerasa cuantitativa específicos de alelo (chip-qPCR) puede llevarse a cabo estudios para determinar si la unión observó el diferencial dentro de los ensayos in vitro se replica en las células 34 que vivían. Por ejemplo, si se utilizan células heterocigotos para una variante de interés, los experimentos de qPCR puede detectar la diferencia en el enriquecimiento entre los dos alelos en la cromatina inmunoprecipitada TF. Chip requiere anticuerpos específicos chip-grado; however, si los anticuerpos chip-TF de grado no están disponibles, la transfección de las células con un TF bandera de etiquetado es una alternativa eficaz 43. Además, el efecto de la unión en la expresión del gen diana diferencial puede ser investigada mediante el análisis de la expresión de los loci de rasgos cuantitativos (eQTL) en tipos de células relevantes utilizando los datos de expresión de la localidad que a partir de células genotipo o recursos públicamente disponibles, tales como las recopiladas por Genevar 44. ensayos de reportero de luciferasa también se pueden utilizar para explorar el grado en que la unión diferencial de la proteína afecta a la expresión génica. Tales ensayos pueden modificarse para trabajar independientemente de si las variantes se encuentran en un promotor, potenciador, o región represor 45-47. Finalmente, las tecnologías de edición de genoma, como CRISPR / Cas9 48, se pueden utilizar para generar líneas de células que se diferencian sólo en una sola variante, que es vital para la confirmación de la relación causal. Estas tecnologías pueden reducir sustancialmente la varianza experimental observado betwlas líneas celulares derivadas de een genéticamente diversos sujetos, ya que la expresión lecturas funcionales de análisis de genes u otra enfermedad fenotipo intermedio se pueden realizar en la línea celular editado, y se comparan con las líneas de células no editado.

La principal ventaja de la estrategia presentada es que permite la detección fácil y rápida de la unión TF genotipo-dependiente. Al dar prioridad a las variantes genéticos clave, más experimentos pueden ser diseñados para identificar su efecto biológico y demostrar su causalidad. En particular, este protocolo se puede aplicar a investigar cualquier enfermedad o variante fenotipo asociado identificado a partir de GWAS o multa de cartografía. Un creciente tesoro grande, de los datos genéticos y las listas de variantes genéticas asociadas estadísticamente ya está disponible. En la mayoría de los casos, los mecanismos biológicos de conducción asociación estadística de estas variantes no es clara. La estrategia presentada en esta propuesta permite una interpretación funcional precisa del diseà no codificante muchosvariantes se-asociado. Tal conocimiento es de vital importancia para el esclarecimiento completo de los mecanismos moleculares que impulsan cualquier enfermedad basada en la genética.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Custom DNA Oligonucleotides Integrated DNA Technologies http://www.idtdna.com/site/order/oligoentry
Potassium Chloride Fisher Scientific BP366-500 KCl, for CE buffer
HEPES (1 M) Fisher Scientific 15630-080 For CE and NE buffer
EDTA (0.5M), pH 8.0 Life Technologies R1021 For CE, NE, and annealing buffer
Sodium Chloride Fisher Scientific BP358-1 NaCl, for NE buffer
Tris-HCl (1M), pH 8.0 Invitrogen BP1756-100 For annealing buffer
Phosphate Buffered Saline (1x) Fisher Scientific MT21040CM PBS, for cell wash
DL-Dithiothreitol solution (1 M) Sigma 646563 Reducing agent
Protease Inhibitor Cocktail Thermo Scientific 87786 Prevents catabolism of TFs
Phosphatase Inhibitor Cocktail  Thermo Scientific 78420 Prevents dephosphorylation of TFs
Nonidet P-40 Substitute IBI Scientific IB01140 NP-40, for nuclear extraction
BCA Protein Assay Kit Thermo Scientific 23225 For measuring protein concentration
Odyssey EMSA Buffer Kit Licor 829-07910 Contains all necessary EMSA buffers
TBE Gels, 6%, 12 Wells Invitrogen EC6265BOX For EMSA
TBE Buffer (10x) Thermo Scientific B52 For EMSA
FactorFinder Starting Kit Miltenyi Biotec 130-092-318 Contains all necessary DAPA buffers
Licor Odyssey CLx Licor Recommended scanner for DAPA/EMSA
Antibiotic-Antimycotic Gibco 15240-062 Contains 10,000 units/ml of penicillin, 10,000 µg/ml of streptomycin, and 25 µg/ml of Fungizone® Antimycotic
Fetal Bovine Serum Gibco 26140-079 FBS, for culture media
RPMI 1640 Medium Gibco 22400-071 Contains L-glutamine and 25 mM HEPES

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Genética No. 114 EMSA DAPA no codificante variantes genéticas SNPs SNP función factores de transcripción la regulación de genes lisado nuclear GWAS
La detección de funcional no codificante-variantes genéticas Uso de movilidad electroforética Shift ensayo (EMSA) y el ADN afinidad Precipitación Ensayo (DAPA)
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