Summary
O objetivo do presente protocolo é fornecer um modelo animal de implante coclear, que pode ser usado para resolver uma infinidade de perguntas de pesquisa. As aplicações potenciais incluem a avaliação de intervenções farmacêuticas ou estimulação elétrica para efeitos benéficos sobre limiares auditivos ou impedâncias de eletrodo.
Abstract
Implantes cocleares são dispositivos altamente eficientes que podem restaurar a audição em indivíduos com perda auditiva profunda. Devido a resultados de percepção de discurso melhorado, expandiram-se critérios de candidatura ao longo das últimas décadas. Isso inclui pacientes com audição residual substancial que beneficiam da estimulação elétrica e acústica do ouvido mesmo, que faz uma questão importante de preservação de audição durante o implante coclear. Impedâncias de eletrodo e o problema relacionado do consumo de energia é outro campo de pesquisa principais, como o progresso nesta área poderia pavimentar o caminho para próteses auditivas totalmente implantáveis. Para solucionar esses problemas de uma forma sistemática, modelos animais adequados são essenciais. Portanto, o objetivo do presente protocolo é fornecer um modelo animal de implante coclear, que pode ser usado para resolver diversas questões de investigação. Devido à sua grande timpânica, que permite fácil acesso cirúrgico para o ouvido interno, bem como a sua gama de audiência que é relativamente semelhante à faixa auditiva dos humanos, a cobaia é uma espécie de comumente usada na pesquisa auditiva. Implante coclear no guinea pig é realizada através de uma abordagem retroauricular. Através do bullostomy um cochleostomy é perfurado e o eléctrodo de implante coclear é inserido a scala tympani. Então, este eletrodo pode ser usado para estimulação elétrica, determinação de impedâncias de eletrodo e a medição dos potenciais de ação compostos do nervo auditivo. Além destas aplicações, eletrodos do implante coclear podem também ser usados como dispositivos de entrega de drogas, se destina uma entrega tópica de agentes farmacêuticos para as células ou fluidos do ouvido interno.
Introduction
Mais de 500 milhões de pessoas no mundo sofrem de perda auditiva. 1 audição prejudicada tem sido associada a uma taxa mais elevada de depressão, baixa auto-estima e sentimentos de baixos de auto-estima, que todos levam a redução da qualidade de vida. 2 enquanto aparelhos auditivos são uma forma adequada para restaurar a função sensorial em casos de perda auditiva moderada, a modalidade de tratamento mais eficaz para pacientes que sofrem de perda auditiva profunda é o implante coclear (IC). Devido os resultados excelentes no que diz respeito a percepção de fala, critérios de candidatura para um implante coclear agora também incluems pacientes que têm substancial residual audiência na região de baixa frequência, mas não beneficiam de aparelhos auditivos. 3 uma vez que estes pacientes podem uso combinado de estimulação elétrica e acústica no ouvido implantado, preservação de audição tornou-se um grande problema para os cirurgiões de CI. Durante o implante coclear, uma matriz de eletrodo é inserida a scala tympani da cóclea, onde estimula eletricamente o nervo auditivo. 4 o trauma de inserção do eléctrodo representa um risco para a audição residual e induz fibrose, o que aumenta a impedância do eléctrodo e consumo de bateria do implante. Assim, os modelos para estudar as intervenções farmacêuticas que podem reduzir a perda de audição e fibrose causada pela inserção do eléctrodo são essenciais.
A cobaia é um conveniente e apropriado modelo animal para CIs, por causa do mais fácil e mais reprodutível acesso cirúrgico à orelha interna em comparação com hamsters, ratos ou camundongos. 5 , 6 , 7 , 8 além disso, a gama de audição desta espécie é relativamente comparável ao ouvido humano. 9 espécies maiores, como gatos ou macacos, que têm sido usados para endereços específicos de investigação questões relacionadas com CIs, não representam uma escolha razoável para a maioria dos estudos de CI devido a considerações éticas e financeiras. 10 , 11
Em resumo, a cobaia é um modelo confiável e relativamente eficiente para avaliar os efeitos de intervenções farmacológicas no cenário do implante coclear.
Protocol
Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo comitê local de bem-estar animal e o Ministério Federal austríaco de ciência, pesquisa e economia.
1. preparar o equipamento e a configuração necessária para a cirurgia
- Posicione o microscópio cirúrgico, broca, chapa de aquecimento e pulso oxímetro para permitir a fácil e eficiente manipulação durante a cirurgia. Verificar a função dos dispositivos com base no manual do fabricante. Certifique-se de que a placa de aquecimento é definida a 38 ° C, a fim de proteger o animal de hipotermia durante a cirurgia.
- Vestir um capuz e uma máscara.
- Realize a desinfecção cirúrgica da mão. Lave as mãos meticulosamente com sabão. Seque as mãos e usar um desinfetante alcoólico para desinfectar as mãos. Coloque luvas depois que as mãos estão secas.
- Prepare os instrumentos cirúrgicos esterilizados e os equipamentos necessários para um implante coclear. Consulte a Tabela de materiais para os instrumentos cirúrgicos e equipamentos utilizados para implantação de CI cobaia neste protocolo.
- Quando destinam-se a medições de potencial de ação composto (CAP), preparar um aproximadamente 3.5 cm de comprimento pedaço de fio de ouro Teflon-isolados, cuidadosamente, removendo partes do isolamento de ambos os lados usando um micro fórceps (aproximadamente de uma ponta de 3 mm e 5 mm de a outra extremidade). Prepare um segundo pedaço de fio de ouro (aproximadamente 2,5 cm) com extremidades não isoladas de aproximadamente 5 mm. lugar os fios preparados em álcool ou desinfetante.
2. anestesia, medicação e preparação de animais
- Pese o animal.
Nota: Animais utilizados são femininos Dunkin-Hartley cobaias albinas. O peso dos animais utilizados, que são aproximadamente 4-6 semanas de idade, varia de 300 a 400 g. - Prepare a anestésicos e medicamentos necessários para a cirurgia, com base no peso do animal. Prepare 0,72 mL da mistura anestésica, consistindo de cetamina 0,06 mL (100 mg/mL), 0,18 mL medetomidina (1 mg/mL), 0,12 mL de midazolam (5 mg/mL) e 0,36 mL de fentanil (50 µ g/mL) para a cirurgia em uma cobaia de 400g. Consulte a tabela 1 para doses baseadas no peso dos anestésicos.
- Injete a mistura de cetamina, medetomidina, midazolam e fentanil por via subcutânea para a almofada de gordura no pescoço do animal usando uma agulha 27G. Ver tabela 1 para peso baseado doses dos anestésicos. Cobrir a gaiola e deixe o animal em um lugar calmo para 10 min antes de prosseguir.
- Lubrificar os olhos do animal e mantê-los lubrificados durante todo o processo. Raspe a cabeça do animal, concentrando-se na região retroauricular para permitir um acesso cirúrgico suficiente para o bulla.
- Posição do animal na chapa de aquecimento na posição prona e certifique-se de que o animal não está em contato direto com a chapa de aquecimento para evitar queimaduras térmicas. Coloque a sonda de oxímetro de pulso com um pé do animal. Em seguida, abra cuidadosamente a boca do animal com um laringoscópio pequeno e limpar toda a cavidade oral de alimentos baseia-se usando uma trouxa.
- Mantenha a boca do animal aberto com o laringoscópio. Insira cuidadosamente um tubo de estômago para o esôfago do animal e lentamente empurre-os na direção do estômago até sentir uma resistência.
- Monitorar o O2-saturação do animal para certificar-se de que o tubo de estômago não é na traqueia. Retire o tubo de estômago, se houver uma diminuição na saturação de O2 e tente novamente depois que o animal é completamente oxigenado.
- Injete uma mistura de soro fisiológico, glicose 5% e enrofloxacina a almofada de gordura no pescoço do animal usando uma agulha 23G.
- Use desinfetante alcoólico para desinfectar as mãos novamente. Colocar novas luvas limpas.
- Preparar o campo cirúrgico com a alternância de esfoliantes de povidona iodo e 70% de etanol e cobrir o animal. Uso autoadesiva drapeja ou braçadeiras de toalha para certificar-se de que somente o campo cirúrgico fica descoberto durante o procedimento.
- Por via subcutânea injetar 0,1 mL de solução de lidocaína a 2% para a área da incisão planejada para a anestesia local suficiente e posicionar o animal para o lado.
- Re-dose o animal com ¼ da dose inicial da mistura anestésica cada 30 min após a primeira injeção para manter a anestesia suficiente.
3. coclear implantação
- Executar um aproximadamente 2-3 cm incisão da pele 3-5 mm posterior ao pavilhão auricular usando um bisturi. Use o cautério bipolar quando necessárias para minimizar o sangramento.
Nota: A profundidade anestésica deve ser confirmada pela falta de pedal retirada antes da primeira incisão. Este teste deve ser repetido a cada 15-20 minutos para monitorar a profundidade anestésica durante o procedimento. - Corte com cuidado os músculos na área retroauricular após palpar o auditório bulla usando um bisturi 15 ou tesoura cirúrgica.
Nota: Palpe o auditório bulla como uma proeminência sob os músculos. - Disse os músculos desde o bulla, empurrando-os delicadamente lado usando um raspatory ou um cotonete. Use um retrator para expor toda a extensão da incisão e ter desimpedido o acesso para o bulla.
- Use a ponta de um bisturi 15 para perfurar um buraco o bulla. Rode cuidadosamente o bisturi até o osso é perfurado para permitir a inspeção das estruturas do ouvido médio.
- Ampliar o bullostomy conforme necessário para garantir que a curva basal da cóclea e o nicho da janela redonda pode ser visualizado adequadamente. Posicione a cabeça do animal em posição flexionada para ter acesso a estas estruturas. Cobrir a área da bullostomy com um pequeno pedaço de uma compressa para evitar que sangue e fluido extracelular correndo para o ouvido médio.
Nota: A posição flexionada da cabeça pode obstruir as vias aéreas do animal. Portanto, a saturação de oxigênio do animal deve ser verificado com frequência. - Posicione o animal em posição de bruços. Expor o vértice do animal, realizando uma incisão rectangular e removendo a pele. Dissecar o periósteo e limpar o osso de qualquer outro tipo de tecido ou sangue usando um bisturi.
- Quando destinam-se a medições de CAP, termine a preparação do fio de ouro teflon isolados de 3,5 cm, formando um pequeno gancho com um micro pinça na extremidade do fio, que tem sido não isolada de 3 mm.
- Quando destinam-se a medições de CAP, guia o fim do fio de ouro, que tem sido não isolado para 5 mm, por via subcutânea para o vértice através de um cateter venoso periférico 18g usando um micro fórceps. Use outra pinça micro com a outra mão para guiar o gancho final do fio cuidadosamente em para o ouvido médio.
- Quando destinam-se a medições de CAP, flexionar a cabeça do animal para visualizar a área de nicho de janela redonda através da bullostomy. Use a outra mão para ligar o fio de ouro para a proeminência óssea do nicho janela redonda, usando um micro fórceps.
- Manter uma tensão suave e o fio de ouro e fixá-la à beira cranial da bullostomy com 10-15 µ l de cola de tecido, usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G. Evite o deslocamento de cola na orelha média. Veja a Figura 1 para uma imagem intraoperatória da área de janela redonda com o fio de ouro no local.
- Quando destinam-se a medições de CAP, conecte a extremidade não isolada do fio de ouro para o equipamento utilizado para medir o potencial auditivo e executar medidas de CAP de linha de base. Ver Honeder et al, 2016, para obter uma descrição detalhada das medidas do CAP rotineiramente realizada em nosso laboratório. 12
- Posicione o animal em posição prona. 2 furos 1 mm anterior a sutura de lambda usando uma rebarba de 1 mm sem causar danos para a dura-máter. 2 parafusos de aço inoxidável 2mm do implante no crânio.
Nota: Os parafusos servem como pontos de fixação para o conector do eléctrodo. Adaptar-se a distância entre os parafusos em relação ao tamanho do conector. - Use um cateter venoso periférico de 18 G para guiar o eletrodo do conector para o bulla em uma camada de tecido mais próximo do crânio quanto possível.
- Misture o pó de cimento dental com o fluido para o pó de cimento dental, usando uma espátula de acordo com o manual do fabricante.
- Coloque 0,5 - 0,7 mL de cimento dental semilíquida adquirir consistência entre os parafusos, usando uma espátula. Posição do conector do eletrodo entre os parafusos.
- Mantenha o conector em posição até o cimento dental é endurecido. Certifique-se que os parafusos são encerrados pelo cimento para permitir a fixação estável do conector.
- Posição do animal para o lado. Fure cuidadosamente o cochleostomy 1 mm desde o nicho da janela redonda usando uma rebarba de diamantes de 0,5 mm a uma taxa de rotação de 5000 tiros por minuto.
- Insira cuidadosamente o eletrodo em que o scala tympani até uma profundidade de 4 mm. Retirar o eletrodo e repetir a inserção. Consulte a Figura 2 para o eletrodo utilizado para cobaia de implante coclear.
- Usando uma agulha reta, sele a área de cochleostomy com um pequeno pedaço de músculo. Corrigi o eléctrodo de craniana prestes a bullostomy com 10 µ l de cola de tecido, usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G.
- Prepare o cimento dental como mencionado em 3,14. Feche com cuidado o bullostomy com cerca de 0,3 mL de cimento dental, usando uma espátula. Feche a incisão retroauricular usando 5-0 reabsorvível.
- Vire o animal para a posição prona.
- Quando as medições CAP destinam-se, pegue a borda posterior da incisão rectangular no vértice do animal usando uma pinça de tecido. Use uma tesoura com a outra mão para fazer um túnel subcutâneo de aproximadamente 2 cm de comprimento no pescoço do animal.
- Quando destinam-se a medições de CAP, implante fio ouro 2,5 cm por via subcutânea no pescoço do animal usando uma pinça. Solde a extremidade mais curta não isolada para o designado pino do conector no vértice do animal.
- Quando destinam-se a medições de CAP, solda eletrodo de nicho a janela redonda (fio de ouro) para o apropriado pino do conector no vértice do animal.
- Aplica uma quantidade adicional de cimento dental na parte superior do conector para cobrir totalmente os pinos isolados e o eletrodo.
- Quando destinam-se a medições de CAP, realiza medições no pós-operatório, de acordo com o protocolo de pesquisa.
4. pós-operatório cuidados
- Aplica atipamezole e flumazenil por via subcutânea após a cirurgia e medições para antagonizar a anestesia.
- Aplica solução salina fisiológica como substituição de fluido para apoiar a recuperação do animal da cirurgia.
- Coloca o animal sob uma lâmpada de aquecimento até que se recuperou totalmente de anestesia e começa a se mover dentro da gaiola.
- Evitar a hipertermia ou queimar, colocando a lâmpada de aquecimento aproximadamente 50 cm para o animal. Certifique-se que a temperatura do corpo do animal é sempre entre 37,5 ° e 39 ° C.
- Verifique se o animal para sintomas de lesão vestibular como nistagmo, circulando ou capotamento. 13 , 14
- Aplica a buprenorfina para analgesia duas vezes por dia para dois mais dias depois da cirurgia.
Nota: Antes da primeira aplicação de buprenorfina pós-cirurgia certifique-se que o animal se recuperou completamente e tem respiração estável. Aplicação da medicação enquanto o animal ainda está sob anestesia pode conduzir a depressão respiratória. - Pese o animal durante o primeiro 3 dias depois da cirurgia para detectar a perda de peso possível como marcador substituto da aflição durante este tempo.
Nota: Perda de peso de cerca de 10% durante os primeiros 3 dias depois da cirurgia pode ser esperada e deve ser considerada comum. Esta perda de peso é temporária e vai se recuperar em poucos dias.
Representative Results
Geralmente, feridas cirúrgicas curarem rápido e sem complicações no modelo de cobaia e os contatos para pós-operatório medidas eletrofisiológicas permanecem facilmente acessíveis no vértice do animal (Figura 3). A Figura 4 mostra a medição de pré e pós-operatório clique-CAP de um animal representativo. Inserção de eletrodo resultou em uma mudança do limite de 16 decibéis (dB) (figuras 4A e 4B). Figura 4 C ilustra os limiares de CAP frequência específica pré e pós-operatório do mesmo animal. CAP limiares são quase inalterados nas frequências baixas, Considerando que uma mudança de limiar de aproximadamente 25 a 30 dB é alcançada na área de alta frequência, começando em 8kHz.
Inserção do eléctrodo pode causar trauma no ouvido interno. Além do trauma cirúrgico agudo, a reação de corpo estranho para o eletrodo negativamente afeta o desempenho de implante coclear. A Figura 5 demonstra a cochleae de cobaias após a inserção de CI e diferentes procedimentos histológicos. Na Figura 5ao eletrodo, que é posicionado corretamente na scala tympani, foi deixado em situ, Considerando que na Figura 5B o eletrodo foi removido antes de exames histológicos. Na Figura 5A quase nenhuma reação de corpo estranho é visível, Considerando que na Figura 5B uma grande área do tímpano a scala é preenchido com tecido fibrótico. Figura 5 C retrata a fratura da lâmina espiral óssea devido à inserção de eletrodo de CI, que também causou uma perda de células do gânglio espiral neste animal. Tais fraturas podem explicar mais alto do que o esperado limiar turnos em alguns animais.
Figura 1 : Ronda a área de janela com fio de ouro no local. O asterisco marca a janela redonda, um x virar a basal da cóclea. O fio de ouro é marcado por uma flecha. Escala da barra 2 mm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Eletrodo de implante coclear cobaia. O eletrodo com dois contatos é inserido para 4 mm. O diâmetro do eletrodo é afilado de 0,3 mm na ponta de 0,5 mm. linhas indicam 0,5 mm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Cobaia aproximadamente duas semanas após o implante coclear. O elétrodo de CI é em situ ... e os contatos para medições eletrofisiológicos são facilmente acessíveis no vértice do animal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : Limiares CAP representativo (A) Limiar de CAP clique no pré-operatório de um animal representativo. (B) Postoperative clique em limite de CAP do mesmo animal, exibindo uma mudança do limite de 16 dB. Linhas indicam 10 dB. (C) pré e pós-cirúrgico frequência específica CAP limiares. Enquanto baixas frequências são quase inalteradas, uma mudança do limiar de 25-30 dB pode ser observada na faixa de frequência de 8 a 32 kHz. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Potenciais consequências locais de inserção do eléctrodo de CI. (A) Micrografia de uma curva basal de uma cóclea cobaia com o CI eletrodo in situ (#) e reação de corpo estranho mínimo apenas. A análise histológica foi realizada usando uma moagem e técnica de polimento após a incorporação de resina e coloração Giemsa. 15 Scalebar 100 µm (B) micrografia do ducto timpânicas do basal superior volta da cóclea com resposta visível do tecido, deixando um canal após a remoção do eletrodo CI (#). Scalebar 100 µm (C) menor curva basal da cóclea com lâmina espiral óssea fraturada (seta em negrito) e a resposta do tecido adjacente: (i) a perda de células do gânglio de espiral (seta) em canal (ii) fibrose do Rosenthal e osteoneogenesis no duto vestibular (●) e ( III) perda do órgão de Corti (*). Perfuração-buraco para inserção de CI (○) com osteoneogenesis adjacentes. Scalebar 500 µm. figuras 5B e 5C foram corados com hematoxilina (azul) & eosina (vermelhos). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
O protocolo apresentado descreve como realizar implante coclear no modelo de cobaia. Este protocolo pode ser usado para avaliar diferentes intervenções por seus efeitos na audição residual e reação de corpo estranho ao eléctrodo de CI. Para obter uma alta reprodutibilidade e precisão dos experimentos, devem ser tomadas precauções diversas.
Limiares auditivos de linha de base de todas as cobaias devem ser medidos no pré-operatório, usando , por exemplo, respostas de tronco cerebral auditivo. Alguns dos porquinhos da Índia disponíveis comercialmente apresentam uma perda auditiva relevantes e, portanto, não devem ser incluídos na coorte experimental. Dependendo da duração da cirurgia e protocolo que esta avaliação pode ser realizada quer imediatamente antes da cirurgia ou alguns dias antes do implante coclear, dar o animal tempo suficiente para se recuperar da anestesia.
Ao realizar a cirurgia sob anestesia geral em um respirando espontaneamente animal, a velocidade é importante. Portanto, a meticulosa preparação antes da cirurgia é essencial, como é a escolha do protocolo anestésico. O uso de cetamina, medetomidina, midazolam e fentanil em combinação com resultados de anestesia local em uma suficiente anestesia e analgesia, enquanto ao mesmo tempo, o animal continua a respirar espontaneamente. Em comparação com o uso descrito frequentemente de ketamina e xilazina, esse regime resulta em melhor analgesia e perioperatório reduzida morbidade e mortalidade. É importante ter todos os instrumentos e medicamentos (incluindo um impulsionador dos anestésicos) prontamente disponível antes de colocar o animal para dormir.
Devido às mudanças de posição dos animais durante a cirurgia (mudando de posição prona para trás e lateralmente posição), há um risco de aspiração do estômago conteúdo em para os pulmões. Por esse motivo, o protocolo também inclui a aplicação de um tubo de estômago, que é uma maneira rápida e fácil para proteger o animal de aspiração e reduzir a mortalidade perioperatória.
Para manter a esterilidade durante o re-posicionamento, as áreas onde o animal é tocada precisa ser coberto por cortinas estéril, luvas precisam ser alteradas posteriormente ou re-posicionamento precisa ser feito por outra pessoa que não é estéril.
Ó2-monitorização de saturação é também de extrema importância durante a cirurgia. O posicionamento da cabeça necessário para visualização do promontório e nicho da janela redonda pode causar uma obstrução das vias aéreas, que podem ser facilmente tratadas quando identificado cedo o suficiente.
Normalmente, os animais perdem uma grande quantidade de fluidos corporais (por exemplo, sangue, fluido extracelular, urina) durante a cirurgia. Portanto, o protocolo de substituição de fluido introduzido neste manuscrito representa um método bem tolerado para estabilizar a hemodinâmica dos animais e apoia a sua rápida recuperação da anestesia.
Para evitar erros ao realizar medições audiometrical, recomenda-se conectar o mesmo pino do conector para um eletrodo específico durante cada cirurgia.
Uma limitação deste método é a relativamente alta variabilidade em turnos de limiar de audição pós-operatória, que muitas vezes não se correlacionam bem com a percepção do cirurgião. Mesmo que esta variabilidade nos resultados assemelha-se a situação em destinatários de CI humanas com audição residual, isso não é totalmente compreendido quais são as causas dos resultados variáveis. 16 , 17 , 18 em geral, a variabilidade diminui com o tempo e a experiência do cirurgião. É importante evitar forças excessivas ao inserir o eletrodo, que pode ser alcançado por uma velocidade lenta de inserção. Porque a inserção cuidadosa de um eletrodo de CI pode resultar em apenas perda de audição muito limitado, o protocolo apresentado descreve uma inserção repetida do eléctrodo, que faz com que um maior e mais previsível perda de audição. Esta perda de audição é mais pronunciada na área de alta frequência, entre 16 e 32 kHz. Como o trauma intracocleares depende da profundidade de inserção, a morfologia da cóclea e a abordagem (cochleostomy contra inserção de janela redonda) precisa ser levado em conta. Inserção do eléctrodo CI através da membrana da janela redonda, geralmente realizado em implante coclear da preservação audição humana, também tem sido usada no modelo de cobaia. 19 porque a membrana da janela redonda está oculto na cobaia e inserção de eletrodo através dos resultados de membrana janela redonda em um ângulo de inserção desfavorável, perfurar um cochleostomy leva a turnos de limiar de audição mais previsíveis. Este protocolo propõe o uso de um bisturi em vez de uma broca para a abertura da timpânica, porque isso resulta em uma exposição de redução de ruído da orelha a ser implantado. Uma avaliação histológica das orelhas interna abordando a reação de corpo estranho para o eletrodo, a quantidade de células ciliadas e células do gânglio espiral, bem como o trauma de estruturas como a lâmina espiral óssea e taxas de translocação de eletrodo devem ser executadas todos implantaram orelhas, como estes resultados facilitam melhor compreensão dos resultados funcionais medidos. 12 , 20
Disclosures
Christoph Arnoldner e Clemens Honeder são os detentores de uma bolsa de pesquisa da Áustria MED-EL. Os eletrodos utilizados nesta publicação foram fornecidos pela Áustria MED-EL. Os restantes autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Os autores querem agradecer a Sandra Peiritsch para o cuidado dos animais e Noelani Peet para exclusivamente médica. O apoio financeiro do fundo de ciência austríaco (FWF subvenção P 24260-B19) e Áustria MED-EL é reconhecido com gratidão.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Scale | |||
| Oxygen insufflator | |||
| Shaver | |||
| Sucker | |||
| Povidone Iodine Solution | |||
| Alcohol | |||
| Laryngoscope | |||
| Stomach tube | Fr 06, Lg 80 cm | ||
| Surgical binocular microscope | |||
| Drill | |||
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| Heating plate | |||
| Pulse oximeter | |||
| Tissue glue | |||
| Dental cement powder | |||
| Fluid for dental cement powder | |||
| Bipolar cautery | |||
| Gauze compress | |||
| Cotton bud | |||
| Cement mixing bowl | |||
| Teflon insulated gold wire | 99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen) | ||
| Scalpel with blade No. 10 | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Mosquito forceps | |||
| Dressing forceps | |||
| Tissue forceps | |||
| Delicate dressing forceps 2X | |||
| Micro forceps | |||
| Screw driver | |||
| Stainless steel screws | diameter: 1 mm | ||
| Retractor | |||
| Needle probe | |||
| Spatula | |||
| Needle holder | |||
| 5-0 absorbable sutures | |||
| Needle 23G | |||
| Needle 27G | |||
| Medetomidine 1 mg/mL | 0.36 mg/kg | ||
| Midazolam g mg/mL | 1.2 mg/kg | ||
| Fentanyl 50 µg/mL | 0.036 mg/kg | ||
| Ketamine 100 mg/mL | 12 mg/kg | ||
| Lidocaine (local anesthesia) | 4 mg/kg | ||
| Atipamezole 5 mg/mL | 1 mg/kg | ||
| Flumazenil 0.1 mg/mL | 0.1 mg/kg | ||
| Enrofloxacin 100 mg/mL | 7 mg/kg | ||
| Buprenorphin 0.3 mg/mL | 0.05 mg/kg | ||
| Physiological Saline (at body temperature) | 12.5 mL/Kg (pre-surgery) | ||
| Glucose 5 % (preoperative, at body temperature) | 12.5 mL/Kg | ||
| Physiological Saline (at body temperature) | 25 mL/kg (post-surgery) |
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