Summary
Wir beschreiben eine Hochdurchsatz-Methode zur Messung der Schlaf durch Activity based Überwachung Haus-Käfig. Diese Methode bietet Vorteile gegenüber herkömmlichen EEG-basierten Methoden. Es kann ist gut für die Bestimmung der gesamten Schlafdauer validiert und ein mächtiges Werkzeug, Schlaf in Nager-Modelle der menschlichen Krankheit zu überwachen.
Abstract
Traditionell wird Schlaf durch ein Elektroenzephalogramm (EEG) überwacht. EEG-Studien an Nagern erfordern chirurgische Implantation der Elektroden, gefolgt von einer langen Erholungsphase. Um eine EEG-Aufzeichnung durchzuführen, ist das Tier an einen Empfänger, erstellen eine unnatürliche Leine an der Kopf-Halterung verbunden. EEG-Überwachung ist zeitaufwendig, trägt ein Risiko für das Tier, und ist keine völlig natürliche Umgebung für die Messung des Schlafes. Alternative Methoden, um Schlaf, besonders in einer Hochdurchsatz-Mode erkennen würde stark Bereich der Schlafforschung vorrücken. Hier beschreiben wir eine validierte Methode zur Erkennung von Schlaf durch Activity based monitoring Haus-Käfig. Frühere Studien haben gezeigt, dass Schlaf über diese Methode bewertet ein hohes Maß an Übereinstimmung mit dem Schlaf durch traditionelle EEG-basierten Maßnahmen definiert hat. Während diese Methode für die Gesamt-Schlafdauer validiert ist, ist es wichtig zu beachten, dass die Schlafdauer Kampf durch ein EEG bewertet werden sollte, die bessere zeitliche Auflösung hat. Das EEG kann auch REM (REM) und non - REM-Schlaf, geben mehr Details über die genaue Art des Schlafes unterscheiden. Dennoch kann Activity based Schlaf Bestimmung mehrere Tage der ungestörten Schlaf analysieren und Schlaf als Reaktion auf ein akutes Ereignis (wie Stress) bewerten verwendet werden. Hier zeigen wir die Kraft dieses Systems, die Beantwortung von Mäusen täglich intraperitoneale Injektionen zu erkennen.
Introduction
Schlaf hat wichtige Funktionen für die Wiederherstellung von Körper und Gehirn nach der täglichen Belastung der Wachheit1. Es hat sich gezeigt, dass Schlaf eine Rolle bei der Merkfähigkeit und allgemeine Gehirn Plastizität1 spielt. Das EEG ist der Goldstandard, Schlaf2zu erkennen. Bei Nagetieren erfordert EEG Überwachung chirurgische Implantation von Elektroden angebracht, um eine Kopf-Mount, woraufhin benötigt das Tier eine Zeit2wiederherstellen. Nach der Wiederherstellung das Tier ist an das Aufnahmegerät angeschlossen und erhält eine andere Periode der Gewöhnung2. Aufgrund dieser notwendigen Perioden der Erholung und Gewöhnung EEG ist zeitaufwendig und mühsam und nicht angemessen in großem Maßstab durchgeführt werden. Darüber hinaus trägt der chirurgische Eingriff der Elektrode Implantation eine Risiko für das Tier. Schließlich ist die Datenanalyse für das scoring Schlaf EEG-Studien auch sehr mühsam. Eine Alternative, nicht-invasive, Hochdurchsatz-Verfahren zur Schlafüberwachung würde stark Nagetier Schlafforschung unterstützen.
Ein Activity based Home-Käfig monitoring-System verwendet, um Schlaf zu erkennen befasst sich mit die Beschränkungen von EEG-Studien. Die einfache Prämisse ist, dass ein inaktiver Tier wahrscheinlich ein schlafendes Tier. Es hat sich gezeigt, dass 40 s der kontinuierlichen Inaktivität (Makulatur in 10 s Epochen) ist ein zuverlässiger Maßstab für Schlaf gemessen mit einem EEG (88-94 % Zustimmung gezeigt)3. Startseite-Käfig-monitoring-Systeme können verwendet werden, um große Gruppen von Tieren mit minimale Rüstzeit zu studieren. Wir haben gezeigt, dass es Tiere etwa einen Tag braucht, um zu individuellen Wohnraum in der Heimat-Käfig monitoring System4 im Gegensatz zu den Wochen der Erholung benötigt für EEG Studien2gewöhnen. Darüber hinaus können einige Setups auch physiologische Parameter wie Körpertemperatur, Herzfrequenz, Aktivität und Fütterung erkennen. Temperatur und Herzfrequenz werden von der Implantation eines kleinen Senders bestimmt. Diese Parameter können mehr Informationen über die Maus und ergänzen, unser Verständnis von Schlaf und wie es beeinflusst wird parallel zu den Schlaf-Aufnahme verwendet werden.
Während es ein mächtiges Werkzeug ist, gibt es einige Einschränkungen für die Datentypen, die von Activity based Überwachung Haus-Käfig erworben werden können. EEG-Studien können unterscheiden zwischen REM und non - REM-Schlaf, die für ein tieferes Verständnis der Schlafarchitektur wichtig sein können. Activity based Home-Käfig-monitoring-Systeme können nur Daten für die gesamte Schlafdauer. Zusätzlich, obwohl die Ausgabe für Activity based Home-Käfig Überwachung Informationen über Schlafdauer Kampf gibt, kann nicht wir Kampf Dauer wegen der inhärenten Beschränkungen der 40 s Abständen3richtig einschätzen. Trotz dieser Einschränkungen bietet die Haus-Käfig Überwachung der Schlafdauer eine wichtige biologische Maßnahme, die viele nachgeschaltete Faktoren einschließlich der Tiergesundheit und Verhalten5beeinflussen können.
Activity based Überwachung Haus-Käfig wurde zur Schlaf in vielen Studien zeigt seine Vielseitigkeit zu erkennen. Wir zitieren eine Probe von diesen Studien4,6,7,8,9,10,11,12. Neben der Methode vorgestellt gibt es andere Methoden zur Erkennung von Schlaf durch Activity based monitoring, jeweils eine eigene Einschränkungen13,14. Einige dieser Studien untersuchen längere ununterbrochenen Schlaf (72 h) während einige Schlaf untersuchen in Blöcken von 24 h. In dieser Studie stellen wir Schlafanalyse für jeden Zeitraum von 24 h nach der Antwort an täglichen intraperitoneal (IP)-Injektionen und periodische Käfig Veränderungen in einem Mausmodell der fragilen X-Syndrom (1 KO Mäusen). Wir haben 1 KO Mäuse, weil sie schlafen4 reduziert haben und Hypothese sind zu hyper-reaktiv auf sensorische Informationen15. Unsere Daten zeigen die Fähigkeit zum Erkennen von Änderungen im Schlaf-Muster als Reaktion auf ein belastendes Ereignis. Diese Methode eignet sich für den Erhalt der allgemeine Informationen über den Schlaf in großen Kohorten von Mäusen. Die Methode kann hilfreich für das Verständnis der Auswirkungen von bestimmten genetischen Veränderungen, die auf den Schlaf, die Auswirkungen der pharmakologischen Behandlungen oder Reaktionen auf Ereignisse, wie z. B. ein Stressor sein. Darüber hinaus bietet die Methode des Screenings auf eine Antwort vor Einleitung eines stärker Studien auf einfache Weise.
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Protocol
Die Verfahren wurden durch die nationale Institut für geistige Gesundheit Animal Care and Use Committee genehmigt und durchgeführt in Übereinstimmung mit den nationalen Institute der Gesundheitsrichtlinien auf die Pflege und Nutzung von Tieren.
1. Einrichten schlafen Erkennungseinheiten
- Kaufen Sie die gewünschte Anzahl von Einheiten und Software.
- Folgen Sie den Anweisungen zum Einrichten der monitoring-Systeme.
- Richten Sie einen Detektor gegenüber einem Emitter. Stellen Sie sicher die Infrarot-Strahlen nach innen stehen und auf gleicher Höhe ausgerichtet sind.
- Verwenden Sie die mitgelieferten Schrauben, um die Melder und Sender in der gewünschten Höhe auf die Metallständer zu positionieren. Diese Höhe sollte angepasst werden, so dass die Bettwäsche des Käfigs unter dem Niveau der Infrarot-Strahlen ist, aber der Strahl in der richtigen Höhe ist um das Tier Aktivität erkennen. Dadurch entsteht eine Innenfläche von 27 cm × 32 cm (10.625 × 12,75 In).
- Gegebenenfalls weitere Schrauben sind Kauf mehr an eine Hardware speichern (¼ in Pan Head Schraube 6-32).
- Verbinden Sie jeder Melder mit jeder Emittent. Schließen Sie den Emitter an der zur Verfügung gestellten Hub verbunden an den Empfänger an. Führen Sie dies für die x- und die y-Flugzeuge. Wiederholen Sie diesen Schritt für alle Setups.
- Schließen Sie den Empfänger an einen Computer mit dem mitgelieferten USB-Hub.
(2) Software-Setup
- Installieren Sie die Analysesoftware und wählen Sie die zur Verfügung gestellten Hardware Konfigurationsdatei als Standard. Die Hardware-Konfiguration-Datei sollte nur von der Firma geändert werden.
- Klicken Sie -Datei | Experiment-Konfiguration zu öffnen. Öffnen Sie die Standardkonfiguration Experiment.
- Klicken Sie auf Test | Eigenschaften.
- Klicken Sie auf die Registerkarte " Scannen " Ändern der Abtastrate bis 10 s.
- Klicken Sie auf die Registerkarte " Aktivität " ändern Sie die Aktivität Sampling-Rate auf 10 s.
- Klicken Sie -Datei | Speichern Sie Experiment als , diese Konfigurationseinstellungen für zukünftige Experimente zu speichern.
3. Tier Setup
- Beherbergen Sie einzeln die Mäuse in sauberen Käfigen, die 31 cm (12,25 In) lang und 16,5 cm (6,5 Zoll) breit sind. Zu verhindern, dass die Maus die Bettwäsche aufbaut und behindern die Balken Bettwäsche in einer Tiefe von 3 mm verwenden. Bieten Sie keine zusätzliche Nistmaterial für die Mäuse.
- Die Mäuse mit Zugang zu Nahrung und Wasser Ad Libitum durch ein Drahtvorschubgerät, die im oberen Teil des Käfigs aus dem Weg zu den Balken ruht. Bei Bedarf Nachfüllen Sie das Essen und ändern Sie die Wasserflaschen zu, wenn Käfige alle 3-5 Tage während der gesamten Dauer der Studie geändert werden.
- Richten Sie die Maus Käfig innerhalb der Infrarotstrahl einrichten, um sicherzustellen, dass es in etwa in der Mitte der Balken für eine vollständige Abdeckung ruht.
- Das Licht, das Dunkel des Raumes zyklusset ist spiegeln dunkle lichtzyklus des normalen Wohnbedingungen der Mäuse, oder wie gewünscht zu ändern, basierend auf das Experiment zu gewährleisten.
4. Vorbereitung und Spritzen von Drogen
- Erhalten Sie steriles Wasser und sterile Cyclodextrin.
- Verwenden Sie für alle Injektionen eine 1 mL Spritze mit einer Injektionsnadel 25,5-30,5 G. Eine neue sterile Nadel und Spritze sollte für jede Maus verwendet werden.
- Um die Zeit zwischen den Injektionen reduzieren, versammeln Sie sich alle Spritzen im voraus.
- Cyclodextrin-Injektionen: Cyclodextrin-Lösung durch Zugabe von 3 g Cyclodextrin, 10 mL Wasser zu einer 30 %-Cyclodextrin-Lösung vorzubereiten.
- Verabreichen Sie 0,3 mL Kochsalzlösung oder Cyclodextrin mittels IP-Injektion.
5. Software zum Aufzeichnen Schlaf
- Öffnen Sie die Standarddatei für Hardware-Konfiguration.
- Klicken Sie -Datei | Experiment-Konfiguration zu öffnen. Öffnen Sie die gewünschte oder Standard Konfiguration zu experimentieren.
- Klicken Sie auf Test | Setup.
- Bestimmen Sie den Speicherort zum Speichern der Datendatei sowie einen Speicherort für die Sicherungsdatei. Die Software erfordert, dass die Datendatei in den Programmdateien unter dem spezifischen Programmordner gespeichert werden.
Hinweis: Angesichts der Tatsache, dass einige Computer Program Files als sensibel anzeigen, möglicherweise Zugriff auf die Datendatei nicht nach dem Experiment möglich. Daher empfiehlt es sich, die backup-Datei in eine andere, nicht-sensiblen Bereich auf dem lokalen Computer zu speichern. - Benennen Sie das Tier ID zu jeder Schlaf Kammer und geben Sie das Gewicht des Tieres, wenn gewünscht. Wenn eine Kammer im Experiment nicht verwendet wird, wird Sie das Kästchen deaktivieren dieser Kammer deaktivieren. Sobald die Informationen zur Identifizierung eingegeben wurde, klicken Sie auf Fertig.
- Bestimmen Sie den Speicherort zum Speichern der Datendatei sowie einen Speicherort für die Sicherungsdatei. Die Software erfordert, dass die Datendatei in den Programmdateien unter dem spezifischen Programmordner gespeichert werden.
- Klicken Sie -Datei | Speichern Sie experimentieren als die aktuellen Experiment-Konfiguration unter dem gewünschten Dateinamen speichern.
- Klicken Sie auf Test | Führen Sie oder F5 , um die Aufnahme zu starten. Warten auf eine 10 s-Epoche, um sicherzustellen, dass alle Kammern sind Tätigkeit aufnimmt. Da die Tiere nur injiziert wurden, ist es sehr wahrscheinlich, dass die Tiere genug, um durch die Infrarotstrahlen erkannt werden bewegen werden.
- Wenn keine Aktivität erkannt wird, versuchen Sie, bewegen Sie die Maus Käfig manuell, um sicherzustellen, dass die Bewegung der Balken abholen. Weiter zur Fehlerbehebung oder in einem Arbeitsraum zu bewegen, wenn die Tätigkeit noch nicht aufgenommen wird.
Hinweis: Führen Sie das Experiment, sobald die Injektionen abgeschlossen sind.
- Wenn keine Aktivität erkannt wird, versuchen Sie, bewegen Sie die Maus Käfig manuell, um sicherzustellen, dass die Bewegung der Balken abholen. Weiter zur Fehlerbehebung oder in einem Arbeitsraum zu bewegen, wenn die Tätigkeit noch nicht aufgenommen wird.
- Decken Sie die Computer-Bildschirme mit eine opake Abdeckung, um das Licht zu blockieren. Die blinkenden Lichter auf der Aktivitätsindex zu decken.
- Führen Sie das Experiment für 24 h.
Hinweis: Aufgrund der Zeit notwendig, die Injektionen durchführen, werden es keine volle 24 h. Die Injektionen sollten zur gleichen Zeit täglich durchgeführt werden. Schlaf sollte nicht während der Injektionen aufgezeichnet werden. - Am nächsten Tag zum Zeitpunkt der Injektionen, klicken Sie Experiment | Stop um die Aufnahme zu beenden. Klicken Sie -Datei | Exportieren | Thema CSVs erzeugen , die raw-Daten für jede Maus zu sammeln.
Hinweis: Es dauert einige Zeit, um zu exportieren, so tun Sie dies sofort und fahren anschließend mit Injektionen, während der Computer verarbeitet. - Klicken Sie -Datei | Exportieren | Schlaf , die Schlaf-Datei für jedes Experiment zu exportieren, mit der Eröffnung der raw. CDTA-Daten-Datei auf jedem Computer, auf dem die Software installiert ist.
- Sicherzustellen Sie unter Erkennung Parameter radioaktiven Strahlenquelle, dass die x-Achse und die y-Achse Kontrollkästchen aktiviert sind.
- Sicherzustellen Sie unter Schlafen Schwelle Epochen, dass 4 Epochen ausgewählt werden.
- Sicherzustellen Sie unter Schlafen Schwelle Aktivität Schwelle, dass 0 zählt ausgewählt werden.
- Aktivieren Sie unter Hell-Dunkel-Zyklusden geeigneten Zeitpunkt für Hell/Dunkel-Zyklus.
- Wählen Sie unter Analyse-Fensterdie gewünschte Zeit für die Analyse. Lassen Sie bei der Injektion Studien den Tag als Standard. Legen Sie die Startzeit als ExpSTART. Legen Sie die Dauer 24:00 Uhr 24 Std.-Analyse mit die Software für maximal 72 Stunden getan werden kann.
- Speichern Sie die Konfiguration, um Zeit zu sparen für das Exportieren von Daten.
- Klicken Sie auf Aktualisieren.
- Klicken Sie auf Generieren CSV-Datei und speichern Sie die Datei an die gewünschte Position.
(6) Datenanalyse
- Öffnen Sie für jede Aufnahme-Session die Schlaf-Datei. Subjekt-ID zuweisen möchten, öffnen Sie die einzelnen CSV-Datei für jede Kammer die Thema-ID bestimmen Notieren Sie TOT schlafen HH für das Licht und die dunklen Phasen für alle Tiere.
- Überprüfen Sie die individuellen Subjekt-CSV-Datei auf Inkonsistenzen, die das Scheitern der Aufnahme anzeigt. Wenn Fernlicht zählt in einer Ebene erkannt werden, jedoch keine Grafen auf der anderen Ebene eingehalten werden, bedeutet dies Strahl Versagen.
Hinweis: Die "% schlafen" für die hellen und dunklen Phasen errechnet sich über die gesamten Aufzeichnungsdauer, die helle und dunkle Phasen umfasst. Multiplizieren Sie für 12 h hell/dunkel-Zyklen diese Zahl durch 2, die "% schlafen" in 12 h helle oder dunkle Phase zu erhalten. Angesichts der Tatsache, dass die Injektion Studien nicht für eine volle 24 h, die berechnete gehen "% schlafen" ist nicht korrekt. Um die richtige zu generieren "% schlafen", "TOT schlafen hh" dividieren durch das "Experiment verstrichene Zeit: hh," mit 2 multiplizieren, und dann multiplizieren Sie mit 100 Prozent zu. Wenn Injektionen in der leichten Phase durchgeführt wurden, dann muss nur die leichte Phase auf diese Weise angepasst werden.
- Überprüfen Sie die individuellen Subjekt-CSV-Datei auf Inkonsistenzen, die das Scheitern der Aufnahme anzeigt. Wenn Fernlicht zählt in einer Ebene erkannt werden, jedoch keine Grafen auf der anderen Ebene eingehalten werden, bedeutet dies Strahl Versagen.
- Da verschiedene Tage und Phasen miteinander verglichen werden, analysieren Sie die prozentuale Schlafdauer für jede Phase und jeden Tag.
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Representative Results
Um die Wirkung der täglichen Injektionen auf Schlaf und ob Tiere gewöhnen zu den Injektionen zu ermitteln, führten wir tägliche IP-Injektionen an 14 aufeinander folgenden Tagen um 09:00 (Licht-Zyklus begann um 06:00) und 12 1 KO C57Bl/6J Mäuse Schlafdauer erzielte. Wir nutzten ein Probanden Design, Injektion jedes Tier mit normalen Kochsalzlösung für 4 aufeinanderfolgende Tage (1-4 Tage) und dann 30 % Cyclodextrin für die folgenden zehn aufeinander folgenden Tagen (5-14 Tage). Cyclodextrin wurde ausgewählt, weil es verwendet werden, kann um hydrophobe Verbindungen für Medikamentengabe aufzulösen und uns hat interessiert, wie Fahrzeug-Injektion Schlaf in den Mäusen beeinflussen kann. Angesichts der lange Dauer der Aufzeichnung, änderten wir auch Käfige zwei Mal pro Woche während der gesamten Studie. Käfig-Änderungen wurden durchgeführt, zur gleichen Zeit wie die Injektionen an den Tagen angegeben. Durchschnittliche prozentuale Schlafdauer für die hellen und dunklen Phase berichten wir in den 14 Tagen von Injektionen und Käfig Veränderungen (Abbildung 1). Tiere haben keinen zusätzlichen Gewöhnung Zeitraum auf den Schlaf-Apparat ohne Injektionen erhalten. Wir fanden eine bedeutende Phase x Tag Interaktion (F = 16.463) (p < 0,001), darauf hinweist, dass Variation in Schlafdauer in den vierzehn Tagen zwischen den hellen und dunklen Phasen unterschieden. Post Hoct-Tests ergaben, dass in der leichten Phase Schlafdauer am 1. Tag an fast allen anderen Tagen anders als das war. Dies steht im Einklang mit den Auswirkungen der Gewöhnung an das Schlaf-Setup auch ohne Injektionen4. Auch in der leichten Phase Schlafdauer am Tage 6, 9 und 13 (wenn Käfige nach IP-Injektionen geändert wurden) war signifikant unterschiedlich (p < 0,05) als Schlafdauer auf benachbarte Tage anzeigt, dass der Käfig die Schlafdauer ändert. Zwar gibt es tägliche Abwandlung in Schlaf-Dauer (das ist ein normaler Vorgang), zufolge der deutliche Rückgang der Schlafdauer in der leichten Phase als Käfige geändert wurden Käfig Änderungen Schlaf beeinflussen. Es gab keinen signifikanten Unterschied in Schlafdauer in der leichte Phase an Tagen der Cyclodextrin-Verwaltung ohne Käfig Änderungen (z. B. 5, 7, 8, 10, 11, 12 und 14 Tage). Diese Daten deuten darauf hin, dass die Mäuse an IP-Injektionen von Cyclodextrin in relativ kurzer Zeit gewöhnt. In der dunklen Phase war Schlafdauer zwischen Tagen 2 und 6 (der erste Käfig ändern) darauf hindeutet Potentialausgleich für den Rückgang der Schlafdauer in der leichten Phase, die am 6. Tag kam es anders. Eine Alternative Darstellung der Schlafdauer, die Tage 4 bis 6 in Schritten von 2 h bricht zeigt die unmittelbare Wirkung von Injektionen und Käfig Änderungen auf Schlafdauer (Abbildung 2).
Abbildung 1: Anteil der Schlafzeit im Licht (A) und die dunklen Phasen (B) werden über den Zeitraum von vierzehn Tagen Aufnahme gezeigt. Mäuse erhielten tägliche IP-Injektionen von Kochsalzlösung (weisse Pfeile) oder 30 % Cyclodextrin (Schwarze Pfeile) auf 09:00 in der leichten Phase. Rahmen um die Pfeile zeigen eine Käfig-Änderung. Die Phase x Tag Interaktion war statistisch signifikant (p < 0,001). Post-hoc-t-Tests deuten darauf hin, dass die Schlafdauer unterschieden sich in der leichten Phase am 1. Tag von anderen Tagen unter Angabe der Gewöhnung an das Schlaf-Setup und die IP-Injektionen. Schlaf sank um Käfig Änderungen an den Tagen 6, 9 und 13 im Vergleich zu anderen Tagen (Tag 5, 7, 8, 10 11, 12 und 14). Schlafdauer nach Cyclodextrin-Injektionen war relativ stabil über die Tage wann Käfige nicht verändert wurden, angibt, die die Mäuse an die IP-Cyclodextrin Injektionen gewöhnt. Punkte stellen bedeutet ± Standardfehler des Mittelwertes (SEM) in 12 Mäuse. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Anteil der Schlafdauer über 2 h Rahmen nach Kochsalzlösung Injektionen am 4. Tag beginnt und endet am Ende des Tages 6. Jeder Datenpunkt ist als der durchschnittliche Schlaf der Mäuse in den folgenden maximal 2 h vorgestellt. Mäuse erhielten tägliche IP-Injektionen von Kochsalzlösung (weißer Pfeil) oder 30 % Cyclodextrin (Schwarze Pfeile). Injektionen erhielten am 09:00 und Schlaf Aufzeichnung fortgesetzt, nach 1-1,5 h Kästen um die Pfeile eine Käfig-Änderung anzugeben. Käfige wurden geändert, nach Injektionen bei 9 Uhr und Schlaf Aufnahmen um 11:00 Uhr wieder aufgenommen. Graue Linien geben an Schlaf, die in den lichtzyklus aufgetreten, während schwarze Linien Schlaf geben, die im dunklen Zyklus aufgetreten sind. Punkte stellen Mittel ± SEM in 12 Mäuse. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
Hier präsentieren wir Ihnen eine nicht-invasive, Hochdurchsatz-Methode zur Bestimmung der Schlafdauer basierend auf Aktivitätsüberwachung im Haus-Käfig. Diese Methode der Ermittlung des Gesamt-Schlafdauer wurde gegen EEG Studien3validiert. Activity based Überwachung Haus-Käfig ist einfach, nicht-invasive und für Bevölkerungsstudien in großer Zahl von Tieren. Es ist begrenzt, da es nicht ausführliche Informationen über den Schlaf (z. B. Kampf Dauer und Schlaf Schlafstadien) geben kann.
Fallstricke auf diese Methode der Analyse sind ziemlich einfach zu erkennen. Es ist wichtig, dass keiner der Balken während des Studiums behindert werden. Dies kann durch eine Ansammlung von Bettwäsche in einem Bereich des Käfigs auftreten. Dies kann durch Begrenzung der Höhe der Einstreu bis 3 mm und Entfernen zusätzliche Nistmaterial minimiert werden. Diese Menge an Einstreu ist ausreichend, um den Käfig Boden bedeckt und geringe Einstreu Bände nicht befunden Stresspegel Mäuse 17beeinflussen. Zusätzliches Nistmaterial Strahl Freigabe auch stören könnte und sollte deshalb nicht vorgesehen. Es ist auch wichtig, sicherzustellen, dass alle Strahlen während des Setups richtig funktionieren und die Käfige vor der Beendigung der Studiums und die Extraktion der Daten zu prüfen. Wenn ein Lichtstrahl defekt ist, könnte eine Überschätzung der Schlafdauer auftreten. Ein Strahl Fehlfunktion oder ein Hindernis kann während der Daten-Analyse-Phase durch sorgfältiger Blick auf die CSV-Datei erkannt werden. Instanzen von hohen Werten auf einer Achse ohne jede zählt auf der anderen Achse zeigen, dass eines der Sets der Balken defekt war oder verstopft. Dies könnte Ausrichtungsprobleme (der Detektor nicht richtig ausgerichtet mit dem Emitter), Verbindungsprobleme oder Ausrüstung Störung zurückzuführen. Analyse der Schlaf-Datei würde nur diese Informationen vermissen, und Schlafdauer überschätzt werden könnte, wenn es nicht für beide Richtungen strahlen Buchhaltung ist.
Ein weiterer Aspekt der Haus-Käfig Schlafüberwachung ist die Notwendigkeit einer einzigen Gehäuse. Mäuse müssen einzeln untergebracht werden, um sicherzustellen, dass Schlaf Aufnahme ist spezifisch für jede Maus untersucht. Die Dauer des Schlafes Bewertung sollte daher auf längere soziale Isolation zu verhindern. Darüber hinaus da Tiere einzeln müssen ist zur Überwachung von Heim-Käfig untergebracht, Studium der Tiere vor dem Absetzen nicht möglich. Wir haben auch gezeigt, dass es ca. 24 h dauert bis zum Gehäuse zuhause-Käfig Überwachung Zustand bei Mäusen in mehreren verschiedenen Altersstufen zu gewöhnen, aber es möglicherweise erforderlich, um Gewöhnung zu testen, wenn verschiedene Stämme oder Transgene Mäuse, die studierte4. Die Ergebnisse der aktuellen Studie zufolge auch Käfige nicht geändert werden sollte, während das Experiment, eine damit verbundene Minderung im Schlaf zu vermeiden.
Diese Methode hat die macht, Schlaf in großer Zahl von Tieren mit minimaler Arbeit und Zeit zu studieren. Deshalb verspricht es nützlich für Verhaltensstörungen Phänotypisierung von verschiedenen Nagetieren Linien und Bewertung der Auswirkungen der verschiedenen Manipulationen (einschließlich pharmakologische Studien) auf den Schlaf.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Die Autoren möchten der NIH-Fellows-Redaktion für ihre redaktionelle Unterstützung anerkennen. Diese Forschung wurde durch das intramurale Forschungsprogramm des NIMH (ZIA MH00889) finanziert. RMS wurde auch durch eine FRAXA Postdoctoral Fellowship unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Comprehensive Lab Animal Monitoring System (CLAMS) | Columbus Instruments | Equipment and software to analyze sleep duration | |
| Captisol Research Grade | Captisol | RC-0C7-100 | Captisol for dissolving hydrophobic compounds |
| 30 G BD Needle 1/2 inch | BD | 305106 | Needle for injections |
| BD Disposable Syringes | Fisher | 14-823-30 | Syringes for injections |
| B6.129P2-Fmr1tm1Cgr/J | Jackson Labs | 3025 | Fmr1 KO mice |
| Super Mouse 750 Mouse Cage | Lab Products, Inc. | Homecages for the mice | |
| SANI-Chips Bedding | PJ Murphys | Bedding for the mice |
References
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