Methodenartikel

Ein Modell der freien Gewebetransfer: Die Ratte Epigastrische Freie Flap

20K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/55281

⸱

15. Januar 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Anatomy Department, NOVA Medical School, Universidade NOVA de Lisboa, 2Plastic and Reconstructive Surgery Department and Burn Unit, Centro Hospitalar de Lisboa Central - Hospital de São José, 3UCIBIO, Life Sciences Department, Faculty of Sciences and Technology, Universidade NOVA de Lisboa, 4CEDOC, NOVA Medical School, Universidade NOVA de Lisboa, 5Physics Department, Faculty of Sciences and Technology, LIBPhys, 6Pathology Department, Centro Hospitalar de Lisboa Central – Hospital de São José

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt die Schritte, die erforderlich sind, um einen fasziokutanen epigastrischen freien Lappen anzuheben und ihn in den Hals der Ratte zu übertragen.

Zusammenfassung

Freier Gewebetransfer wird seit den 1970er Jahren zunehmend in der klinischen Praxis eingesetzt und ermöglicht die Rekonstruktion komplexer und ansonsten unbehandelbarer Defekte, die aus Tumorexstirpationen, Traumata, Infektionen, Missbildungen oder Verbrennungen resultieren. Freie Lappen eignen sich besonders gut für die Rekonstruktion hochkomplexer anatomischer Regionen, wie z.B. des Kopfes und Halses, der Hand, des Fußes und des Perineums. Darüber hinaus hat die Grundlagen- und translationale Forschung auf dem Gebiet des freien Gewebetransfers ein großes klinisches Potenzial. Nichtsdestotrotz werden chirurgische Auszubildende und Forscher häufig davon abgehalten, mikrochirurgische Modelle des Gewebetransfers zu verwenden, da es an Informationen über die technischen Aspekte der operativen Verfahren mangelt. Das Ziel dieser Arbeit ist es, die Schritte vorzustellen, die erforderlich sind, um einen fasziokutanen epigastrischen freien Lappen auf den Hals der Ratte zu übertragen.

Dieser Lappen basiert auf der oberflächlichen epigastrischen Arterie und Vene, die aus der Oberschenkelarterie bzw. Vene entspringt und in diese abfließt. Im Durchschnitt beträgt das Kaliber der oberflächlichen Magenvene 0,6 bis 0,8 mm, im Gegensatz zu 0,3 bis 0,5 mm der oberflächlichen Oberbaucharterie. Histologisch gesehen ist der Lappen ein zusammengesetzter Gewebeblock, der Haut (Epidermis und Dermis), eine Schicht aus Fettgewebe (Panniculus adiposus), eine Schicht quergestreifter Muskeln (Panniculus carnosus) und eine Schicht aus losem Warzengewebe enthält.

Kurz gesagt, der epigastrische Lappen wird an seinen Pedikelgefäßen angehoben, die dann zur Vena jugularis externa und zur Halsschlagader auf der ventralen Oberfläche des Halses der Ratte anastomosiert werden. Nach unseren Erfahrungen garantiert dieses Modell das vollständige Überleben von ca. 70 bis 80 % der in die Halsregion übertragenen Magenlappen. Die Klappe kann bei Bedarf durch Sichtprüfung bewertet werden. Daher glauben die Autoren, dass dies ein gutes experimentelles Modell für die mikrochirurgische Forschung und Ausbildung ist.

Einleitung

Freier Gewebetransfer wurde in der klinischen Praxis zur Rekonstruktion von fehlenden Gewebe seit den 1970er Jahren zunehmend 1-5 verwendet. Dies hat Rekonstruktion komplexer erlaubt und sonst nicht behandelbaren Mängel , die aus Tumorexstirpation, Trauma, Infektionen, Fehlbildungen oder Verbrennungen 1-7. Freie Klappen dieser Art sind besonders geeignet für hochkomplexe anatomischen Regionen zu rekonstruieren, wie die des Kopfes und des Halses, der Hand, dem Fuß, und das Perineum 1,4.

Aber auch chirurgische Auszubildenden sind heute durch die Komplexität von mehreren Schritten bei der Beschaffung, Übertragung und insetting eine freie Klappe mit dem Einsatz von mikrochirurgischer Techniken und Instrumente 8,9 beteiligten häufig eingeschüchtert. Darüber hinaus ist es allgemein anerkannt , dass ein geübter Mikrochirurgen, umfangreiche experimentelle Praxis in einem Tiermodell zu werden , ist obligatorisch 4,8-13.

Darüber hinaus grundlegende und translationale Forschungim Bereich der Übertragung frei Gewebe ist von großer klinischer Potential 8,14-16. Dennoch sind die Forscher von der Verwendung mikro Modelle von Gewebetransfer aufgrund des Fehlens von Informationen in Bezug auf die technischen Aspekte in den beteiligten operativen Verfahren 4,8-14 häufig abgeschreckt. Die Ratte ist ein gutes Tiermodell für die mikro Forschung und Ausbildung, da es relativ kostengünstig ist, leicht zu halten und zugänglich zu häufige Manipulation 8,11,13,14,17,18.

Obwohl mehrere freie Knochen-, Muskel- und Hautlappen haben bei der Ratte 18-24, die freie epigastric fasziokutanen Klappe beschrieben worden ist , die am häufigsten für Unterrichtszwecke verwendet 9,12,13,18,25. Diese freie Klappe wurde zuerst 1967 von Strauch und Murray beschrieben und seit Beliebtheit immer gewonnenen zunimmt, auf mehrere Faktoren zurückzuführen, nämlich konstant Gefäßanatomie relativ einfache Dissektion beträchtliche Nährstoffgefäße und Redundanz der Haut in der Donor-Zone, which kann primäre Schließung der aus Klappe der Erhebung 4,9-11,13,17,18,25-28 resultierende Defekt.

Flap Anatomie und Histologie
Die epigastric Klappe wird durch die oberflächlichen epigastrischen Arterie und Vene (Abbildung 1) zugeführt wird . Diese Schiffe stammen aus und münden in die Femoralarterie und Vene sind. Im Schnitt ist das Kaliber der oberflächlichen Vene epigastric 0,6 bis 0,8 mm, wobei die 0,3 bis 0,5 mm der Oberflächen epigastrische Arterie (Figur 2) 17,18 kontrastiert. Die oberflächliche A. epigastrica verleiht zwei Hauptzweige: eine laterale und eine mediale Zweig, die mehrfach wiederum teilen, Kapillar-Netzwerke stammen, die den größten Teil der Haut des Oberbauchs liefern. Diese Kapillaren münden in den Zuflüssen der oberflächlichen Venen epigastric , die einen parallelen Verlauf zu den arteriellen Baum (Abbildung 2) 13,17,18 haben. Das Diagramm in Abbildung 3 wiederstellt den Bereich des ventrolateralen Bauchdecke von den oberflächlichen epigastrische Gefäße geliefert, die in der Magenklappe mobilisiert werden können. Diese Klappe kann bis zu 5 cm in der Länge und 3 cm in der Breite 13,17,18 sein.

Histologisch wird die Klappe des Integuments zusammengesetzt, die die ventrolateralen Bauchmuskulatur (Abbildung 4) 13,17,18 abdeckt. Es enthält eine Oberflächenschicht der Haut, durch die Dermis und Epidermis gebildet. Unter der Haut gibt es eine Fettschicht Panniculus adiposus genannt Gewebe. Unterhalb dieser Schicht ist es eine andere Schicht der quergestreiften Muskulatur als panniculus carnosus 18,28,29 bekannt. Unterhalb des panniculus carnosus ist es lose Bindegewebe , die auf die tiefe Faszie oberflächlich ist, die die größeren Bauchmuskeln abdeckt. Somit ist die Klappe ein Verbundblock von Geweben, die alle diese Schichten enthält, mit Ausnahme der tiefen Muskelfaszie (Abbildung 5) 13,17,18,27-31.

Protokoll

Alle Verfahren tierischen Patienten beteiligt sind, wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee und Ethikkommission an Nova University Medical School, Lissabon, Portugal (08/2012 / CEFCM) zugelassen.

1. Chirurgisches Verfahren Set-up Notizen

  1. Verwenden erwachsenen Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 250 bis 350 g.
  2. Halten Sie die Ratten mit Futter und Wasser ad libitum mit 12 Stunden Licht-Dunkel - Zyklen 7 Tage vor der Operation.
  3. Wiegen Sie die Ratte, um die Menge des Anästhetikums erforderlich zu bestimmen.
  4. Autoklav alle chirurgischen Instrumente vor der Operation.
  5. Layout alle chirurgische Versorgung und Instrumente für das Verfahren benötigt (siehe die Tabelle der Materialien).
  6. Führen Sie die Operation unter einem Operationsmikroskop mit konventionellen und mikrochirurgischen Instrumenten.
  7. Positionieren Sie den homeothermic Decke, rektale Sonde und die Wärmelampe.
  8. Legen Sie eine 20 ml sterilisierte Fläschchen mit 0,9% Salzlösung in ein Wasserbad erwärmt37 ºC.
  9. Tragen Sie sterilisierte Handschuhe alle Oberflächen der Betriebseinstellung mit einer alkoholischen Lösung zu desinfizieren. Entfernen Sie die Handschuhe.
  10. Legen Sie ein Peeling Kappe und Maske.
  11. Desinfizieren der Hände mit Wasser und Seife und tragen ein weiteres Paar sterilisierte Handschuhe.
  12. Tragen Sie einen sterilen OP-Kittel.

2. Anästhesie und Hautvorbereitung

HINWEIS: Haben Sie einen Assistenten Hilfe bei den folgenden vier Schritten, als sterilen Kittel und Handschuhe getragen werden.

  1. Anästhesieren die Ratte mit einer Mischung aus Ketamin und Diazepam intraperitoneal gegeben. Die Dosis beträgt 5 mg / kg Ketamin und 0,25 mg / kg Diazepam. Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Zehe Prise und durch Einhaltung der Atmungsrate während des gesamten Verfahrens 8,14,15,32.
  2. Anwenden eines ophthalmischen Gels über die vordere Fläche der Augen Hornhautabschürfung zu vermeiden.
  3. Entfernen Sie die Haare über der ventralen Oberfläche des Bauches mit einer Enthaarungscreme. Nach der Haar removal, entfernen Sie die Enthaarungscreme mit warmem Salzlösung.
  4. Sprühen Sie eine erhebliche Menge an alkoholischen Lösung über der Operationsstelle. Lassen Sie das Produkt auf der Operationsstelle und nicht wischen Sie es ab. Warten Sie mindestens 15 Sekunden. Wiederholen Sie die Anwendung 3 mal. Lassen Sie eine Kontaktzeit von mindestens 2 Minuten vor der Operation fortfahren. Andere Forschungseinheiten verwenden, um andere Protokolle Operationsstelle Infektion zu verhindern.
  5. Das Tragen von sterilisierten Handschuhe, Platz 2 OP-Abdeckungen auf beiden Seiten der Ratte.

3. Donorort Chirurgisches Verfahren

  1. Setzen die Grenzen eines epigastric Klappe etwa im Bereich von 5 cm Länge und 3 cm Breite.
    1. Mit Hilfe eines chirurgischen Hautmarker, ziehen Sie eine Linie von der Xiphoidbasis des Brustbeins an der Schambeinfuge, um die Mittellinie über der ventralen Oberfläche des Bauches der Ratte zu markieren.
    2. Auf der linken Seite der Ratte, ein chirurgisches Haut Marker, zwei senkrechten Linien auf der ersten Linie zu zeichnen: one Kreuzung auf den Brustkorb sofort Schwanz- und eine weitere, parallel zu diesen und nur kranial der Leistenfalte (3 und 6).
    3. Markieren Sie den seitlichen Schnitt mit einem chirurgischen Hautmarker mit einer Linie parallel zu der Mittellinie und etwa 3 cm Abstand von ihm.
  2. Flap Ernte
    1. Inzision der Haut mit einer Nummer 15 Skalpellklinge , bis die panniculus carnosus Schicht zu erreichen.
    2. Tiefer in die panniculus carnosus Ebene, machen den Schnitt mit einem Elektrokauter , bis die Muskelfaszie erreicht.
    3. Heben Sie die Klappe von medial nach lateral und von kranial nach kaudal, Freilegung der Stiel der Klappe.
    4. Sorgfältig abzubinden und teilen sich die Perforieren Gefäße kommen aus dem tiefen Muskelschicht nach oben und geht in die Tiefe Oberfläche der Klappe.
    5. Legen Sie einen Aufroller im kaudalen Aspekt der Klappe und sezieren der Stiel der Klappe vorsichtig durch sanft neckendie lose umgebende Gewebe (Abbildung 7) entfernt.
    6. Ligat und teilen Sie die seitlichen Oberschenkel circumflex Arterie und Vene für die Ligatur 9/0 Nylon verwenden.
    7. Isolieren Sie die Arteria und Vena femoralis. Wenn vorhanden, abzubinden (mit 9/0 Nylon) und teilen Zweige dieser Schiffe zu benachbarten Muskeln.
    8. Erstens verwenden eine Doppelgefäßklemme des proximalen Aspektes der Oberschenkelvene festzuklemmen. Anschließend klemmen seinem distalen Aspekt. Dann klemmen den distalen Aspekt der Femoralarterie und schließlich seinem proximalen Aspekt.
    9. Spannen Sie den distalen Aspekt der Femoralarterie und schließlich seinem proximalen Aspekt.
    10. Legen Sie eine einzelne Gefäßklemme in der V. epigastrica superficialis und eine weitere in der oberflächlichen epigastrischen Arterie. ein Paar gerader Mikrochirurgie Schere Verwenden Sie die oberflächlichen epigastrischen Arterie und Vene an ihrem Ursprung und die Beendigung bzw. zu schneiden.
    11. Reichlicher bewässern das Lumen dieser Gefäße mit heparinisierter normaler Kochsalzlösung 10 IU / ml, Bis kein Blut oder Schmutz im Inneren der Schiffe Lumen 33 gesehen.
    12. eine Manschette von adventitia nahe an den Gefäßabschnitt Websites ziehen und trimmen.
    13. Übertragen Sie die epigastric Klappe an den Hals mit Addison-Zange (Abbildung 8).
    14. Schließen Sie die Entnahmestelle mit subkutikuläre unterbrochen 5/0 resorbierbaren Stichen.
    15. Schließen Sie die Haut mit unterbrochenen 5/0 Nylon Stichen.

4. Empfängerstelle Surgical Procedure

  1. Die Exposition von Empfängerstelle Vessels
    1. Mit Hilfe eines chirurgischen Hautmarker, ziehen Sie eine Linie über dem medialen Rand des linken sternocleidomastoid (SCM) Muskel.
    2. Mit Hilfe eines chirurgischen Hautmarker, zeichnen eine andere Linie unmittelbar Schädel- und nach links Schlüsselbein parallel. Diese beiden Linien müssen am linken Sternoklavikulargelenk konvergieren.
    3. Inzision der Haut eine Reihe 15 Skalpellklinge verwendet wird.
    4. Verwenden Sie einen elektrischen Kauter durch die subcutaneou zu schneidens Gewebe.
    5. Verwenden Sie ein Paar Schere sezieren die externe Halsvene lateral des SCM Muskel skeletonize.
    6. Isolieren und abzubinden die Zuflüsse der externe Hals in diesem (Abbildung 9).
    7. Ligieren die externe Halsvene knapp unterhalb des Unterkiefers mit einer 9/0 Nylon Naht.
    8. Legen Sie eine einzelne venöse Klemme unterhalb der letzteren Ligatur und schneiden Sie die externe Halsvene ein Paar gerader Mikrochirurgie Schere.
    9. Waschen Sie das Lumen der Vene mit heparinisierter normaler Kochsalzlösung in einer Konzentration von 10 IU / ml.
    10. Isolieren Sie die medialen Rand des SCM Muskel und einfahren diesen Muskel seitlich, so dass die Arteria carotis auszusetzen und den Vagusnerv (Abbildung 10).
    11. Machen Sie einen Querschnitt im mittleren Drittel des SCM Muskel des elektrischen Kauter verwendet wird.
    12. Legen Sie eine Aufroller zwischen der tiefen Oberfläche des SCM Muskel und die Halsmuskulatur.
    13. Necken den Vagusnerv aus der Carotis entferntArterie, kümmert sich nicht um diese Strukturen zu beschädigen.
  2. Gefäßanastomosen
    1. Positionieren Sie eine doppelte Arterienklemme in der Arteria carotis.
    2. Legen Sie eine 9/0 Nylon Stich im lateralen Bereich der Arteria carotis, und verwenden Sie diese Masche diesen Teil der Gefäßwand zu ziehen.
    3. Verwenden Sie ein Paar gerade Mikrochirurgie Schere eine Öffnung in diesem Bereich der Gefäßwand zu erzeugen.
    4. Mit unterbrochenen 10/0 Nylonnähten eine termino-lateralen Anastomose zwischen der oberflächlichen epigastrischen Arterie der Klappe und der Arteria carotis auf der Ebene der neu geschaffenen Carotis Öffnung perform.
    5. Nähern Sie sich dem proximalen Stumpf des externen Halsvene und die V. epigastrica superficialis und inspizieren das Kaliber dieser beiden Adern.
      1. Wenn die Diskrepanz in der Größe leicht bis moderat ist, erweitern das Lumen des abgeschnittenen Ende der V. epigastrica superficialis mit Dilatation Pinzette.
      2. Wenn das Kaliber Unterschied sehr pronounced, zusätzlich zu einer Pinzette Dilatation Abschrägung des Endes des oberflächlichen Venen epigastric in einem 30-45 ° -Winkel.
      3. Führen Sie die Venen Anastomose unter Verwendung unterbrochen 11/0 Nylon Nähte.
    6. Entfernen Sie die einzelnen platziert Klammern auf die Schiffe der Klappe.
    7. Entfernen Sie die Doppelklemme in die Oberschenkelvene positioniert.
    8. Entfernen Sie die Doppelklemme platziert in der Femoralarterie.
  3. Beurteilen Sie die Durchgängigkeit und Kompetenz von Anastomosen
    1. Überprüfen Sie, ob die Arterie und Vene Klappe vollständig erweitert sind und keine signifikante Blutung wird nach 3 min zum Entfernen der Gefäßklemmen (Abbildung 11) beobachtet.
      1. Wenn es während dieser Zeit Blutungen stellen eine feuchte Salz Gaze über der Anastomose und sanften Druck ausüben.
      2. Wenn von Anastomosen Blutungen nach 3 min nicht zu stoppen, fügen Sie zusätzliche 11/0 Nylon Nähten, nach Gefäßklemme Platzierung je nach Bedarf.
    2. Warten Sie 10 min mit dem an die Halsgefäße verbunden Klappe und wickelte durch eine Gaze in warmen Kochsalzlösung befeuchtet.
    3. Beurteilen Sie Klappe der Perfusion und Halswunde Hämostase. Überprüfen Sie die Anastomosen auf Anzeichen von Blutungen, Thrombosen oder übermäßige Traktion.
    4. Sichern Sie die Klappe in der Empfängerstelle beginnend mit 5/0 subkutikuläre Nähten.
    5. Schließen Sie die Haut mit 5/0 Nylon Nähten (Abbildung 12).

5. postoperative Pflege

  1. Lassen Sie die Ratte in seinem individuellen Käfig in der rechten Seitenlage zu erholen. Halten Sie den Käfig warm, indem eine elektrische Heizkissen auf niedrig unterhalb gesetzt platzieren. Legen Sie ein leichtes Tuch zwischen dem Käfig und dem elektrischen Heizkissen zu Hyperthermie zu vermeiden.
  2. Sehen Sie sich das Tier drehen sie kontinuierlich an den gegenüberliegenden seitlichen Dekubitus alle 5 min, bis er wieder auf und Brustlage es ist in der Lage ambulate.
  3. Haus die individuell Ratten bis zu entfernen ter chirurgische Heftungen zwei Wochen nach dem chirurgischen Eingriff.
  4. Geben Sie ein entzündungshemmendes Medikament 1 mg / kg subkutan einmal täglich für die 3 Tage nach der Operation zur postoperativen Analgesie.

6. Flap Beurteilung

  1. Präsentieren Sie ein Leckerchen über den Kopf der Ratte und zu beurteilen, Klappe die Lebensfähigkeit durch visuelle Inspektion.
  2. Wenn die Exposition nicht ausreicht, den vorherigen Schritt mit, einen Assistenten sanfte Berührung über die interskapulären Region der Ratte Anwendung, während die Klappe zu untersuchen.
  3. Verwenden Sie digitale Fotografie und ImageJ Software , um quantitativ die Bereiche Wunddehiszenz, Klappe Epidermolysis, Hyperämie, Überlastung und / oder Nekrose zu bewerten, wie es im Detail von Trujillo et al erläutert. 15.

Ergebnisse

Nach den Erfahrungen der Autoren von mehr als zehn Jahren die epigastric freien Lappen als ein Modell der freien Gewebetransfer sowohl im Rahmen von Mikro Kurse und für Forschungszwecke verwendet, hängt die Rate der Klappe Überleben etwas von der Geschicklichkeit und Erfahrung des Chirurgen . Allgemein gesagt, wenn die oben beschriebenen technischen Aspekte berücksichtigt werden, ist eine nahezu vollständige Überlebensrate (<10% der Lappennekrose) von etwa 70% der Klappen ist nicht zu erwarten. Rund 10% der Klappen präsentieren partielle Nekrose (10 bis 50%). Etwa 20% der Klappen leiden vollständige Nekrose. Eine 80% nahezu vollständige Überlebensrate wurde durch den ersten Autor (DC) (Abbildung 13) durchgeführt , in den letzten 20 Verfahren erhalten.

Während der ersten zwei Tage nach der Operation ist die freie epigastric Klappe oft ödematös und stellt ein gewisses Maß an venösen Stauung. Diese in der Regel Both abklingen nach und nach zwischen 3 und 5 Tage nach der Operation. Typischerweise wird während der ersten Woche, entfernt der Ratte meisten externen Stiche und einen Teil der subkutikuläre Nähte oft in verstreuten Bereichen der leichten Wunddehiszenz ergeb (Abbildung 14). Nach Tag 10 beginnt das Haar langsam auf die Klappe Oberfläche zu wachsen. Am Ende des ersten Monats nach der Operation wird die Klappe in der Regel mit etwas kürzeren Haaren als die benachbarte Haut bedeckt. Zwei Monate nach der Operation, die Anwesenheit der Klappe wird durch eine leichte Beule angekündigt, und durch eine relativ unauffällige Narbe um die Klappe Margen (Abbildung 14). Auto Kannibalismus der Klappe ist eine seltene Entdeckung, dass in der Erfahrung der Autoren, fast ausschließlich in den Fällen der gesamten Lappennekrose auftritt.

figure-results-1
Abbildung 1: Gefäßanatomie des epigastric frei flaSeite
Diese Fotografie zeigt die linke epigastric Bereich einer Ratte zuvor mit einem roten Latex-Lösung in das Arteriensystem und mit einem blauen Latexlösung in das venöse System injiziert. Es ist möglich, zu beobachten, dass der Magengegend eine axiale Blutversorgung von der oberflächlichen epigastrischen Arterie und Vene erhält. Diese Schiffe stammen aus und münden in die Femoralarterie und Vene sind. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-2
Abbildung 2: Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme eines Korrosions Besetzung der oberflächlichen epigastrischen Gefäße die mikroskopische Gefäßdurchblutung der Magen freie Klappe zeigt.
Diese rasterelektronenmikroskopische Aufnahme eines Korrosions Abguss des superfizielle epigastrischen Gefäße der Ratte zeigt, dass die Vene, dass die Arterie ein größeres Kaliber hat. Im Schnitt ist das Kaliber der oberflächlichen Vene epigastric 0,6 bis 0,8 mm, verglichen mit den 0,3 bis 0,5 mm der Oberflächen epigastrische Arterie. Dieses Bild zeigt auch, dass die oberflächlichen epigastrischen Arterie zwei Hauptzweige entsteht: eine laterale und eine mediale Zweig, die mehrfach wiederum teilen, Kapillar-Netzwerke stammen, die den größten Teil der Magengegend liefern. Diese Kapillaren münden in den Zuflüssen der V. epigastrica superficialis, die einen parallelen Verlauf zu den arteriellen Baum haben. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-3
Abbildung 3: Potentialbereich einer linken epigastric freien Lappen in der Ratte.
Dieses Diagramm VertreSENTS den Bereich der Bauchdecke durch die oberflächlichen epigastrischen Gefäße geliefert, und das kann in der Magenklappe mobilisiert werden. Diese Klappe kann bis zu 5 cm lang und 3 cm breit sein. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-4
Abbildung 4: Fotographie eines Hematoxilin-Eosin Abschnitt der epigastric Klappe.
Dieser Hematoxilin-Eosin Abschnitt des Oberbauchs zeigt, dass die epigastric Klappe des integument dieser Region zusammengesetzt ist, die die Bauchmuskulatur abdeckt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-5
Abbildung 5: Die histologische Zusammensetzung der Magenklappe.
Das Foto auf der linken Seite stellt einen Hematoxilin-Eosin Schnitt einer epigastric Klappe, während das Foto auf der rechten Seite von einem Masson Trichrom Abschnitt dieser Klappe erhalten. Diese beiden Bilder zeigen, dass die epigastric Klappe der Ratte ein Verbundblock von Geweben ist. Es enthält eine Oberflächenschicht der Haut, durch die Dermis und Epidermis gebildet. Unter der Haut gibt es eine Fettschicht Panniculus adiposus genannt Gewebe. Unterhalb dieser Schicht ist es Schicht der quergestreiften Muskulatur als panniculus carnosus bekannt. Unterhalb des panniculus carnosus gibt es eine tiefe Faszie, die größer und tiefer Bauchmuskeln abdeckt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-6
Abbildung 6. Die präoperative Hautmarkierungen auf der Bauchseite der Ratte vor der Operation.
Dieses Foto zeigt die Hautmarkierungen für die Einschnitte verwendet, um die linke epigastric Klappe zu heben und anschließend im ventralen Aspekt der linken Halsbereich dieser Klappe zu Einsatz.

figure-results-7
Abbildung 7. Chirurgische Anatomie des Nährstoffs Gefäße des epigastric Klappe unter dem Operationsmikroskop (10 - facher Vergrößerung).
Dieses Foto zeigt die oberflächlichen epigastrischen Arterie und Vene aus dem Ursprungs und Ablassen in die Femoralarterie und Vene sind. Die laterale Oberschenkelkranzarterie entsteht in der Regel aus dem kaudalen Aspekt der oberflächlichen epiMagen-Arterie. Die seitliche Oberschenkel circumflex Vene hat einen ähnlichen Weg und in der Regel endet in der V. epigastrica superficialis. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-8
Abbildung 8. Die epigastric Klappe ex vivo gestielten auf seine Nährstoffgefäße (die oberflächliche epigastric Arterie und Vene - A, V, beziehungsweise). Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-9
Abbildung 9. Betriebs Blick auf dieSezieren des Empfängers vein, dh die äußere Jugularvene, auf der linken Seite des Halses (6-fache Vergrößerung).
Es ist möglich, die subkutane Verlauf der Vena jugularis externa lateral des Kopfnickers zu beobachten. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-10
Abbildung 10. Betriebsansicht der Präparation der Spender Arterie, dh der A. carotis communis, auf der linken Seite des Halses (10 - fache Vergrößerung).
Die Arterie und begleitenden Vagusnerv ausgesetzt sind, nach dem sternocleidomastoid Einziehen und die infrahyoidalen Muskeln, wie dargestellt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version t anzuzeigenseine Figur.

figure-results-11
Abbildung 11. Fotografie des Gefäßanastomosen zwischen den Gefäßen der Klappe und den Empfängergefäße im Hals, wie sie unter dem Operationsmikroskop (10 - fache Vergrößerung) gesehen.
Dieses Foto zeigt die termino-lateralen Anastomose zwischen der A. carotis communis und den oberflächlichen epigastrischen Arterien. Es ist auch möglich, die termino-terminalen Anastomose zwischen dem oberflächlichen epigastric und die Vena jugularis externa beobachtet. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-12
Abbildung 12. Fotografie des ventralen Aspekt der Ratte unmit bar nach der Operation.
Beachten Sie, dass die Spenderzone in erster Linie leicht geschlossen ist. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

figure-results-13
Abbildung 13. Epigastrische freien Lappen Überleben in 20 aufeinander folgenden Ratten operiert durch den ersten Autor (DC).
Fünf Ratten (20%) präsentiert komplette Lappennekrose (Fälle 1, 4, 8, 13 und 15, durch die roten Punkte dargestellt). Bereiche Lappennekrose wurden mit Hilfe der freien Software ImageJ bestimmt, wie es im Detail von Trujillo et al erläutert. 15. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

14 "src =" / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg "/>
Abbildung 14. Die Fotos des epigastric auf der ventralen Seite des Halses 4, 14 und 60 Tage nach der Operation platziert Klappe.
Vier Tage nach der Operation gibt es typischerweise einige Wunddehiszenz, da die Ratte die Fäden entfernt. Allerdings bleibt die Klappe in der Regel an Ort und Stelle. Es ist möglich, die Klappe täglich durch einfache Sichtprüfung zu untersuchen. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Diskussion

Der wichtigste Aspekt, um ein konsistentes Überleben der Lappen zu erreichen, ist die Liebe zum Detail in den verschiedenen Schritten der mikrochirurgischen Technik. Um z.B. eine gute Visualisierung der Gefäße, der chirurgischen Instrumente und der feinen Nahtlinien zu erhalten, ist es sehr hilfreich, unter den Gefäßen einen sterilisierten farbigen Kunststoffhintergrund zu platzieren. Wie viele Forscher bevorzugen wir es, sterilisierte Fragmente von gelben oder grünen Ballons zu verwenden (Abbildungen 7 und 11). Dieser Hintergrund bietet den zusätzlichen Vorteil, dass das Anhaften von Nahtlinien an den angrenzenden Strukturen minimiert wird, was manchmal dazu führt, dass die Nahtlinie mit zu viel Spannung gezogen werden muss, was wiederum zu einem Gefäßriss führen kann. Schließlich hat die Verwendung eines Hintergrunds den zusätzlichen Vorteil, dass die Wahrscheinlichkeit verringert wird, dass potenzielle thrombogene Gewebetrümmer versehentlich zur Anastomosenstelle gezogen werden.

In Anbetracht der Tatsache, dass die Gefäße des Lappens sehr fein und zerbrechlich sind, ist es wichtig, nicht die gesamte Breite der Gefäße einzuklemmen, um eine Intimalläsion zu vermeiden, die wiederum zu intravaskulären Thrombosen und Lappenversagen führt. Um eine versehentliche Verletzung sowohl der Gefäße der Klappe als auch der Gefäße der Empfängerstelle zu verhindern, ist es sicherer, benachbarte Zuflüsse großzügig zu ligieren und zu teilen, was eine einfachere Manipulation dieser Gefäße ermöglicht.

Vor Beginn der Anastomosen ist es wichtig, die Gefäße in ihre endgültige Position zu bringen, um ein Knicken der Gefäße oder eine Torsion des Stiels des Lappens zu verhindern. Angesichts des kleinen Kalibers und der feinen Konsistenz der Gefäße sind diese oft schwer eindeutig auszuschließen. Ein hilfreicher Trick besteht darin, den Lappen in seiner endgültigen Position mit 3 Stichen zu sichern, die von der Stelle der Anastomosen entfernt platziert werden. Öffnen Sie anschließend im Zweifelsfall vorübergehend die Gefäßklemmen, die am Stiel des Lappens platziert sind, und füllen Sie das Lumen der Gefäße mit heparinisierter normaler Kochsalzlösung in einer Konzentration von 10 IE/ml, bis sie angeschwollen sind. Dies führt dazu, dass die Gefäße die Konfiguration annehmen, die sie nach der Blutdurchblutung aufweisen, wie wenn die Klammern nach Abschluss der Anastomosen entfernt werden.

Darüber hinaus ist es von größter Bedeutung, während des gesamten Eingriffs und insbesondere vor dem Binden der letzten Fäden Luftblasen im Inneren der Gefäße zu erkennen, auch wenn sie klein sind. Sind diese Bläschen vom Gefäßabschnitt entfernt, können die Gefäße mit einer mikrochirurgischen Pinzette schonend gemolken werden. Befinden sie sich in der Nähe der Anastomosenstellen, führt eine einfache Spülung dazu, dass die weniger dichten Bläschen leicht aus dem Gefäßlumen ausgestoßen werden. Die Nichtbeachtung des Vorhandenseins von Luftblasen kann zu irreversibler Lappenischämie und Nekrose führen, zweifellos aufgrund des feinen Kalibers der Lappengefäße.

Darüber hinaus kann die Notwendigkeit einer sorgfältigen Sorgfalt beim Ziehen und Binden der Stiche nicht genug betont werden, um: die drei Schichten der Gefäße (Intima, Media und Adventitia) einzubeziehen; eine gute Gefäßeversion zu erreichen, um einen angemessenen intimen Kontakt zu gewährleisten, der für die Versiegelung der Anastomose und das Nachwachsen des Endothels von entscheidender Bedeutung ist; Vermeiden Sie losen Gefäßkontakt, der zu Anastomoseninkompetenz, d.h. Blutungen, führt; und vermeiden Sie es, zu viel Gefäßgewebe zu greifen, was zu einer Anastomosenstenose und Thromboseneigung führt, was wiederum zu einer venösen Stauung oder einer schlechten Lappenperfusion führt, wenn die Vene bzw. die Arterie betroffen ist.

Schließlich ist es wichtig, während des gesamten Eingriffs eine perfekte Blutstillung zu gewährleisten, insbesondere wenn der Lappen in seiner tiefen Oberfläche angehoben wird. Andernfalls ist es wahrscheinlich, dass es zur Bildung von Hämatomen und zum Tod von Ratten kommt.

Modifikationen und Fehlerbehebung der Technik

Die Autoren beobachteten, dass ein Querschnitt im mittleren Teil des SCM mit einem elektrischen Kauter nicht nur eine bessere Freilegung der Halsschlagader ermöglicht, sondern auch das Risiko einer übermäßigen Spannung über die zukünftige arterielle Anastomose minimiert.

Ein weiterer wichtiger technischer Tipp ist, die Anastomose von der Rückwand der Gefäße aus zu beginnen, um das Risiko zu minimieren, dass sich diese Wand beim Platzieren der Fäden in der leichter freiliegenden Vorderwand unfreiwillig verfängt. Wird die Rückwand mit der vorderen Seite der Anastomose vernäht, kommt es fast immer zu einer mangelnden Gefäßdurchgängigkeit, entweder sofort aus mechanischen Gründen oder bereits nach wenigen Stunden als Folge einer Thrombose8.

Wenn die Anastomosen der epigastrischen Gefäße der Ratte aufgrund des kleinen Kalibers dieser Gefäße als technisch zu anspruchsvoll angesehen werden, können die Femurgefäße distal zum Ursprung der epigastrischen Gefäße ligatisiert und als Gefäßstiel des epigastrischen Lappens verwendet werden. Auf diese Weise werden größere Gefäße verwendet (die Oberschenkelarterie hat ein Kaliber von 1,0 bis 1,2 mm, die Oberschenkelvene ein Kaliber von 1,2 bis 1,5 mm). Darüber hinaus kann durch Präparieren und Liligieren der anderen Zuflüsse der Femurgefäße eine Gefäßstiellänge von über 2 cm erreicht werden, was das Einstechen des Lappens erleichtert18,34,35.

Reproduzierbarkeit

Unsere Erfahrung von mehr als zehn Jahren mit der Verwendung dieses Lappens für Lehr- und Forschungszwecke deutet stark darauf hin, dass der epigastrische Rattenlappen ein reproduzierbares Modell für den freien Gewebetransfer ist11,13,17,18,26. Es kann leicht in mikrochirurgische Kurse integriert werden, da es ein gutes Lehr- und Trainingsmodell für Mikrochirurgie-Auszubildende11,13,17,18,26 ist. Unserer Erfahrung nach kann der freie epigastrische Lappen nach einiger Schulung mit minimaler bis keiner anschließenden Nekrose in 70 bis 80% der Fälle erfolgreich in den Hals der Ratte übertragen werden, obwohl dies zu Beginn eine technische Herausforderung darstellt. Diese Ergebnisse stimmen mit denen überein, die allgemein in der Literatur berichtet werden13,18,36.

Bedeutung im Hinblick auf bestehende Methoden

Zahlreiche freie Lappen wurden bei der Ratte10,16,18,37-39 beschrieben. Die am häufigsten für Lehr- und Forschungszwecke verwendeten Lappen des transversalen Rectus abdominis myokutan, der Lappen des Latissimus dorsi und des Serratus anterior , das Modell der Replantation der hinteren Gliedmaßen und der Lappen des epigastrischen (Leisten)18,35. Diese Lappen wurden aufgrund ihrer einheitlichen Anatomie und ihres großen Gefäßstiels bevorzugt. Der epigastrische Lappen ist wohl derjenige, der mit einer geringeren Morbidität an der Spenderstelle verbunden ist, da er oberhalb der Muskelfasziepräpariert wurde 18. Darüber hinaus war der 1967 beschriebene epigastrische Lappen der erste Lappen, der bei Ratten beschrieben wurde34,35. Dies geschah nur 4 Jahre nach der ersten Beschreibung eines experimentellen Lappens bei einem Tier durch Goldwyn. Interessanterweise handelte es sich bei diesem Lappen um einen Leistenlappen bei Hund34.

Grenzen der Technik

Die beiden Haupteinschränkungen dieses Modells sind die Notwendigkeit mikrochirurgischer Fähigkeiten für die Durchführung der Operation und das Vorhandensein einer signifikanten Nekrose in 20 bis 25% der Fälle, so verschiedene Autoren13,18,36. Eine weitere potentielle Einschränkung des hier vorgestellten Modells ist der Auto-Kannibalismus der Klappe. Wie die Autoren oben beschrieben, handelt es sich jedoch um einen seltenen Befund, der fast nur bei einer totalen Lappennekrose auftritt.

Zukünftige Anwendungen der Technik

Der epigastrische freie Lappen der Ratte kann in experimentellen Studien zur Gewebeperfusion, Gewebereparatur und chirurgischen Wundinfektion verwendet werden40,41. Seine Nährgefäße eignen sich besonders für die intravaskuläre Injektion von Lösungen, die Substanzen von Interesse enthalten, nämlich Arzneimittel, virale Vektoren oder Liposomen, die meist eine lokale oder regionale Wirkung hervorrufen30,31. Darüber hinaus können unter der Klappe auch Krankheitserreger, Fremdkörper, radioaktive Samen oder Chemikalien platziert werden, die verschiedene Krankheitsprozesse und mögliche Behandlungen nachahmen30,31.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Einer der Autoren (Diogo Casal) erhielt einen Zuschuss aus dem Programm für Advanced Medical Education, das von der Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal gesponsert wird.

Die Autoren möchten die technische Hilfe von Herrn Alberto Severino in die Dreharbeiten und Bearbeitung der Videos zu danken. Die Autoren sind auch dankbar, dass Herr Octávio Chaveiro, Herr Marco Costa und Herrn Carlos Lopes für ihre Hilfe bei der Vorbereitung der Tierproben in diesem Papier.

Schließlich möchten die Autoren Frau Gracinda Menezes für ihre Hilfe in allen logistischen Aspekte im Zusammenhang mit Tier Erwerb und die Wartung zu danken.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Skin Skribe Chirurgischer HautmarkerMoore Medical31456https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/
& PG=CTL&CS=
HOM& FN=ProduktDetail&
PID=1740& spx=1
Mikro-RetraktorFine Science ToolsRS-6540http://www.finescience.de
Graeffe Pinzette 0,8 mm Spitzen gebogenFine Science Tools11052-10http://www.finescience.de
Acland KlemmenFine Science Tools00398 Vhttp://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
KlemmapplikatorFine Science ToolsCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Hochtemperatur-KauterFine Science ToolsAA03http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Mikrogefäßdilatatoren 11 cm 0,3 mm Spitzen 00124Fine Science ToolsD-5a.2http://www.merciansurgical.com
Mikrojuweliere Pinzette 11cm gewinkelt 00109Fine Science ToolsJFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Pinzette 11 cm gerade 00108Fine Science ToolsJF-5http://www.merciansurgical.com
Acland Einzelklemmen B-1V (Paar)Fine Science Tools396  http://www.merciansurgical.com
Mikroschere Runde Griffe 15 cm GeradeFeinwerkzeuge67  http://www.merciansurgical.com
Irisschere 11,5 cm Kurven EASY-CUTFeinwerkzeugeEA7613-11  http://www.merciansurgical.com
Mayo Schere 14 cm Gerade abgeschrägte Klingen EASY-CUTFine Science ToolsEA7652-14  http://www.merciansurgical.com
Derf Nadelhalter 12 cm TCFine Science Tools703DE12  http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-0B.Braun15423BRhttp://www.mcfarlanemedical.com.au/
15423BR/
Suture-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Ethilon 5-0EthiconW1618http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/
Dafilon 10-0B.BraunG1118099http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Veet Sensitive Skin Haarentfernungscreme Aloe Vera und Vitamin E 100 mlVeethttp://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/
Instrapac - Adson Zahnzange (extra fein)Fine Science Tools7973http://www.millermedicalsupplies.com
Castroviejo Nadel HalterFine Science Tools12565-14http://s-and-t.ne
Gerade MückenzangeFine Science Tools91308-12http://www.finescience.de
Cutasept F HautdesinfektionsmittelBode Chemiehttp://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Lacri-lube Augensalbe 5gExpress ChemistLAC101Fhttp://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Normale Kochsalzlösung für die BewässerungHospira, Inc.0409-6138-22http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Heparin-Natrium-Lösung (5.000 I.E./ml)B.Braunhttp://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982
Meloxicam MetacamBoehringer Ingelheimhttp://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html
Wärmelampe HL-1Harvard Gerät727562https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/
haisku3_10001_11051_39108_-1_
HAI_ProductDetail_N_
37610_37611_37613
Homöothermisches Deckensystem mit flexibler SondeHarvard-Gerät507220Fhttps://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/
haisku3_10001_11051_39108_-1_
HAI_ProductDetail_N_
37610_ 37611_37613
Sterilisator für trockene HitzeQuirumed2432http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
OP-AbdeckungenBarrier800430http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Biogel OP-HandschuheMedex Supply30465https://www.medexsupply.com
OperationsmikroskopLeica Surgical Microsystems10445319http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/

Referenzen

  1. Morain, W. D. Plastic Surgery. Mathes, S. J. 1, Saunders. 27-34 (2006).
  2. Christoforou, D., Alaia, M., Craig-Scott, S. Microsurgical management of acute traumatic injuries of the hand and fingers. Bull Hosp Jt Dis. 71 (1), 6-16 (2013).
  3. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. A History of Plastic Surgery. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. , Springer. 3 79-119 (2007).
  4. Tamai, S. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 3-24 (2003).
  5. Bettencourt-Pires, M. A., et al. Anatomy and grafts - From Ancient Myths, to Modern Reality. Arch Anat. 2 (1), 88-107 (2014).
  6. Casal, D., Gomez, M. M., Antunes, P., Candeias, H., Almeida, M. A. Defying standard criteria for digital replantation: A case series. Int J Surg Case Rep. 4 (7), 597-602 (2013).
  7. Gomez, M. M., Casal, D. Reconstruction of large defect of foot with extensive bone loss exclusively using a latissimus dorsi muscle free flap: a potential new indication for this flap. J Foot Ankle Surg. 51 (2), 215-217 (2012).
  8. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. J Vis Exp. (89), (2014).
  9. Pichierri, A., et al. How to set up a microsurgical laboratory on small animal models: organization, techniques, and impact on residency training. Neurosurg Rev. 32 (1), 101-110 (2009).
  10. Klein, I., Steger, U., Timmermann, W., Thiede, A., Gassel, H. J. Microsurgical training course for clinicians and scientists at a German University hospital: a 10-year experience. Microsurgery. 23 (5), 461-465 (2003).
  11. Fukui, A. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 35-43 (2004).
  12. Ad-El, D. D., Harper, A., Hoffman, L. A. Digital replantation teaching model in rats. Microsurgery. 20 (1), 42-44 (2000).
  13. Ruby, L. K., Greene, M., Risitano, G., Torrejon, R., Belsky, M. R. Experience with epigastric free flap transfer in the rat: technique and results. Microsurgery. 5 (2), 102-104 (1984).
  14. Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury. J Vis Exp. (76), (2013).
  15. Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), (2015).
  16. Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Springer - Verlag. Ch. 1-7 3-67 (2015).
  17. Petry, J. J., Wortham, K. A. The anatomy of the epigastric flap in the experimental rat. Plast Reconstr Surg. 74 (3), 410-413 (1984).
  18. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. 6, Springer-Verlag. Ch. 6 111-114 (2004).
  19. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  20. Tonken, H. P., et al. Microvascular transplant of the gastrocnemius muscle in rats. Microsurgery. 14 (2), 120-124 (1993).
  21. Miyamoto, S., et al. Free pectoral skin flap in the rat based on the long thoracic vessels: a new flap model for experimental study and microsurgical training. Ann Plast Surg. 61 (2), 209-214 (2008).
  22. Nasir, S., Aydin, A., Kayikcioglu, A., Sokmensuer, C., Cobaner, A. New experimental composite flap model in rats: gluteus maximus-tensor fascia lata osteomuscle flap. Microsurgery. 23 (6), 582-588 (2003).
  23. Coskunfirat, O. K., Islamoglu, K., Ozgentas, H. E. Posterior thigh perforator-based flap: a new experimental model in rats. Ann Plast Surg. 48 (3), 286-291 (2002).
  24. Ozkan, O., et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
  25. Padubidri, A. N., Browne, E. Modification in flap design of the epigastric artery flap in rats--a new experimental flap model. Ann Plast Surg. 39 (5), 500-504 (1997).
  26. Strauch, B., Murray, D. E. Transfer of composite graft with immediate suture anastomosis of its vascular pedicle measuring less than 1 mm. in external diameter using microsurgical techniques. Plast Reconstr Surg. 40 (4), 325-329 (1967).
  27. Green, C. E. Anatomy of the Rat. First edn. , Hafner Publishing Company. 124-153 (1968).
  28. Greene, E. C. Anatomy of the rat. , Hafner. New York. (1959).
  29. Langworthy, O. R. A morphological study of the panniculus carnosus and its genetical relationship to the pectoral musculature in rodents. Am J Anat. 35 (2), 283-302 (1925).
  30. Popesko, P., Ratjová, V., Horák, J. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, Saunders. 13-104 (1992).
  31. Brown, S. H., Banuelos, K., Ward, S. R., Lieber, R. L. Architectural and morphological assessment of rat abdominal wall muscles: comparison for use as a human model. J Anat. 217 (3), 196-202 (2010).
  32. Harder, Y., et al. Ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia. J Vis Exp. (93), e51900(2014).
  33. Cox, G. W., Runnels, S., Hsu, H. S., Das, S. K. A comparison of heparinised saline irrigation solutions in a model of microvascular thrombosis. Br J Plast Surg. 45 (5), 345-348 (1992).
  34. Gurunluoglu, R., Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Spronger. Ch. 6 53-62 (2015).
  35. Nasir, S. Plast Reconstr Surg. , Springer. 227-236 (2015).
  36. Parsa, F. D., Spira, M. Evaluation of anastomotic techniques in the experimental transfer of free skin flaps. Plast Reconstr Surg. 63 (5), 696-699 (1979).
  37. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The Rat Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A True Myocutaneous Flap Model. Ann Plast Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  38. Özkan, Ö, et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
  39. Ozkan, O., Koshima, I., Gonda, K. A supermicrosurgical flap model in the rat: a free true abdominal perforator flap with a short pedicle. Plast Reconstr Surg. 117 (2), 479-485 (2006).
  40. Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound Repair Regen. 12 (6), 591-599 (2004).
  41. Ghali, S., et al. Treating chronic wound infections with genetically modified free flaps. Plast Reconstr Surg. 123 (4), 1157-1168 (2009).

Nachdrucke und Genehmigungen

Weitere Artikel entdecken

Epigastrische Lappen beim Rattenmodellmikrochirurgisches Trainingoberflächliche epigastrische GefäßeKarotisarterien-AnastomoseVena jugularis externaGefäßpräparationheparinisierte LösungEinzelknopfnahtLappenüberlebensrate
Ein Modell der freien Gewebetransfer: Die Ratte Epigastrische Freie Flap
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.