Summary
Qui, presentiamo un protocollo per descrivere un modello di recupero semplice bypass cardiopolmonare senza trasfusione o agenti inotropi in un ratto. Questo modello permette lo studio di lungo termine le conseguenze dell'esclusione cardiopolmonare multiple-organo.
Abstract
Esclusione cardiopolmonare (CPB) è indispensabile in chirurgia cardiovascolare. Nonostante la drammatica raffinatezza della tecnica di CPB e dispositivi, le complicazioni del multi-organo CPB correlati alla prolungata ancora compromettere il risultato di interventi chirurgici cardiovascolari e può peggiorare la mortalità e la morbosità postoperatoria. Modelli animali ricapitolare l'uso clinico di CPB consentono il chiarimento dei processi fisiopatologici che si verificano durante CPB e facilitano studi pre-clinici per sviluppare strategie di protezione contro queste complicazioni. Modelli del ratto CPB sono vantaggiose a causa della loro maggiore economicità, convenienti processi sperimentali, metodi di prova abbondante presso la genetica o i livelli della proteina e consistenza genetica. Sono utilizzabili per indagare l'attivazione del sistema immunitario e la sintesi di citochine proinfiammatorie, complimento attivazione e produzione di radicali liberi dell'ossigeno. I modelli di ratto sono stati raffinati e hanno gradualmente preso il posto dei modelli animale di grandi dimensioni. Qui, descriviamo un semplice modello CPB senza trasfusione e/o agenti inotropi in un ratto. Questo modello di recupero permette lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB.
Introduction
Nel 1953, Dr. John H. Gibbon Jr. ha effettuato con successo il primo ambulatorio cardiaco utilizzando CPB1, e divenne in seguito una modalità essenziale in chirurgia cardiovascolare. Mentre le tecniche e i dispositivi sono stati drammaticamente raffinati, multi-organo complicazioni legate alla CPB ancora compromettono il risultato di interventi chirurgici cardiovascolari e possono influenzare la morbilità e la mortalità postoperatoria2. Danno d'organo relativi CPB è causato da attivazione del sistema immunitario e la sintesi di citochine proinfiammatorie, complimento attivazione e produzione di radicali liberi di ossigeno2. La relativa patofisiologia, tuttavia, completamente non è stato delucidato.
Modelli animali ricapitolare l'uso clinico di CPB abilitare la chiarificazione dei processi patofisiologici durante e dopo CPB; Questo può facilitare studi pre-clinici nello sviluppo di strategie per evitare queste complicazioni. Dal Popovic et al. in primo luogo segnalato un modello di ratto CPB nel 19673, ratto CPB modelli sono state perfezionate e hanno gradualmente preso il posto dei modelli animale di grandi dimensioni a causa di una maggiore economicità, convenienti processi sperimentali e una pletora di metodi di test genetici e livelli della proteina. Inoltre, ratti innati possono essere geneticamente identici, riducendo possibili pregiudizi biologici.
Fabre et al. in primo luogo stabilito un modello di recupero che ha permesso lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB4. I vantaggi di questo modello di semplice sopravvivenza sono la flessibilità (CPB portata e durata), stabile condizione vitale e riproducibilità nella infiammazione sistemica. Modelli del ratto CPB sono diventati cruciali per lo studio di strategie terapeutiche che mirano a prevenire lesioni multi-organo durante CPB5, e recentemente sono stati sviluppati vari modelli per la simulazione di situazioni cliniche durante CPB. De Lange et al. sviluppato un modello di arresto cardiaco, che può essere utilizzato per caratterizzare le risposte enzimatiche, genetiche ed istologiche legate alla lesione del miocardio7. Peters et al. ha organizzato l'infarto miocardico e reperfusion controllato utilizzando un modello CPB miniaturizzato per analizzare la disfunzione del cuore attraverso la focale di ischemia e riperfusione pregiudizio8. Jungwirth et al. in primo luogo stabilito un modello di arresto circolatorio ipotermico profondo (DHCA), che può delucidare la ferita di ischemia e riperfusione globale di DHCA e supporti potenziale neuroprotective strategie6. Gli studi che utilizzano DHCA studiare l'influenza di ipotermia, riperfusione, e/o emolisi-innescato segnalazione eventi9. L'ipotermia profonda può influenzare l'attivazione e inattivazione di enzimi diversi e le vie e i meccanismi rimangono sconosciuti10. D'altra parte, modelli di arresto cardiaco o modelli di ischemia del cuore devono essere utilizzati per indagare la lesione cardiaca ischemia e riperfusione. Questi diversi modelli CPB ratto che ricapitolano altamente CPB umano possono rivelare processi patologici correlati a CPB e ridurre il rischio complicanze CPB.
Questo protocollo viene illustrato un semplice modello CPB senza trasfusione o agenti inotropi in un ratto. Questo modello consente lo studio di lungo termine più sequele di organo di CPB.
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Protocol
Prima dell'esperimento, tutti i ratti dovrebbero essere dato una settimana di acclimatare. Tutte le procedure chirurgiche su animali devono avvenire in conformità con la guida per la cura e uso di animali da laboratorio (www.nap.edu/catalog/5140.html) o altri orientamenti etici appropriati. Protocolli dovrebbero essere approvati dal comitato di benessere degli animali presso l'istituzione appropriata prima di procedere. Tutte le successive procedure devono essere eseguite in condizioni asettiche.
1. preparazione CPB circuito
Nota: Indossare indumenti protettivi, compresi guanti, occhiali e un cappotto pulito o un abito USA e getta.
- Set-up del circuito CPB
- Collegare i tubi di cloruro di polivinile con un serbatoio venoso, predefinito per il circuito CPB e un ossigenatore a membrana neonatale modificate come mostrato in Figura 1. Garantire tutti i collegamenti siano ben stretti e non una perdita di acqua.
- Impostare un circuito CPB per il dispositivo di pompa a rulli secondo i protocolli del produttore.
- Tenere la pompa roller su un tavolo regolabile in altezza e regolare l'altezza del tavolo a 10 cm sotto la scrivania sperimentale.
- Innesco del circuito CPB
- Mix 12 mL di soluzione di amido idrossietilico con 0,1 mL di eparina e 0,5 mL di soluzione di bicarbonato di sodio del 7% per l'innesco circuito CPB.
- Caricare il circuito con 11 mL della soluzione di adescamento, con il rullo di pompa delicatamente rotante. Inserire un ago di calibro 18 ventilazione il serbatoio per l'aria di ventilazione.
- Colpito più volte l'ossigenatore a membrana a deair, con inclinazione l'ossigenatore. Aria deve essere oscurata completamente per evitare l'embolia gassosa e l'ossigenazione insufficiente. Durante l'innesco del circuito, riscaldare il circuito di una lampada di calore elettrico impostare sul serbatoio.
2. la procedura prima di CPB
Nota: Il campo chirurgico e dispositivi devono essere disinfettate con alcol al 70% o un ammonio quaternario prima dell'uso.
- Anestesia e impostazione degli animali
- Anestetizzare un ratto con inalazione del 3,0% isoflurane-misto aria in un vaporizzatore. Impostare il topo su un banco da lavoro e intubare una cannula di calibro 16 nella trachea. Seguire le vostre linee guida locale cura degli animali per quanto riguarda l'analgesia dosaggio e frequenza (ad es.
buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.)
Nota: Ratti devono essere presso l'anestesia profonda e perdere i riflessi. La respirazione deve essere ritmica, ma non essere arrestata. - Trasferire il ratto un tavolo operatorio con un rilievo di riscaldamento elettrico. Iniziare la ventilazione meccanica con 8 mL/kg di volume corrente, un ritmo respiratorio di 70 cicli/min e il 30% della frazione di ossigeno inspirato monitorati dal sensore dell'ossigeno.
- Mantenere l'anestesia con isoflurano 1.5-2.0% e con una somministrazione supplementare di chetamina/xilazina all'inizio di CPB.
- Monitorare la temperatura rettale utilizzando la sonda rettale. Mantenere la temperatura corporea normotermica di 37 ° C Regolazione della temperatura del pad termico e inserendo il circuito sopra la lampada di calore.
- Impostare il ratto in posizione supina e tratto quattro membra fissando con aghi. Monitorare la frequenza cardiaca impostando l'ago elettrodo ECG alla spalla bilaterale e sinistra dell'addome. Posizionare una garza umida o applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza.
- Anestetizzare un ratto con inalazione del 3,0% isoflurane-misto aria in un vaporizzatore. Impostare il topo su un banco da lavoro e intubare una cannula di calibro 16 nella trachea. Seguire le vostre linee guida locale cura degli animali per quanto riguarda l'analgesia dosaggio e frequenza (ad es.
- Inserimento di una canula
- Dopo la disinfezione la superficie di tutto il corpo di sprayingby di spruzzatura etanolo al 70% o un'altra soluzione antisettica, radersi i capelli da un rasoio sulla regione inguinale bilaterale e regione cervicale di destra. Anestetici locali (quali lidocaina) deve essere utilizzati prima di effettuare l'incisione cutanea. Nota: come un'alternativa, uno scrub chirurgico del sito di incisione può essere utilizzata invece di tutto il corpo spray di etanolo al 70% per evitare un calo di temperatura corporea.
- Incidere la pelle (circa 5 mm) presso le regioni inguinale bilaterale e la regione cervicale di destra di forbici e senza mezzi termini sezionare i tessuti per esporre il proprio principale dell'arteria femorale. Separare l'arteria attentamente dalla vena e nervo nelle vicinanze. Legare all'estremità dell'arteria femorale comune di seta dall'esposizione e 4-0 dalla tensione.
- Tagliare la parete arteriosa (circa 1mm) dell'arteria femorale comune di destra da micro-forbici in direzione perpendicolare all'arteria e attentamente incannulare un catetere endovenoso 24-calibro dall'incisione ad una profondità di 1 cm per monitoraggio arterioso sistemico pressione e analisi della pressione parziale di gas nel sangue arterioso.
- Amministrare eparina sodica (500 UI/kg) dal catetere.
- Seguire i passaggi 2.2.2 e 2.2.3 a incannulare un catetere endovenoso 24-calibro in arteria femorale comune di sinistra come una linea di infusione arteriosa per il circuito CPB.
- Inserire un angiocatheter multi-orifizio 17 calibri nella vena giugulare interna destra e farlo avanzare nell'atrio destro e vena cava inferiore (IVC). Non spingere il catetere più o meno come il vaso può rompere facilmente. Collegare il catetere al circuito CPB per drenaggio venoso.
- Coprire ogni regione cannulate con una garza umida per evitare la contaminazione.
3. procedura durante CPB
- Fornire il 100% ossigeno gas per l'ossigenatore a 0,8 L/min durante CPB e diminuzione della frequenza respiratoria a 30 cicli/min. La pressione parziale dell'ossigeno arterioso è necessaria da 200 a 400 mmHg.
- All'inizio di CPB, aumentare l'impostazione di temperatura del calore pad per la massima, 42 ° C, per attenuare l'immediato calo della temperatura corporea dopo l'inizio di CPB. Regolare l'impostazione della temperatura a 37 ° C quando la temperatura corporea ritorna a 36 ° C.
- Attentamente, iniziare il flusso CPB e tenere d'occhio il volume del sangue nel serbatoio. Un serbatoio vuoto può causare embolia gassosa. Se il volume del sangue nel serbatoio diminuisce, abbassare il flusso della pompa regolando l'altezza della tabella, o cambiando la posizione del catetere di drenaggio. Non riposizionare il catetere di drenaggio venoso, che potrebbe facilmente causare la perforazione dell'atrio di destra e/o aritmia.
- Aumentare e mantenere il flusso della pompa a 100 mL/kg/min, mentre la pressione sanguigna media è mantenuta a 70 mmHg. Quando la pressione sanguigna appropriata viene mantenuta, un piccolo volume di almeno 1 mL nel serbatoio è accettabile. Se c'è meno di 1 mL di sangue nel serbatoio, può causare un'embolia in organi.
- Se la pressione sanguigna è instabile, è possibile aggiungere 2-3 mL della soluzione di innesco del circuito (può causare l'anemia dopo il CPB).
4. procedura dopo CPB
- Fissare il tubo di drenaggio venoso e rimuoverlo dal circuito. Infondere il sangue rimanente nel circuito gradualmente all'arteria per mantenere la pressione sanguigna.
- Aumento della frequenza respiratoria a 70 cicli/min.
- Rimuovere il catetere di drenaggio venoso e il catetere arterioso sinistro, poi legare la nave nel sito prossimale e distale.
- Rimuovere la linea arteriosa dall'arteria femorale destra 60 min dopo la fine del CPB.
- Pulire ogni ferita con soluzione fisiologica e chiudere la ferita con punti di sutura.
- Terminare l'anestesia ed Estubare il tubo endotracheale dopo aver controllato la respirazione spontanea dell'animale.
- Somministrare fluidi isotoniche sterile riscaldati e utilizzare un calore mat e la lampada di calore elettrico per tenere caldi gli animali. Verificare le condizioni dell'animale frequentemente fino al recupero dall'anestesia. Fornire supporto respiratorio quando richiesto. Nota: Una volta che l'animale comincia a muoversi, la fonte di calore deve essere rimosso da parte della gabbia per permettere all'animale di scegliere il lato caldo o freddo.
- Tenere l'animale a parte la compagnia di altri animali fino a quando la respirazione riacquista completamente. Non restituire l'animale alla società fino al completo recupero.
- Controllare l'assunzione di cibo e acqua dopo il recupero dall'anestesia e fornire un adeguato supporto nutrizionale. Somministrare analgesici e verificare eventuali segni di disagio o dolore.
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Representative Results
La figura 1 Mostra l'intero circuito CPB. Le variabili fisiologiche in questo modello sono illustrate nella Figura 2e comprendono la temperatura rettale, dire la pressione arteriosa e frequenza cardiaca. La figura 3 Mostra l'analisi di gas del sangue arterioso durante CPB, tra cui la pressione parziale dell'ossigeno arterioso, la pressione parziale di anidride carbonica arteriosa, ematocrito, l'eccesso di basi, espressione del siero di potassio e il potenziale di idrogeno. Durante tutta la procedura, la frequenza cardiaca e la pressione arteriosa media erano stabili. La temperatura rettale e l'ematocrito è diminuito all'inizio di CPB a causa di emodiluizione causata dal volume di riempimento. La pressione parziale dell'ossigeno arterioso aumentato significativamente durante CPB a causa di ossigenazione della membrana. Rappresentanza ematossilina ed eosina immagini dei polmoni sono mostrati in Figura 4, che comprende le immagini del gruppo CPB (Figura 4B, D) e gruppo di operazione finto (Figura 4A, C) e i rapporti di PaO2 / FiO2 dopo CPB rispetto alla linea di base (Figura 4E). Per l'edema interstiziale, infiltrazione infiammatoria delle cellule e l'emorragia, una differenza significativa è stata osservata nel gruppo del CPB. La figura 5 Mostra la concentrazione nel siero di fattore di necrosi tumorale-α (TNF-α), interleukin-6 (IL-6) e alta mobilità livelli di gruppo scatola 1 (HMGB1) dopo CPB.
Figura 1 : Circuito the CPB. L'intero circuito CPB è costituito da un serbatoio (8 mL), un ossigenatore a membrana con un volume di riempimento di 3,3 mL e una pompa a rulli. Tutte le parti sono collegate tramite tubi di cloruro di polivinile, compresa una linea di drenaggio venoso (diametro esterno (OD), 3,3 mm; diametro interno (ID), 2mm; circa 1,4 mL), una linea arteriosa (OD, 2mm; ID, 1,2 mm; circa 1,2 mL) e un tubo di fissaggio del rullo di pompa (OD, 6,6 mm; ID, 4,5 mm; circa 2,8 mL). Volume di riempimento totale è di 11 mL compreso circa 3 mL nel serbatoio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 : Variabili fisiologiche. Variabili fisiologiche durante e dopo CPB, tra cui la temperatura rettale (A), (B) media della pressione arteriosa e frequenza cardiaca (C) (n = 6). I punti e le barre di errore sono presentati come media e deviazione standard. CPB, cardiopolmonare; Pre, prima CPB; CPB X, X min dopo l'inizio di CPB; Post X, X min dopo la fine del CPB. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 : Analisi di gas del sangue arterioso. Analisi di gas del sangue arterioso durante e dopo CPB. (A) pressione parziale di ossigeno arterioso, (B) pressione parziale di anidride carbonica arteriosa, l'ematocrito (C), l'eccesso di basi (D), espressione del siero (E) di potassio e (F) potenziale di idrogeno (n = 6). I punti e le barre di errore sono presentati come media e deviazione standard. CPB, cardiopolmonare; Pre, prima CPB; CPB X, X min dopo l'inizio di CPB; Post X, X min dopo la fine del CPB. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 : Analisi istologica per polmoni. Rappresentanza ematossilina ed eosina immagini per il gruppo di operazione finto (A, C)) e il bypass cardiopolmonare eseguito gruppo (B, D). 4 h dopo CPB. La severità di afflizione respiratoria è stata correlata nella misura dei risultati patologici in edema ed emorragia. Barre della scala; 50 µm (a, B), 1 mm (C, D). (E) il rapporto di PaO2stato2 dopo CPB rispetto alla linea di base nel gruppo finto e gruppo di controllo (n = 6 in ogni gruppo). I punti e le barre di errore sono presentati come media e deviazione standard. p < 0.01 vs gruppo finto. CPB, cardiopolmonare; PaO2, pressione parziale di ossigeno arterioso; FiO2, frazione di ossigeno inspirato; Post X, X min dopo la fine del CPB. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5 : Valutazione delle risposte infiammatorie nel siero. Concentrazione sierica di (A) fattore di necrosi tumorale-α (TNF-α), (B) interleukin-6 (IL-6) e (C) livelli di alta mobilità gruppo scatola 1 (HMGB1) dopo CPB. n = 5 per ogni gruppo: Sham gruppo e gruppo di CPB, ratti che subiscono CPB. I punti e le barre di errore sono presentati come media e deviazione standard. p < 0,05, †p < 0,001 vs gruppo finto. CPB, cardiopolmonare; Post X, X min dopo la fine del CPB. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
In questo modello CPB del ratto, del polmone e del siero i livelli di espressione di citochine infiammatorie e HMGB-1, un fattore di trascrizione che regolano le risposte infiammatorie, drammaticamente aumentata dopo CPB. Precedenti studi clinici hanno mostrato che la secrezione di siero di HMGB-1 livello è elevata nei pazienti sottoposti a chirurgia cardiovascolare11, e il livello di picco del siero HMGB-1 durante CPB è stato associato con la sindrome infiammatoria sistematica di risposta più severa e insufficienza di ossigenazione polmonare dopo CPB12. Inoltre, il siero livello HMGB-1 è un biomarcatore indipendente a predicono la mortalità in pazienti con polmonite severa e sindrome da distress respiratorio (ARDS)13unità di cure intensive. ARDS grave correlate a CPB connesso con citochine infiammatorie e HMGB-1 attivazione è simulato con successo di questo modello di ratto CPB.
Sono stati condotti numerosi studi su infiammazione sistemica CPB-correlate nei modelli del ratto a causa della loro utilità per indagare le risposte infiammatorie sistemiche, tra cui proinflammatory cytokine espressione14, kappa nucleare B attivazione15, attivazione dei neutrofili di adesione molecole16e matrix metalloproteinase-9 attività17. Stress ossidativo come l'attivazione della proteina HO-1 durante CPB è stato anche studiato utilizzando modelli di ratto CPB18.
Modello del CPB ratto recentemente è stato sviluppato in varie procedure per simulare le situazioni cliniche di complicazioni da CPB. Gli effetti enzimatici, genetici ed istologici per miocardio possono essere studiati da un arresto cardiaco modello7. Inoltre, un modello DHCA è segnalato per rivelare i meccanismi associati con risultato avverso cerebrale dopo chirurgia aortica toracica e per indagare la potenziale neuroprotective strategie6. Questi modelli, basati sul modello CPB ratto convenzionale, sono utili per valutare i vari effetti di CPB, che imita molto attentamente situazioni cliniche in chirurgia cardiovascolare.
Il tasso di sopravvivenza di questo modello dipende dal miglioramento tecnico dello sperimentatore. I fattori più critici legati alla morbosità sono il sanguinamento durante la separazione dei vasi, rottura cardiaca e retroperitoneum ematoma, che generalmente si verifica da guasto tecnico. Buona esposizione, tensione appropriata ai vasi e inserimento di una canula delicato sono esigenze chirurgiche per il successo. Mantenere la pressione sanguigna media di almeno 60 mmHg controllando il sangue riservato e ulteriore soluzione è importante per evitare l'estrema anemia e carenza di arto inferiore. Embolia gassosa per l'intestino e/o altri organi addominali è fondamentale per evitare; una volta che in questo caso, la procedura non può essere completata.
In pratica precoce di queste procedure, completamento del CPB è circa il 20% a causa della difficoltà nell'inserimento di una canula e fino a 10% sopravvivenza 4 h dopo CPB. Dopo esperienza con 20 modelli, il tasso di sopravvivenza migliore drammaticamente a quasi l'80% a causa l'emodinamica stabile durante la preparazione del modello.
All'inizio della creazione di questo modello, il volume totale del circuito CPB era 3 mL che è superiore a quella di quello attuale. Pertanto, il volume eccessivo colloidale indotta anemia critico durante CPB (significa ematocrito: 14,7%)19. Diminuendo il volume del circuito CPB e il sanguinamento chirurgico, l'ematocrito durante CPB aumentato drammaticamente al 21,3%, che ha permesso di mantenere la stabilità emodinamica.
multi-L'orifizio di 17 calibri è molto adatto per l'inserimento di una canula da vena giugulare interna a IVC attraverso l'atrio di destra, a causa della sua lunghezza adatta e morbidezza, che impedisce di portare fuori la parete venosa. Inoltre, il diametro interno multi-orifizio e sufficiente permette di ritorno venoso sufficiente e un alto tasso di successo. Introdurre il catetere nella IVC è tecnicamente difficile a causa del suo modo cieco e avrebbe facilmente forare la parete venosa o atriale.
Incannulamento arterioso per l'arteria femorale di ratti tende a causare ischemia dell'arto rispetto alla coda arteria o dell'arteria carotica20. Nella nostra esperienza, instabilità di emodinamica (BP media di meno di 60 mmHg), legatura dell'arteria femorale profonda e l'anemia critico possono causare gravi danni alle gambe. Mantenimento della pressione sanguigna, incannulamento una regione superiore dell'arteria femorale comune e mantenere un più alto ematocrito sono tutte le soluzioni per prevenire l'ischemia dell'arto causato dall'aspersione collaterale ricco innata dei ratti.
L'evasione delle catecolamine e trasfusione di sangue è necessario indagare accuratamente risposte emodinamiche, biochimiche e/o fisiologiche di test materiali e interventi. Non c'è alcun bisogno di vasopressori e trasfusione durante tutto la procedura nel nostro modello. L'anestesia profonda aumenta il rilascio di citochine infiammatorie e successivamente si deteriora organo funzione21. Profondità di anestesia appropriata, liscio e delicato inserimento di una canula della trachea animale per l'intubazione e l'incannulamento dell'arteria femorale per monitoraggio della pressione arteriosa senza sanguinamento sono importanti prima dell'inizio del CPB. In caso di instabilità emodinamica prima dell'inizio di CPB, tasso di successo è notevolmente ridotto. Durante CPB, la portata del CPB deve essere mantenuta regolando il volume del serbatoio. A 60 min dopo l'inizio di CPB, l'attenta aggiunta di volume (1-3 mL di soluzione salina) è richiesto a causa dell'instabilità emodinamica tramite i processi infiammatori. Tuttavia, l'aggiunta di un volume eccessivo colloidale provoca anemia, che può portare a condizioni instabili. Dopo CPB, il sangue nel circuito CPB deve essere restituito al ratto delicatamente in 30 min. instabilità dopo CPB significa che c'è morbosità potenziale quale ischemia in membra o intestino.
La profondità di anestesia adatto è uno dei suggerimenti in questo modello per fare diminuire la morbosità e la mortalità. Anestetici inalatori forniscono un controllo adeguato della profondità e durata dell'anestesia. Quando abbiamo intubare una cannula alla trachea, ratti devono essere presso l'anestesia profonda abbastanza per perdere i riflessi. La respirazione deve essere ritmica, ma non essere arrestata. Arresto respiratorio indica l'anestesia estremamente profonda, ipotensione e/o morte imminente, che provoca l'infiammazione sistemica. Al contrario, insufficiente anestesia provoca più stress per l'animale. Durante CPB, movimento del corpo dell'animale è fondamentale per ridurre a causa della possibile rimozione accidentale delle cannule. Controllare il vaporizzatore di isoflurane monitorando la frequenza cardiaca, pressione arteriosa e movimento della parete toracica è richiesto durante la procedura. All'inizio di CPB, la concentrazione nel sangue di isoflurane può diminuire dalla dilatazione di volume innescata. Ulteriori intraperitoneale pentobarbital possono consentire stabile profondità dell'anestesia.
Infezioni post-operatorie in ratti causa numerosi cambiamenti di parametri fisiologici22. Un modello di sopravvivenza lunga richiede manutenzione rigorosa delle condizioni sterili durante la procedura. Una camera separata e un pulito area di lavoro per procedure asettiche sono desiderabili. Il campo chirurgico e dispositivi devono essere disinfettate con alcol al 70% o un ammonio quaternario prima dell'uso. Ogni materiale che probabilmente interessa una contaminazione, quali cannule, soluzioni e materiali di sutura, deve essere in una confezione sterile. Durante CPB, che copre il campo operatorio con una garza umida di piccolo impedisce ai siti da potenziali fonti di contaminazione. Prima di chiudere le ferite, la rimozione del sangue dalla ferita e risciacquare con acqua sterile sono necessarie per evitare l'infezione della ferita. Nella nostra esperienza, nessuna infezione della ferita si è verificato 24 h dopo l'operazione.
Non ci sono limitazioni di questo modello CPB in che è completamente non può simulare situazioni cliniche. In primo luogo, questo cuore che batte il modello esibisce flusso pulsatile che è diversa dalla clinica cardiochirurgia con cuore arrestato. In secondo luogo, questo modello può essere condotta senza thoracotomy, e questo non sarebbe pienamente riprodurre clinica CPB con toracotomia mediana, che conduce a spurgo voluminoso durante la procedura chirurgica.
In conclusione, questo modello di recupero con CPB consente studi di presto - e a lungo termine più danno d'organo associato CPB. Principali vantaggi di questo modello includono la riduzione delle possibili distorsioni di trasfusioni di sangue, vasopressori o agenti inotropi. Questo modello è adatto per studiare strategie terapeutiche volte a prevenire lesioni multi-organo durante CPB.
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Disclosures
Tutti gli autori non hanno nulla di divulgare per quanto riguarda il supporto commerciale.
Acknowledgments
Apprezzamento è esteso a Dr. T. Taki e Dr. M. Funamoto per il loro supporto tecnico.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rodent Ventilator 7025 | Ugo Basile | 7025 | Ventilator |
| OxiQuant B | ENVITEC | 46-00-0023 | Oxygen Sensor |
| CMA 450 Temperature Controller | CMA | 8003759 | Temperature Controller |
| CMA 450 Heating Pad | CMA | 8003763 | |
| CMA 450 Rectal Probe | CMA | 8003761 | |
| DIN(8) to Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLAC06 | |
| Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLT0670 | |
| IX-214 Data Recorder | iWorx Systems | IWX-214 | amplifier |
| LabScribe software | iWorx Systems | software | |
| Roller pump | Furue Science | Model RP-VT | pump |
| Happy Cath | Medikit | EB 19G 4HCLs PP | 17-gauge multiorifice angiocatheter |
| SURFLO ETFE I.V. Catheter | Terumo | SR-OX2419CA | 24-gauge angiocatheter |
| Oxygenator | Mera | HPO-002 | |
| CPB circuit | Mera | custom-made | |
| Hespander fluid solution | Fresenius Kabi | 3319547A4035 | Hydroxyethyl starch |
References
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