Summary
Detta protokoll beskriver användningen av en tröghets mikrofluidik-baserad buffertbyte strategi att rena mikro / nanopartiklar modifierade celler med effektiv utarmning av obundna partiklar.
Abstract
Modifiering av celler med aktiv ingrediens belastad mikro / nanopartiklar (NPS) blir en alltmer populär metod för att öka inhemska terapeutiska egenskaper, möjliggör bio avbildning och kontrollera cellfenotyp. En kritisk men otillräckligt adresserade frågan är det stora antalet partiklar som förblir obundet efter cellmärkning som inte lätt kan avlägsnas genom konventionell centrifugering. Detta leder till en ökning av biologisk avbildning bakgrundsbrus och kan förläna omvälvande effekter på angränsande icke-målceller. I detta protokoll presenterar vi en tröghets mikrofluidik-baserad buffertbyte strategi kallas Dean Flow fraktionering (DFF) för att effektivt separera märkta celler från fria NP i en hög genomströmning sätt. Den utvecklade spiralmikroanordning underlättar kontinuerlig samling (> 90% cellutvinning) av renade celler (THP-1 och MSC) suspenderade i ny buffertlösning, och samtidigt uppnå> 95% utarmning av obundet fluorescerande färg eller färgämne belastade NP (silica eller PLGA). Denna enda-steg, möjliggör storleksbaserad cellreningsstrategi hög cellbearbetnings genomströmning (10 6 celler / min) och är mycket användbar för produktion i stor volym cell rening av mikro / nanopartiklar modifierade celler för att uppnå störningsfri klinisk tillämpning.
Introduction
Engineering celler genom agent laddade mikro / nanopartiklar (NPS) är en enkel, genomisk integration fritt, och mångsidig metod för att förbättra Bioimaging kapacitet och öka / komplettera sina inhemska terapeutiska egenskaper i regenerativ medicin. 1-3 Cellular ändringar uppnås genom att märka plasmamembranet eller cytoplasman med ett överskott koncentration av agentbelastade NP att mätta bindningsställen. Emellertid en stor nackdel med denna metod är de betydande mängder av obundna partiklar som finns kvar i lösning efter cellmärkningsprocesser, vilket potentiellt kan omintetgöra exakt identifiering av partikel bearbetade celler eller komplicera terapeutiska resultat. 4,5 Dessutom, exponering för NP innehållande omvandlande medel (tillväxtfaktorer, kortikosteroider, etc.) vid överdrivet hög koncentration kan orsaka cytotoxicitet och missriktad exponering kan inducera oavsiktliga konsekvenser för icke-målceller. Även partikel bärare innefattande of "biokompatibla" material [t ex poly (mjölksyra sam-glykolsyra), PLGA] kan framkalla potenta immuncellsvar under vissa förhållanden. 6 Detta är särskilt riskabelt hos personer med nedsatt immunitet (t.ex. reumatoid artrit) som potentiellt förseningar systemisk nanopartikel clearance. 7 således effektivt avlägsnande av fria partiklar före införandet av partikel-engineered celler är av stor betydelse för att minimera toxicitetsprofil och reducera missriktad exponering för agentladdade partiklar in vivo.
Konventionell gradientcentrifugering används ofta för att separera manipulerade celler från fria partiklar, men är arbetskrävande och drivs i batch-läge. Dessutom skjuvspänningar upplevs av celler under höghastighetscentrifugering och beståndsdelarna i densitetsgradienten mediet kan äventyra cellernas integritet och / eller påverka cellens beteende. 8 Mikrofluidik är ett attraktivt alternativ med sevrala separationsteknik inklusive deterministiska sidoförskjutning (DLD) 9, dieletrophoresis 10,11 och akustofores 12 utvecklad för små partiklar separation och buffertbörstillämpningar. Men dessa metoder lider av låg genomströmning (1-10 ^ il · min - 1) och är benägna att igensättning frågor. Aktiva separationer såsom dielektrofores baserade metoder kräver också skillnader i inneboende dielektroforetisk cellfenotyper eller ytterligare cell märkning åtgärder för att uppnå separation. En mer lovande tillvägagångssätt involverar tröghets mikrofluidik - den laterala migreringen av partiklar eller celler över effektiviserar att fokusera på olika positioner på grund av dominerande lyftkrafter (F L) vid hög Reynolds tal (Re) 13 På grund av sin höga flödesförhållanden och överlägsen storlek upplösning. det har ofta utnyttjats för storleksbaserade cellseparation 14,15 och buffertbörstillämpningar. 16-18 However fortfarande buffertbyte prestanda dålig med ~10-30% förorenings lösning som de separerade cellerna förblir vanligtvis nära gränsen mellan original och ny buffertlösningar. 16-18 Ännu viktigare är storleksfördelningen av målceller måste likna uppnå precisa tröghets fokusering och separation från den ursprungliga buffertlösningen som utgör ett problem i synnerhet vid bearbetning av heterogena stor celltyper såsom mesenkymala stamceller (MSC). 19
Vi har tidigare utvecklat en ny tröghets mikrofluidik cellsortering teknik kallas Dean Flow fraktionering (DFF) för att isolera cirkulerande tumörceller (CTCs) 20 och bakterier 21 från helblod med användning av en 2-inlopp, 2-utlopp spiral mikroanordning. I den här videon protokoll, kommer vi att beskriva processen för märkning THP-1 (human akut monocytisk leukemi cellinje) suspension monocytiska celler (~ 15 pm) och MSC (10-30 um) med kalcein-loaded NP, följt av tillverkning och drift av DFF spiralmikroanordning för effektiv återvinning av märkta celler och avlägsnande av obundna NP. 22 Denna enda steg reningsstrategi möjliggör kontinuerlig återvinning av märkt suspension och vidhäftande celler suspenderade i färsk buffertlösning utan centrifugering. Dessutom kan det hantera upp till 10 miljoner celler · ml -1, en celltäthet mottagliga för regenerativ medicin applikationer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Nanopartiklar (NPS) Märkning av mesenkymala stamceller och Monocyter
- Kultur mesenkymala stamceller (MSC) i Dulbeccos modifierade Eagles medium (DMEM) kompletterat med 10% fetalt bovint serum (FBS) och antibiotika till ≥80% konfluens före märkning. På liknande sätt, kultur THP-1-celler (ATCC) i Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640-medium kompletterat med 10% FBS till en densitet av ~ 10 6 celler / ml.
- Last kiseldioxid NP (~ 500 mikrometer) med kalcein färglösning (200 ^ M) med hjälp av omröring över natten. Tillverka PLGA-kalcein AM (CAM) med hjälp av ett protokoll som tidigare beskrivits. 22
- Lös upp 250 ug CAM och 100 mg PLGA (50:50) i kloroform vid 4 ° C.
- Generera enstaka emulsions NP användning av en höghastighetshomogenisator (13.600 xg, 60 sek) vid rumstemperatur. Indunsta kloroform i en kemisk huva (≥3 h) före samlingen med hjälp av centrifugering (3400 x g under 5 min), tvättning (dubbla Distilled vatten), frystorkning och förvaring i -20 ° C.
- Inkubera CAM-PLGA NP (1 mg) eller calcein kiseldioxid NP (150 | ig) i 0,01% poly-L-lysin (PLL) lösning vid rumstemperatur under 15 - 20 min.
- Centrifugera vid 3400 xg under 5 min för att avlägsna överskott av PLL supernatanten innan NP resuspension i 1 ml av respektive odlingsmedium.
- Inkubera NP med celler (MSC eller THP-1, ~ 1 - 2 x 10 6 celler totalt) för cirka 24 timmar (0,1 mg · koncentration ml -1 märkning).
- Dissociera och skörda de märkta adherenta MSCs med användning av 2 ml av 0,25% trypsin (5 min, 37 ° C) och avbryt reaktionen med 6 ml DMEM. Snurra ned cellerna vid (1000 xg, 4 min) och återsuspendera till en koncentration av 10 juni 5-10 celler / ml för mikroflödes bearbetning. Använda märkta THP-1-celler (10 05-10 juni celler / ml) direkt för mikrofluidik rening.
2. mikroflödessystem enhet Framställning
- anordning Fabrication
- Tillverka mikroflödesspiralanordningen (500 um (B) × 115 m (h)) med polydimetylsiloxan (PDMS) från ett kommersiellt kit med hjälp av standard mjuka litografisteg. 23
- Blanda 30 g bas prepolymer och 3 g härdare noggrant i en vägnings båt. De-gas blandningen i en torkapparat under 60 min för att avlägsna eventuella luftbubblor.
- Häll PDMS blandningen på kiselskivan masterform mönstrad med spiralkanaldesignen noggrant till en höjd av ~ 5-10 mm.
- De-gas blandningen i en exsickator vakuum under 60 min igen för att avlägsna eventuella luftbubblor. Upprepa processen tills alla bubblor elimineras.
- Härda PDMS blandningen i en ugn vid 80 ° under 2 h till dess att PDMS är inställd. Säkerställa att skivan inte lutas under härdning för att ha en konstant höjd anordning.
- Klipp ut PDMS spiral enheten med en skalpell och försiktigt PDMS platta från master mögel.
- trim kanterna på enheten med en skalpell för att säkerställa en smidig yta för limning.
- Punch två hål (1,5 mm) för inlopp och två hål (1,5 mm) för uttag på PDMS enheten med en 1,5 mm biopsistans.
- Tvätta enheten med isopropanol (IPA) för att avlägsna eventuellt skräp och torka enheten i en 80 ° C ugn under 5 min.
- Rengör bottenytan av PDMS anordningen (med kanalfunktioner) med användning av maskeringstejp.
- Ren en sida av en glasskiva (2 "av 3") med användning av maskeringstejp.
- Försiktigt placera och exponera de rengjorda ytorna hos PDMS enheten och glasskiva i kammaren av en plasma renare och utsätta dem för vakuum under 60 sekunder. Därefter slå på plasma strömmen till maximum och sänka kammartrycket tills kammaren blir rosa färg.
- Utsätta ytorna till luftplasma under 60 sek. Plasmat skapar reaktiva arter på de exponerade ytorna av PDMS och glas som möjliggör tät bindning när de bringas i fysikal kontakt. Stäng av plasma strömmen och släpper trycket från plasma renare att hämta enheten och glasskiva.
- Binda PDMS enheten och glasskiva tillsammans genom att trycka på plasmaexponerade ytor ordentligt och se till att inga bubblor är fångade mellan de två ytorna.
- Värm den bundna enheten med en värmeplatta inställd på 80 ° C under 2 h för att stärka bindningen.
- anordning Drift
- Skär två stycken av slangen (1,52 mm OD) av ~ 15 - 20 cm för inlopps sprutor och bifoga en sprutspets (gauge 23) på en ände av varje rör.
- Skär två stycken av slangen (1,52 mm OD) av ~ 5 - 10 cm för utloppen och fäst till utloppshålen i PDMS-enheten.
- Före prov löpning, manuellt prime anordningen med en spruta innehållande 70% etanol tills det rinner ut ur utloppsröret. Tillåta etanol sit under 30 sek till 1 min för att sterilisera anordningen.
- Ladda 30 ml filtrerat(0,2 | j, m por) mantel-buffert (fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) med 0,1% bovint serumalbumin (BSA)) i 60 ml sprutan och säkra sprutan på en sprutpump. Ställ pumpen till rätt inställningar (Spruta storlek: 60 ml, Volym: 60.000 l).
Anmärkning: Tillsatsen av BSA till PBS är att minimera cell-cellbindning och icke-specifik bindning mellan cellerna och PDMS anordningen. - Belastning 3 ml av märkta celler i 3 ml sprutan och säkra sprutan på en separat sprutpump. Ställ pumpen till rätt inställningar (Spruta storlek: 3 ml, Volym: 3000 l).
- Kontrollera att inga luftbubblor är fångade i sprutorna för att säkerställa ett stabilt flöde. Avlägsna eventuella luftbubblor genom att försiktigt mata ut några droppar vätska ut ur munstycket.
- Anslut sprutan inlopp tips och slangar till sprutorna, och infoga dem i respektive inlopp på enheten (höljet och provinlopps). Säkerställa att det inte finns några bubblor längs slangen.
- Montera anordningarna på en vänded faskontrastmikroskop för realtidsbildtagning under cellsortering process.
- Fäst en liten avfallsbägare och två 15 ml rör nära enheten på mikroskop scenen med hjälp av lim.
- Placera utlopps slangarna i avfallsbägare.
- Ställ in flödesförhållandet för prov till manteln buffert till 01:10 och starta båda sprutpumpar för att initiera sorteringsprocessen (Exempel: 120 l / min för sprutprov och 1200 l / min för slida spruta, kanalflödeshastighet ~ 0,38 m / sek ).
- Köra anordningen för 1,5 min för strömningshastigheten att stabiliseras. Detta kan bekräftas genom närvaron av tröghets fokuserade celler nära kanalen inre väggen under ljusfält med faskontrast med hjälp av en höghastighetskamera (~ 5000 - 10.000 bildrutor per sekund (fps), exponeringstid: 10-50 usek).
- Placera utloppsslangar i olika rör för att samla in eluenter från cellen utlopp och avlopp.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter märkning av cellerna med bio imaging agent belastade NP över natten, är de märkta cellerna (innehållande fria partiklar) skördades och renades med hjälp av DFF spiralmikroanordning för att avlägsna fria NP i en enstegsprocess (Figur 1A). 2-inlopp, 2-utlopp spiral mikro är designad av mjukvara och mikrofabricerad användning av SU-8 fotoresist. Den mönstrade kiselskiva används därefter som en mall för PDMS replik gjutning med användning av mjuk litografi tekniker (Figur 1B). För att utföra cellsortering, är provcellen pumpas in i den yttre väggen inloppet hos spiralmikroanordning medan den inre vägginloppet löper färsk buffertlösning vid en högre flödeshastighet (1:10) för att nypa cellen provflödet. Separation åstadkoms genom tröghets fokusering av större märkta celler på den inre väggen och Dean-inducerad återcirkulation av små obundna NP mot den yttre väggen (Figur 2A). Enheten var första tillämped att sortera märkt upphängnings monocytiska celler (THP-1) från fluorescerande kiseldioxid NP laddade med kalcein (~ 500 nm i storlek). Hög verkningsgrad separations erhölls som bekräftades genom höghastighetsavbildning (Figur 2A) och flödescytometri-analys (Figur 2B). Bilder av eluenter som samlats in från enheten cell utlopp visade också effektivt avlägsnande av kiseldioxid och PLGA NP (~ 1-5 pm) från THP-1-celler. Dessutom fluorescens avbildning visade att internaliserade NP i de märkta THP-1-celler väl kvar under DFF rening (infällningar) (Figur 3). På grund av MSC storlek heterogenitet, var spiralmikrogeometrin därefter modifieras genom att byta kanal höjd och bifurkation design för att möjliggöra effektiv uppsamling av MSC (Figur 4).
Figur 1. (A) OvERALL arbetsflöde för snabb enda steg mikro / nanopartiklar (NP) avlägsnande från fjädring och vidhäftande cellerna efter märkning med hjälp av Dean Flow fraktionering (DFF) mikroflödesteknik. (B) DFF spiral enheten har utvecklats av mjukvara och mönstrade på kiselskivan med hjälp av mikro. PDMS-enheter därefter produceras av mjuka litografimetoder. Experimentuppställning består av 2 sprutpumpar för att ingjuta märkta celler och färsk saltlösning buffert vid olika flödeshastigheter in i anordning för kontinuerlig rening och uppsamling av märkta celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Nanopartiklar avlägsnande från märkta THP-1 celler via DFF. (A) Illustration avDFF princip separation. Större märkta celler upplever starka tröghetslyftkrafter (F L, röda pilar) och Dean dragkrafter (F D, gula pilar) och fokusera nära mikro innervägg. Mindre NPS och buffertlösning enbart påverkas av Dean dra och återcirkulera till ytterväggen för att uppnå separation. Representativ hög hastighet och fluorescensbilder som visar jämviktspositioner av THP-1-celler (röda pilar) och kiseldioxid NP laddade med kalcein färgämnet vid utloppsområdet. (B) Separation resultat baserat på flödescytometrianalys med slussning bestäms av storleken (FSC-A) och kornighet (SSC-A) egenskaper. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3.
Figur 4. Nanopartiklar avlägsnas från mesenkymala stamceller (MSC) via DFF. (A) representant höghastighets bild som illustrerar effektiv separation av MSC (röda pilar) och PLGA NP (blå pilar) i olika butiker. Gul streckade linjer indikerar den ungefärliga positionen för mikrokanalväggarna. (B) Separation prestanda MSC från kiseldioxid och PLGA NPS.pg "target =" _ blank "> Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
DFF cell reningsteknik som beskrivs här möjliggör snabb och kontinuerlig separation av märkta celler i en hög genomströmning sätt. Denna separation metod är idealisk för stor provvolym eller hög cellkoncentration urval bearbetning, och är bättre än konventionell membranbaserad filtrering som är benägna att igensättning efter långvarig användning. På liknande sätt kräver affinitetsbaserad magnetisk separation ytterligare cellmärknings steg som är arbetskrävande och dyra. De renade cellerna visat sig behålla sina märkta agenter och cellmorfologin väl (Figur 3) med minimal flödes / skjuvning-inducerade effekter (skjuvspänning τ, ~ 200-250 dyn / cm2) på grund av kort uppehållstid i kanalen (< 1 sek) 20,24. Dessutom kan användaren välja den eluerade lösningen av de sorterade märkta cellerna genom att helt enkelt ersätta manteln buffert (saltlösning) med de önskade media eller buffertlösning.
Det är kritiskt attdet finns ingen smuts eller skräp i mikro tidigare användning som negativt kan påverka cell fokus beteende. Detta kan åstadkommas genom att rengöra inloppshålen noggrant med IPA, samt med hjälp av maskeringstejp för att rengöra PDMS ytan innan plasma bindning. Eftersom mikroanordning arbetar under höga flödesförhållanden (~ 1-1,5 ml / min), är det också viktigt att värma de sammanbundna PDMS enheter på en värmeplatta för att säkerställa en stark bindning mellan PDMS och objektglaset. Under enhetens funktion, om cellerna inte fokuserar väl, betyder det att flödeshastigheterna inte är tillräckliga. Man kan felsöka genom att kontrollera region enhetens inlopp och sprutan tips för att se till att det inte finns några läckor.
Borttagning av obundna NP från märkta celler är inte trivial, eftersom vanliga laboratorieseparationstekniker (t.ex. centrifugering) kan inte separera partiklar / celler med olika storlekar (t.ex. obundna partiklar och märkta celler). Medan man kan hävda att upprepad tvättningoch byte av odlingsmedia kan avlägsna fria NP från vidhäftande celler till en viss grad, processen är arbetskrävande och ineffektivt för suspensionscellkulturer. DFF mikrofluidikanordning utnyttjar storleksbaserad sortering och är mycket mångsidig, eftersom den kan användas för både suspension och vidhäftande celler med ett stort storleksintervall, såväl som avlägsnande av NP av olika material. Om målcellerna är av olika storlekar, kan den DFF anordningen optimeras genom att ändra flödesförhållandena eller kanalgeometri (t.ex. kanalhöjd och förhållandet mellan inre och yttre kanalbredder) för att uppnå effektiv separation. Det har tidigare visats att DFF är överlägsen jämfört med konventionell centrifugering i NP borttagning med minimal cellförlust. 22 Dessutom var cellutvinning prestanda hög (> 90%) då provkoncentrationen ökades till 10 7 celler / ml. Detta är en viktig förbättring jämfört med existerande tröghetsmikroflödescellseparationsmetoder som är allmäntly begränsad till 10 5 celler / ml kapacitet på grund av cell-cellinteraktion och cell överbeläggning på jämviktslägen. 25
Medan D-vippan tekniken uppnår separation baserat på storleksskillnad, kan det inte användas för andra celltekniska processer som separation av märkta och omärkta celler på grund av försumbar förändring i cellstorlek. Cellytmarkörer för affinitetsbaserad sortering och andra vanliga separations modaliteter (magnetisk susceptibilitet och elektrisk ledningsförmåga) skulle kunna övervägas för sådana potentiella tillämpningar. DFF teknik är också inte lämpar sig för multiplex cellsortering baserad på fluorescens. Ett bättre alternativ skulle vara att använda fluorescensaktiverad cellsortering (FACS) för sk enstegs sortering av märkta celler med olika fluorescens, som arbetar vid hög genomströmning, men kräver dyra och skrymmande utrustning.
Slutligen är mycket användbar för reningen av bearbetade celler När detta protokollNP innehållande omvälvande medel (tillväxtfaktorer, droger, kortikosteroider, etc.) används för bioimaging och / eller cellterapi. Detta beror på restfria NP kan utöva utanför mål omvälvande effekter på angränsande celler eller immunceller som svarar på dessa främmande partiklar när de injiceras in vivo. Det kan också oavsiktligt generera signaler som kan vara missvisande under bioimaging. Borttagning av dessa fria NP före användning därmed minska risken för icke-målceller, minimera sammanställningar i immunsystemet, och minska föroreningsfrågor mellan stegen under sekventiell märkning / konstruktion av celler. Dess framgångsrikt genomförande underlättar i hög grad cellmärkning och möjliggör störningsfri användning av partikelbaserade cellteknik i terapi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har ingenting att lämna ut.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell lines & Media | |||
| Mesenchymal Stem Cells (MSCs) | Lonza | PT-2501 | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | Lonza | 12-614F | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco | 10270-106 | |
| THP-1 monocyte cells (THP-1) | ATCC | TIB-202 | |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 media | Lonza | 12-702F | |
| Reagents & Materials | |||
| 0.01% poly-L-lysine (PLL) | Sigma-Aldrich | P8920 | |
| 3 ml Syringe | BD | 302113 | Syringe 3 ml Luer-Lock |
| 60 ml Syringe | BD | 309653 | Syringe 60 ml Luer-Lock |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Biowest | P6154-100GR | |
| Calcein, AM (CAM) | Life Technologies | C1430 | |
| Calcein | Sigma-Aldrich | C0875 | |
| Isopropanol | Fisher Chemical | #P/7507/17 | HPLC Grade 2.5 L |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Lonza | 17-516Q/12 | |
| Plain Microscope Slides | Fisher Scientific | FIS#12-550D | 75 x 25 x 1 mm3 |
| Polydimethylsiloxane (PDMS) | Dow Corning | SYLGARD® 184 | |
| Scotch tape | 3M | 21200702044 | 18 mm x 25 m |
| Silica NPs (∼200 μm) | Sigma-Aldrich | 748161 | Pore size 4 nm |
| Syringe Tip | JEC Technology | 7018302 | 23 G 0.013 x 0.25 |
| Trypsin-EDTA (0.25%) | Life Technologies | 25200-056 | |
| Tygon Tubing | Spectra-Teknik | 06419-01 | 0.02 x 0.06" 100 |
| Poly (D,L-lactide-co-glycolide) (PLGA; 50:50) | Sigma-Aldrich | P2191 | |
| Equipment | |||
| Biopsy punch | Harris Uni-Core | 69036-15 | 1.50 mm |
| Dessicator | Scienceware | 111/4 IN OD | |
| High-speed Camera | Phantom | V9.1 | |
| Inverted phase-contrast microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
| Plasma cleaner | Harrick Plasma | PDC-002 | |
| Syringe Pump | Chemyx | CX Fusion 200 |
References
- Wiraja, C., et al. Aptamer technology for tracking cells' status & function. Mol. Cell. Ther. 2, 33 (2014).
- Yeo, D. C., Wiraja, C., Mantalaris, A., Xu, C. Nanosensors for Regenerative Medicine. J. Biomed. Nanotech. 10, 2722-2746 (2014).
- Naumova, A. V., Modo, M., Moore, A., Murry, C. E., Frank, J. A. Clinical imaging in regenerative medicine. Nat. Biotechnol. 32, 804-818 (2014).
- Soenen, S. J., et al. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano Today. 6, 446-465 (2011).
- Donaldson, K., Poland, C. A. Nanotoxicity: challenging the myth of nano-specific toxicity. Curr. Opin. Biotechnol. 24, 724-734 (2013).
- Veiseh, O., et al. Size- and shape-dependent foreign body immune response to materials implanted in rodents and non-human primates. Nat. Mater. 14, 643-651 (2015).
- Jones, S. W., et al. Nanoparticle clearance is governed by Th1/Th2 immunity and strain background. J. Clin. Invest. 123, 3061-3073 (2013).
- Marchi, L. F., Sesti-Costa, R., Chedraoui-Silva, S., Mantovani, B. Comparison of four methods for the isolation of murine blood neutrophils with respect to the release of reactive oxygen and nitrogen species and the expression of immunological receptors. Comp. Clin. Pathol. 23, 1469-1476 (2014).
- Morton, K. J., et al. Hydrodynamic metamaterials: Microfabricated arrays to steer, refract, and focus streams of biomaterials. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 105, 7434-7438 (2008).
- Hu, X., et al. Marker-specific sorting of rare cells using dielectrophoresis. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 102, 15757-15761 (2005).
- Cummings, E. B. Streaming dielectrophoresis for continuous-flow microfluidic devices. IEEE Eng. Med. Biol. Mag. 22, 75-84 (2003).
- Augustsson, P., Persson, J., Ekstrom, S., Ohlin, M., Laurell, T. Decomplexing biofluids using microchip based acoustophoresis. Lab Chip. 9, 810-818 (2009).
- Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 104, 18892-18897 (2007).
- Hur, S. C., Henderson-MacLennan, N. K., McCabe, E. R. B., Di Carlo, D. Deformability-based cell classification and enrichment using inertial microfluidics. Lab Chip. 11, 912-920 (2011).
- Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnol. Bioengin. 107, 302-311 (2010).
- Gossett, D. R., et al. Inertial manipulation and transfer of microparticles across laminar fluid streams. Small. 8, 2757-2764 (2012).
- Amini, H., et al. Engineering fluid flow using sequenced microstructures. Nat. Commun. 4, 1826 (2013).
- Sollier, E., et al. Inertial microfluidic programming of microparticle-laden flows for solution transfer around cells and particles. Microfluid. Nanofluid. 19, 53-65 (2015).
- Lee, W. C., et al. Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 111, E4409-E4418 (2014).
- Hou, H. W., et al. Isolation and retrieval of circulating tumor cells using centrifugal forces. Sci. Rep. 3, 1259 (2013).
- Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics. Lab Chip. 15, 2297-2307 (2015).
- Yeo, D. C., et al. Interference-free Micro/nanoparticle Cell Engineering by Use of High-Throughput Microfluidic Separation. ACS Appl. Mater. Inter. 7, 20855-20864 (2015).
- Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Angew. Chem. Int. Edit. 37, 550-575 (1998).
- Lee, W. C., et al. High-throughput cell cycle synchronization using inertial forces in spiral microchannels. Lab Chip. 11, 1359-1367 (2011).
- Kuntaegowdanahalli, S. S., Bhagat, A. A., Kumar, G., Papautsky, I. Inertial microfluidics for continuous particle separation in spiral microchannels. Lab Chip. 9, 2973-2980 (2009).
