Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

De capillaire Feeder test meet voedselinname bij

19.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55024

⸱

17 maart 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Zoology, Albertus-Magnus University of Cologne, 2Department of Veterinary Biomedical Sciences, Western College of Veterinary Medicine, University of Saskatchewan

In dit artikel

Samenvatting

De CApillary FEeder (CAFE) test is een eenvoudige, budgetvriendelijke en zeer betrouwbare methode voor het onderzoeken van mechanismen die ten grondslag liggen aan voedselinname. Gebruikt met het zeer veelzijdige genetische modelorganisme Drosophila melanogaster, biedt het een krachtig middel om nieuwe inzichten te verkrijgen in de regulerende mechanismen van voedselinname.

Samenvatting

Voor de meeste dieren is voeden een essentieel gedrag voor het veiligstellen van het overleven, en het beïnvloedt ontwikkeling, voortbeweging, gezondheid en reproductie. Inname van het juiste type en de juiste hoeveelheid voedsel heeft daarom een grote invloed op de kwaliteit van leven. Onderzoek naar voedingsgedrag richt zich op de onderliggende processen die daadwerkelijk voeden waarborgen en ontrafelt de rol van factoren die de interne energiehomeostase reguleren en de neuronale basis van besluitvorming. Het modelorganisme Drosophila melanogaster, met zijn grote verscheidenheid aan genetisch traceerbare hulpmiddelen voor het labelen en manipuleren van enkele neuronen, maakt het mogelijk om neuronale netwerken in kaart te brengen en moleculaire signaalcascades te identificeren die betrokken zijn bij de regulatie van voedselinname. Dit rapport demonstreert de CApillary FEeder assay (CAFE) en laat zien hoe voedselinname in een groep vliegen kan worden gemeten voor tijdsspannen variërend van uren tot dagen. Deze gebruiksvriendelijke assay bestaat uit glazen capillairen gevuld met vloeibaar voedsel dat vliegen vrij kunnen betreden en waarop ze kunnen eten. Voedselconsumptie in de assay wordt nauwkeurig bepaald met behulp van eenvoudige meetinstrumenten. Hierin beschrijven we stap voor stap de methode van setup tot succesvolle uitvoering van de CAFE-assay en bieden we praktische voorbeelden om de voedselinname van een groep vliegen onder gecontroleerde omstandigheden te analyseren. De lezer wordt geleid door mogelijke beperkingen van de assay, en voor- en nadelen van de methode in vergelijking met andere voedingsassays in D. melanogaster worden geëvalueerd.

Inleiding

Eten is van essentieel belang; echter deregulering van voedselinname waardoor eetstoornissen zoals boulimie, anorexia of algemene tendens om oplegt overeten kosten particulieren en maatschappij 1, 2, 3. Het doel van dit onderzoek is om regulerende mechanismen van de voedselinname te ontdekken en een strategie voor het omzeilen van wanorde formatie te verstrekken. Talrijke studies met zoogdiermodel organismen zijn nieuwe inzichten van de schakeling en de rol van signaleringssystemen die in eetstoornissen 4, 5, 6. Niettemin, onze kennis van de neuronale en moleculaire grondslagen van deze aandoeningen nog lang niet voltooid. In de afgelopen jaren, de fruitvlieg Drosophila melanogaster is een waardevol modelsysteem voor het ontrafelen van fundamentele mechanistische inzichten in de regulatie van metabolis gewordenm 7, 8, 9. De capillaire Feeder (CAFE) assay voor Drosophila melanogaster werd opgericht in het lab van Seymour Vergelijkbare in 2007 geïnspireerd door een eerder werk van Dethier in bromvlieg 10, 11. De KOFFIE bepaling maakte het mogelijk om direct te meten voedselinname bij Drosophila melanogaster. In deze gedrags-testsysteem, vliegen voeden zich met vloeibaar voedsel verstrekt in gesorteerde glas haarvaten geplaatst in een flesje. De daling van de capillaire meniscus geeft verlies van voedsel oplossing via verdamping en voedselconsumptie. Het bepalen van de verdamping door flesjes zonder vliegen maakt het mogelijk nauwkeurige kwantificering van de voedselinname.

De KOFFIE assay is één van verscheidene gedragsparadigma's gebruikt voor het voederen meten Drosophila melanogaster en onderzoekers moeten de meest geschikte kiezen voor hun specifiekevraag. De beslissing om een ​​bepaalde test te gebruiken moet de volgende punten te overwegen: de aard van het voedsel verstrekt; het voederen toestand; het meten van de inname of opname van voedingsstoffen en het onderzoek voedselconsumptie of reactie op voedsel.

De CAFE-assay zoals beschreven in dit rapport is ideaal voor het volgen van de voedselinname van een vloeistof bron van voedsel onder een rechtopstaande voeden toestand. Als alternatief kan de voedselinname kan worden bepaald voor een vlieg groep op een gekleurde voedselbron in een flesje of op een plaat. Vliegen worden normaal gedood of verdoofd na de voeding en de hoeveelheid opgenomen kleurstof wordt bepaald door spectrometrie of visuele inspectie van de gekleurde buik. Vliegen beginnen om de opgenomen voedsel scheiden pas 30 minuten na inname, dus deze aanpak is moeilijk te gebruiken voor de analyse van continue langer voeden gedragingen 12, 13.

In tegenstelling worden vliegt intact gehouden wanneer absorbeerbare kleurstofs met radioactieve tracers worden gebruikt en hun consumptie van radio-isotoop wordt gescoord in een scintillatieteller 14, 15. Absorptie van het radiolabel door de vlieg spijsverteringsstelsel maakt op lange termijn voedselopname meting mogelijk, maar kan leiden tot een onderschatting van het verbruik als gevolg van niet-geabsorbeerd en uitgescheiden tracer moleculen. Een andere benadering om de respons op voedsel in Drosophila melanogaster te meten is de proboscis extensie respons (PER), die normaal gesproken optreedt voor voedselinname 16. Deze elegante methode meet het initiële antwoord op een levensmiddel stimulus, maar niet de hoeveelheid inname nemen. Voedselinname wordt dynamisch aangepast tijdens het voeden met behulp van verschillende post-digestieve feedback signalen die van cruciaal belang voor de regulering van de voeding 17, 18 zijn. Verschillende pogingen zijn in de afgelopen jaren semi-automatiseren gegevensverzameling met PER assay 19, 20. De PER wordt gedetecteerd door een elektrisch pad of een combinatie van de elektroden en geteld via de computer. Combineren van de PER assay met radioisotoop opname gebleken dat deze assay beperkt door de lage gevoeligheid voor het detecteren van de hoeveelheid voeding 18 verschillen. De voeding assay manual (MAFE) 21, waarin een vlieg handmatig wordt gevoed met een glazen capillair, werd onlangs ontwikkeld om voedselopname te meten in één geïmmobiliseerde vlieg. De MAFE test elimineert de interferentie van foerageren en voederen initiatie en heeft een tijdsresolutie van seconden, en initiatie van PER en voedselconsumptie kunnen onafhankelijk worden gecontroleerd in de test. De wijze waarop immobilisatie van de vlieg invloed bepaalde aspecten van voedingsgedrag (bv locomotie, motivatie) moet nog worden onderzocht. Voor een uitstekende vergelijkende overzichten van de verschillende assays voor het meten van de voedselconsumptie in Drosophila melanogaster en onderzoekers vinden van de meest geschikte hulp, zie verslagen van Deshpande en Marx 13, 22.

De assay KOFFIE vermijdt enkele van de nadelen van andere die hierboven beschreven en eenvoudige bediening met betrouwbare meting van voedselinname. Hier wordt een gedetailleerde beschrijving van de CAFE-test geleverd en laten we een eenvoudige setup wijziging van verdamping te verminderen. Representatieve resultaten waaronder een twee voedselkeuze assay (korte en lange termijn) en de sucrose opname van vliegen is aangetoond. In de discussie vergelijken we onze methode beschreven met alternatieve manieren om de CAFE-test uit te voeren, en markeer mogelijke beperkingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. De CAFE Assay

OPMERKING: De test bestaat uit drie componenten: een experimentele flesje, een specifieke deksel en micro- capillairen. Een plastic doos met deksel wordt gebruikt om de voorbereide flesjes transporteren en de vochtigheid efficiënter regelen.

  1. Gebruik een Drosophila melanogaster cultuur plastic flesje (optioneel 8 cm hoog, 3,3 cm diameter) als een buis voor de test.
  2. Verzegel de flacon met een plexiglas deksel vervaardigd met een O-ring (Figuren 1A, 1B). Load vliegt door te tikken of met een blaaspijp door de centrale opening van het deksel (0,9 cm diameter), die ook zorgt voor luchtcirculatie en watervoorziening, en sluit het gat met een spons stop. Zes kleinere conische openingen (0,4 cm bovenste diameter 0,3 cm binnendiameter) rondom de centrale opening en plaats de pipetpunten van 2-20 pl volume met de capillairen zijn plaats te houden. (Zie aanvullende cijfers voor technische details van het deksel.)
    LET OP: Het gebruikvan een spons stop met openingen voor de capillairen in plaats van de op maat gemaakte deksel in onze manuscript mogelijk. Onze op maat deksel zorgt voor een veilige afhandeling van de voorbereide flesjes minimaliseren van het risico van de haarvaten te vallen.
  3. Om de vloeibare voedingsmiddelen aanwezig zijn, gebruikt 5 pi microcapillairen met 1 pl merken. Plaats de capillairen in de conische openingen in het deksel door het afsnijden van de top van een 2-20 pi pipetpunt en de tip in het gat (Figuur 1B, Rood rand). Om vliegen te voorkomen ontsnappen, plaats een ongesneden 2-20 pi pipet tip in dezelfde opening.
  4. Om veilig te behandelen meerdere voorbereide flacons, plaats ze in een plastic doos met een gerasterde inlay (Figuur 2A).

2. Voorbereiding van Vliegen

  1. Blijf vliegen op standaardvoedsel bij 25 ° C, 60% relatieve luchtvochtigheid en een 12 uur / 12 uur licht-donker cyclus.
  2. Om kweekomstandigheden controle, de invoering van 35 maagdelijke vrouwtjes eend 15 mannen voor elke experimentele groep in een plastic flesje cultuur (9,8 cm hoog, 4,8 cm diameter) met 50 ml vlieg voedsel. Laat vliegen om eieren te leggen voor de eerste 3 dagen, vervolgens over te dragen volwassen vliegt naar vers voedsel flesjes en laat ze eieren leggen voor twee dagen. Hierna herhaalt u de overdracht opnieuw. Teruggooi volwassen vliegt na 2 dagen.
  3. Aangezien voedselinname afhankelijk fly vormen, bepalen het gewicht van een groep 100 vliegen door verlamming 2 tot 3 dagen oude volwassen vliegen met een CO 2 vliegen pad en verzamelen in een 1,5 mL plastic buis en meten met een standaard laboratoriumschaal. Bepaal het natte gewicht van ten minste vier onafhankelijke fly groepen naargelang hun geslacht (tabel 1); Gebruik het gewicht te berekenen ul voedselconsumptie per mg vliegen. Met de waarde voor de hoeveelheid voedsel die een vlieg voer per experiment bepaald en pas het aantal door voedsel gevulde capillairen dienovereenkomstig ledigen van de capillairen te voorkomen door het voeren.
    1. Voor een 3 uur assay gebruik20 vliegen en twee gevulde capillairen. Voor lange termijn experiment (> 3 uur en tot 9 dagen), gebruik een groep van acht vliegen met een toevoer van vier gevulde capillairen (betrouwbare resultaten kunnen worden verkregen met minder dan acht vliegen onder de beschreven omstandigheden).
  4. Aparte vliegen in groepen (8 of 20 vliegen) na het meten gewicht onder CO 2 blootstelling. Breng de groep om een nieuwe voeding injectieflacon (bevattende 15 ml standaardvoedsel) om herstel CO 2 sedatie gedurende 48 uur voorafgaand aan het experiment mogelijk. Gebruik 4- tot 6-dagen oude vliegt voor het CAFE-test.
  5. Als niet-uitgehongerd wild-type vliegt voeden slechts marginaal 19, 21, pre-verhongeren vliegt gedurende 3 uur voeden experimenten. Geen vasten is nodig wanneer de voedselconsumptie over meerdere dagen wordt gecontroleerd. Voor het vasten, de overdracht vliegt 16 tot 20 uur voorafgaand aan de test door ze voorzichtig te tikken in een flesje met alleen een 45-mm diameter gevouwen filterpapier bevochtigd met ~ 0,5 ml DDH2 O (tweemaal gedestilleerd water), en sluit af met een aangesloten CAFE assay deksel.

3. Voorbereiding van Liquid Food

  1. Bereid een 3 M (10%, w / v) sucrose voorraadoplossing vult 102,6 g sucrose (C 12 H 22 O 11) naar 100 ml DDH 2 O. Pipetteer 3 pL, 33 pL, 333 pL, 3,3 ml en 6,6 ml van de voorraadoplossing in een 15 ml plastic buis; voeg 2 ml van voedsel kleur (rood voor: Cochenille [E124], want blauw: Indigokarmijn [E132]) en tot 10 ml te vullen met DDH 2 O. De resulterende concentraties zijn 0,001, 0,01, 0,1, 1 en 2 M sucrose .
    NB: Het eten kleurstof maakt het gemakkelijker visualiseren van de meniscus. Maar de kleurstof kan een impact hebben op de voedselinname te hebben. Om een ​​voorspanning te voorkomen door de kleurstof bereid het voedsel kleurstof of willekeurig het gebruik van kleurstoffen aan de voedselmonsters tijdens het experiment en groepen.
  2. Om te testen op alcohol voorkeur pipet 333 pi van de 3 M sucrose voorraad oplossing in een 15 ml plastic buis.Voeg 1,5 mL (2,3 ml) van 100% EtOH (ethanol) en voeg DDH 2 O tot 10 ml te resulteren in 15% (0,25 mM) en 23% (0,39 mM) werkoplossingen.
  3. Houd voorraad oplossingen bij -20 ° C en werkende oplossingen bij 4 ° C; te gebruiken binnen 1 week.
  4. Vult tot 10 capillairen tegelijk met gekleurde voedingsoplossing door capillaire kracht. Steek de einden van de capillairen in de sucrose oplossing (die de capillairen bij een 45 ° hoek met de oplossing). Stoppen als de vloeistof de top (5 ui) teken van de capillaire bereikt, en verwijder de overtollige oplossing aan de buitenkant en de binnenkant met papieren zakdoekje.

4. Montage en uitvoeren van de capillaire feeder Assay

  1. Als het vasten niet nodig is, de overdracht van de experimentele vliegen om de analyse door te tikken of door blaaspijp. Zorg ervoor dat u drie controle flesjes bevatten zonder vliegen om verdamping te kwantificeren.
  2. Haal een pipet tip (2-20 pi volume), dat is het sluiten van één van de buitenste openings, en steek eerst een gevulde glazen capillaire, bottom-end. Zet het capillair door het plaatsen van de pipet tip terug naast het capillair. Als er meerdere food oplossingen worden getest, daarom herhaal deze procedure.
  3. Plaats de capillaire eindigt in alle flesjes op hetzelfde niveau vertekening die kunnen optreden wanneer de voedselbronnen zich bevinden op verschillende hoogten te voorkomen (3-4 cm vanaf het deksel); houd dan het filterpapier te voorkomen dat de capillaire lekt door ongeluk aanraken van het filterpapier of verschillend viscositeiten voedselbronnen.
  4. Label de bovenkant van de gekleurde vloeistof met een markeerstift (mark begin). Ter controle van de verschillende capillairen kan worden geïdentificeerd, hen individueel met een kleur of code streep.
  5. Plaats meerdere voorbereid CAFE assays in een plastic doos met gerasterde inlay en de overdracht van de doos (Figuur 2A) naar een veilige positie onder laboratoriumomstandigheden of in een temperatuur-, licht- en luchtvochtigheid gecontroleerde climat kamer (parameters: 25 ° C, 60% relatieve vochtigheid, 12 uur / 12 uur licht-donker cyclus) gedurende de experimentele periode (bijvoorbeeld 3 uur of dagen).
  6. Als bodem filterpapier uitdroogt als de test wordt uitgevoerd over meerdere dagen, gelden zoet water om de 24 uur via de spons stop (100 ul) om de luchtvochtigheid constant in de test te houden. Gebruik vier afzonderlijke flacons (8 cm hoog, 3,3 cm diameter) gevuld met 30 ml DDH 2 O als luchtvochtigheid apparaten en leg ze naast het CAFE assays in de plastic doos. Gebruik een dekmantel voor de plastic doos aan vochtigheid gecontroleerde omgeving tijdens het experiment (Figuur 2A) te creëren.
    LET OP: Bredere variabiliteit optreedt onder laboratoriumomstandigheden; het is echter mogelijk om de CAFE assay bij kamertemperatuur bekleden (bijv., in een klaslokaal). Het gebruik van een bevochtiging apparaat (filter papier, al dan niet met een natte spons stop, gevuld water flesjes en dekking voor de plastic doos) wordt sterk aangemoedigd om verdamping te verminderen ( Figuur 2B).
  7. Vervang de haarvaten met vers gevuld die voor de lange termijn experimenten om de 24 uur. Noteer dode vliegen voor elke 24 uur interval en het gebruik van het aantal levende vliegen om het verbruik per fly te berekenen voor de volgende periode. Gooi de oude haarvaten na het meten van de daling van de meniscus (zie 5.1).
    LET OP: Tijdens een 3 uur experiment we nauwelijks dode vliegen te zien. Tijdens een 4 dagen studie vinden we meestal 1-3 dode vliegen.
  8. Aan het einde van de test of voor het vervangen van de capillaire, markeren de onderste meniscus van het capillair (mark end) met een marker pen, terwijl de CAFE-test is nog steeds in de rechtopstaande positie. Gooi de gegevens als merk einde is niet onder de oorspronkelijke merk (mark begin). Het deksel niet verwijderen, omdat dit de meniscus zou kunnen veranderen.
  9. Haal de haarvaten van de test en bewaar ze voor het verzamelen van gegevens. Controleer of de vloeistof in de capillair het ondereinde bereikt als niet Discard van de gegevens, als voedsel was niet toegankelijk voor het vliegen. Verzamel alle haarvaten per flacon als een groep. Plaats ongesneden pipetpunten in alle openingen te voorkomen dat vliegen ontsnappen. Demonteren setup en was de flesjes, deksels en spons sponnen in een soap bak en droog gedurende de nacht bij kamertemperatuur verder gebruik.
    OPMERKING: Vliegen kan verder worden geanalyseerd na de test. Bevestig voedselopname op het oog of onder een dissectie microscoop.
  10. Herhaalde bepalingen met dezelfde genotypes op ten minste drie dagen.

5. gegevensverzameling en analyse

  1. Meet de afstand tussen merk begin en het einde teken aan de capillair met behulp van een schuifmaat of een liniaal. Als u gegevens rechtstreeks over te dragen aan een spreadsheet, gebruik dan een USB (Universal Serial Bus) aangesloten digitale beugel (figuur 1E). Gooi de capillairen na de meting.
  2. Account voor capillaire grootte voedselopname of verdamping te berekenen. Neem bijvoorbeeld een dopIllary dat is 73 mm lang en bevat 5 pl van voedingsoplossing. Een 14,6 mm afname van de meniscus weerspiegelt de opname van 1 pi oplossing. Bepalen voedselopname met de volgende formule:
    Voedselopname (pl) = gemeten afstand (mm) / 14,6 mm
  3. Om het effect van verdamping voedselinname sluiten berekenen betekenen verdamping in de drie (minimaal) controle flesjes zonder vliegen. Trek deze gemiddelde waarde van de voor voedselconsumptie verkregen door de vliegen waarde.
  4. Gebruik de volgende formule om het totale verbruik per fly te bepalen:
    voedselconsumptie (pl) = (Food opname [ul] - door verdamping verlies [ul]) / totaal aantal vliegen in de flacon. Voor langdurige experimenten gebruikt het aantal vliegen levend voorafgaand aan de 24 uur interval.
  5. Om rekening te houden met verschillen in lichaamsgrootte, zoals tussen mannelijke en vrouwelijke vliegt, normaliseren voedselconsumptie aan het lichaamsgewicht (pl food / mg fly).
  6. Gebruik van statistische software voor data-analyse. voor normally gedistribueerde data, gebruik student T -testen de verschillen tussen twee vliegen groepen te bepalen en gebruik ANOVA (variantieanalyse) met post hoc test Tukey Cramer meer dan twee groepen. In een keuze situatie te analyseren verschillen ten opzichte van een willekeurige keuze met behulp van een niet-parametrische één steekproef sign-test.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Vliegen van de w 1118 genotype gebruikt aantonen hoe de test wordt uitgevoerd. W 1118 mutanten worden gewoonlijk gebruikt om transgene lijnen te genereren en besturen de genetische achtergrond van transgenen gemarkeerd met het witte gen. Normaal, voor gedragsexperimenten, alle transgene lijnen teruggekruist vijf generaties dezelfde w 1118 aandelen, die wordt gebruikt als een experimentele controle. We tonen verschillend...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het rapport beschrijft de CAFE-test in een stap-voor-stap mode, gericht op de technische installatie en haar succesvolle optreden in het laboratorium. Vanwege zijn eenvoud, deze test kan ook worden gebruikt als educatief schoolexperiment. De voorbeelden laten zien dat de test maakt onderzoek voedsel sensing, voorkeur en verbruik in Drosophila melanogaster over korte en langere perioden (uren tot dagen). Het CAFE-test is op grote schaal gebruikt in het veld om onderwerpen, zoals voedsel en drugsgebruik, verslavi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

We danken de voormalige en huidige leden van het Scholz lab voor hun discussies en Helga Döring voor uitstekende technische ondersteuning. We danken met name de leden van de Biocenter workshop van de Universiteit van Keulen voor hun ondersteuning en creativiteit. Het werk wordt ondersteund door SFB 1340, SysMedAlc en DAAD-Siemens.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Vials (breeding)Greiner Bio-One960177www.greinerbioone.com
Vials (CAFE assay)Greiner Bio-One217101www.greinerbioone.com
Lid-CAFE assayWorkshop––
Plastic box, low wallPlastime353www.plastime.it
Cover for the plastic boxWorkshop––
CapillariesBLAUBRAND REF 7087 07www.brand.de
Pipette tipsGreiner Bio-One771290www.greinerbioone.com
Filter paper circlesWhatman10 311 804www.sigmaaldrich.com
D(+)-SucroseAppliChem57-50-1www.applichem.com
Ethanol absoluteVWR Chemicals20,821,330www.vwr.com
Food color (red, E124)Backfun10027www.backfun.de
Food color (blue, E133)Backfun10030www.backfun.de
Soap solution (CVK 8)CVH103220www.cvh.de
Digital caliperGARANT412,616www.hoffmann-group.com
Vials (breeding)Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm 
Vials (CAFE assay)Height 8 cm, diameter 3.3 cm
Lid-CAFE assayProduced in university workshop, technical drawing supplied
Please click here to download this file.
Plastic box, low wallA plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions 
Cover for the plastic boxDimensions (37 x 29 x 18 cm)
CapillariesDIN ISO 7550 norm,  IVD-guideline 98/79 EG, ends polished
Pipette tipsPipettes for the outer circle are cut according to the lid
Filter paper circles45 mm diameter works nicely if folded for the vials used
D(+)-SucroseNot harmful
Ethanol absoluteHighly flammable liquid and vapor
Food color (red, E124)Not stated
Food color (blue, E133)Not stated
Soap solution (CVK 8)Odor neutral soap
Digital caliper
Standard fly food(for 20 L)
Agar160 g
Brewer's Yeast299.33 g
Cornmeal1,200 g
Molasses1.6 L
Propionic acid57.3 mL
Nipagin 30%160 mL

Referenties

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society. Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. PriceWaterhouse Coopers LLP. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC. , Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015).
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , Harvard Univ Press. Cambridge, MA. (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4 (6), e6063(2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), e101107(2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560(2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87(2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9 (6), e99732(2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Meting van voedselinnameconsumptie van vloeibaar voedselglazen capillairmethodevochtigheidsgecontroleerde omgevingsucrose-oplossingsassayethanolvoorkeurstestvergelijking tussen mannetjes en vrouwtjeslangetermijexperiment
De capillaire Feeder test meet voedselinname bij
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.