Summary
Qui, descriviamo un metodo per fornire farmaci al sistema nervoso centrale del ratto impiantando un catetere nello spazio lombare intrateco della colonna vertebrale. Ci concentriamo sulla consegna di oligonucleotidi antisenso, anche se questo metodo è adatto per la consegna di altre modalità terapeutiche pure.
Abstract
La barriera ematoencefalica (BBB) è un'importante difesa contro l'ingresso di agenti potenzialmente tossici o patogeni dal sangue al sistema nervoso centrale (SNC). Tuttavia, la sua esistenza riduce drasticamente anche l'accessibilità di agenti terapeutici amministrati sistemicamente al SNC. Un metodo per superare questo, è quello di iniettare tali agenti direttamente nel liquido cerebrospinale (CSF), bypassando così il BBB. Questo può essere fatto tramite l'impianto di un catetere per l'infusione continua utilizzando una pompa osmotica, o per la consegna di un singolo bolus. In questo articolo, descriviamo un protocollo chirurgico per la consegna di oligonucleotidi antisenso (AsO) mirati al SNC tramite un catetere impiantato direttamente nello spazio cauda equina della colonna vertebrale del ratto adulto. Come risultati rappresentativi, mostriamo l'efficacia di una singola iniezione intratecala (IT) di bolus attraverso questo sistema di cateterizzazione nell'abbattere l'RNA bersaglio in diverse regioni del ratto CNS. La procedura è sicura, efficace e non richiede attrezzature costose o strumenti chirurgici. La tecnica qui descritta può essere adattata per fornire farmaci anche in altre modalità.
Introduction
Il sistema vascolare del sistema nervoso centrale (SNC) si è evoluto come regolatore critico dell'omeostasi, controllando il traffico di molecole, fornendo nutrienti e eliminando i rifiuti. Questo sistema è anche la prima linea di difesa dagli attacchi di agenti patogeni esterni, grazie ad una distribuzione densa di giunzioni strette lungo le pareti delle cellule endoteliali. Queste giunzioni strette costituiscono un aspetto della barriera ematoencefalica (BBB). Mentre il BBB consente il trasporto di molecole necessarie per soddisfare la domanda di nutrienti ed energia (ad esempio, ioni, glucosio), limita anche selettivamente il passaggio di agenti patogeni e sostanze chimiche tossiche1,2,3.
Ironia della sorte, la stessa funzione protettiva della BBB che limita il passaggio di patogeni e sostanze chimiche tossiche è anche il principale ostacolo alla nostra capacità di accedere facilmente al SNC con trattamenti terapeutici dopo la somministrazione sistemica all'organismo2, 4,5. Questo ruolo della BBB ha stimolato lo sviluppo di una pletora di nuove tecnologie di distribuzione di farmaci e si avvicina a6.
Un modo per superare questo ostacolo è quello di iniettare i farmaci direttamente nel liquido cerebrospinale (CSF) che continuamente perfonde sia il cervello che il midollo spinale7,8,9,10. In questo articolo, descriviamo un metodo per consegnare con successo gli agenti nello spazio lombare intrathecal posizionando l'estremità interna del catetere completamente nello spazio cauda equina della colonna vertebrale del ratto. Una descrizione di questa procedura è stata precedentemente pubblicata da Mazur et al.
Il protocollo è molto efficace e produce un tasso di successo superiore al 90% della consegna di oligonucleotidi antisenso (ASO) al SNC quando valutato dall'analisi quantitativa della reazione a catena della polimerasi (qPCR) del knockdown del gene bersaglio8. La procedura provoca un disagio minimo per gli animali, poiché il 100% dei ratti sopravvive all'intervento e mostra un minimo gonfiore intorno alla ferita chirurgica e nessun segno di disagio (ad esempio, iperattività, disidratazione, circolare, perdita di equilibrio, diminuzione dell'assunzione di cibo e disidratazione) durante l'osservazione post-operatoria. Un altro vantaggio del metodo qui descritto è che non richiede attrezzature costose, né strumenti speciali.
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Protocol
Tutte le procedure in vivo sono state eseguite nell'ambito di protocolli approvati da Biogen Institutional Animal Use and Care Committee (IACUC) che seguono le linee guida stabilite dalla Guida dei National Institutes of Health degli Stati Uniti per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.
1. Preparazione di materiali e strumenti
- Preparare le cannule guida speciale.
- Utilizzare un utensile rotante con ruota di taglio (o una sega affilata) per tagliare le due estremità di un ago da 19 G, risultando in una cannula guida lunga 1,5 cm (Figura 1Aiii). Utilizzare la ruota di macinazione dello strumento rotativo per lisciare le due estremità.
NOTA: In alternativa, le cannule guida pre-made e sterili possono essere acquistate presso un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
- Utilizzare un utensile rotante con ruota di taglio (o una sega affilata) per tagliare le due estremità di un ago da 19 G, risultando in una cannula guida lunga 1,5 cm (Figura 1Aiii). Utilizzare la ruota di macinazione dello strumento rotativo per lisciare le due estremità.
- Preparare l'assieme catetere/filo.
- Tagliare un pezzo lungo 8 cm di tubi PE-10 (tubi in polietilene, diametro 0.011 pollici) per fungere da catetere intratecale. Fai un segno di 2 cm da un'estremità con una pennarello resistente all'etanolo. Tagliare un filo di stile lungo 11 cm da filo in acciaio inossidabile rivestito in politetrafluoretilene. Inserire il filo stylet (Figura 1Aii) nel lume del catetere PE-10 (Figura 1Ai).
NOTA: per ogni animale è necessario un set di assiemi catetere/filo (Figura 1Av). In alternativa, cateteri e fili stylet possono essere acquistati da un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
- Tagliare un pezzo lungo 8 cm di tubi PE-10 (tubi in polietilene, diametro 0.011 pollici) per fungere da catetere intratecale. Fai un segno di 2 cm da un'estremità con una pennarello resistente all'etanolo. Tagliare un filo di stile lungo 11 cm da filo in acciaio inossidabile rivestito in politetrafluoretilene. Inserire il filo stylet (Figura 1Aii) nel lume del catetere PE-10 (Figura 1Ai).
- Preparare l'assemblaggio del catetere di consegna.
- Tagliare un pezzo di catetere PE-50 (5,10 cm, tubi in polietilene, diametro 0,023 pollici) (Figura 1Bi). A un'estremità del catetere PE50 inserire un adattatore per tubi 23 G (Figura 1Biv). Questo fine sarà collegato a una siringa da 100(Tabella dei Materiali)durante l'intervento chirurgico. Inserire un ago modificato da 30 G con hub tagliato (Figura 1Biii) in un pezzo di tubo PE-10 di circa 0,5 cm (Figura 1Bii) e collegare il tubo PE-10 all'altra estremità del catetere.
- L'estremità dell'ago da 30 G dell'assemblaggio del catetere di consegna (Figura 1Bv) sarà collegata all'estremità distale del catetere PE-10 impiantato nel ratto durante l'intervento chirurgico.
NOTA: in alternativa, l'assemblaggio del catetere di consegna (Figura 1Bv) può essere acquistato da un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
- Preparare l'assemblaggio della guida cannula-ago (Figura 1Avi) posizionando una cannula guida (Figura 1Aiii) alla fine di un ago da 23 G.
- Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici, tra cui la cannula guida e i set filo /catetere utilizzando uno sterilizzatore di ossido di etilene per 12 h.
NOTA: Tutti gli strumenti chirurgici ad eccezione del catetere possono essere autoclavi; catetere si scioglierà ad alta temperatura.
2. Preparazione chirurgia
NOTA: Questa procedura viene eseguita regolarmente su ratti Sprague Dawley maschili e femminili con pesi corporei compresi tra 200 g e 400 g. Due ratti sono alloggiati per gabbia sotto un ciclo di 12 h di luce / buio con libero accesso al cibo e all'acqua.
- Pesare un ratto e metterlo in una camera isoflurane per indurre l'anestesia (1-5% di isoflurane in O2, titolato per effetto).
NOTA: Il ratto viene quindi continuamente anetizzato con isoflurane per mantenere l'anestesia profonda attraverso un cono naso durante tutta la procedura. Un metodo alternativo di anestesia (ad esempio, la somministrazione di ketamina 100 mg/kg e xilazina 10 mg/kg) può essere utilizzato come approvato dalla IACUC. - Quando il ratto non risponde a un pizzico di punta, radersi la schiena dalla coda alla colonna vertebrale toracica caudale e posizionare il ratto rasato su un foglio sterile posto sulla parte superiore di una piastra di riscaldamento.
- Posizionare un tubo centrifuga conico da 50 ml sotto l'addome del ratto per flettere la colonna vertebrale nella regione lombare (Figura 2A) e applicare unguento oftalmico agli occhi.
- Iniettare buprenorphina di rilascio prolungato (1,0 mg/kg; Tabella dei materiali) sottocutaneamente nel ratto. Pulire la pelle esposta con povidone alternato e scrub alcolici e ripetere questo tre volte.
NOTA: Un sollievo dal dolore alternativo può essere utilizzato come approvato dal protocollo IACUC. - Drappo l'animale con un drappo sterile trasparente che è stato fenestrated sul sito chirurgico.
3. Chirurgia
- Con il ratto supportato dal tubo conico da 50 mL, identificare le due fosse naturali tra i muscoli sopra il bacino (frecce nella figura 2A). Con una mano che tiene quelle fosse, utilizzare l'altra mano per premere delicatamente e sentire la colonna vertebrale dalla direzione caudale alla direzione rostrale e trovare la prima rientranza maggiore tra le vertebre e questo è lo spazio intervertebrale tra S1 e L6 vertebra (Figura 2B ).
- Muoversi leggermente verso il rotolo per identificare la rientranza successiva, lo spazio intervertebrale tra le vertebre L5 e L6 e il sito di iniezione (in Figura 2A). Utilizzare un bisturi per fare un'incisione non più di 2 cm di lunghezza nella pelle lungo la linea mediana da rostral a caudal in modo che il sito di iniezione è al centro dell'incisione (linea tratteggiata in Figura 2A).
- Utilizzare forbici di scissa per sezionare il tessuto connettivo al fine di visualizzare lo strato muscolare. Quindi fare un'incisione di 1 cm nella capsula muscolare immediatamente laterale al processo spinale dorsale della vertebra lombare L6.
NOTA: A questo punto è possibile visualizzare le ossa della vertebra lombare L6. - Posizionare l'assemblaggio dell'ago cannula vicino all'aspetto anteriore della sesta vertebra lombare e spingerlo nello spazio intervertebrale lungo l'aspetto anteriore della sesta vertebra in modo che l'estremità dell'ago penetri nel canale spinale. Spingere la cannula guida in posizione lungo l'ago e rimuovere l'ago 23 G lasciando solo la cannula guida in posizione.
NOTA: È utile utilizzare pinze smussate per individuare il processo dorsale della vertebra lombare L6 prima di inserire l'ago. Generalmente, il liquido CSF può essere visto entrare nel mozzo dell'ago (questo fluido può essere tinto con un accenno di sangue, ma questo non indica che il danno è stato fatto o che l'ago non è posizionato correttamente). Gli autori non hanno visto grandi quantità di sangue o sanguinamento grave durante questa procedura. In caso di entrambi i casi, un veterinario deve essere contattato per determinare il trattamento appropriato e se gli animali devono essere eutanasia. - Inserire l'assieme catetere-filo nella cannula guida. Angolare lungo l'assemblaggio catetere-filo ad un angolo di circa 45 gradi rispetto al canale spinale e forzare la fine di circa 0,3 cm nel canale spinale.
- Rimuovere la cannula guida, lasciando il catetere con il filo stylet in posizione. Rimuovere il filo stylet di circa 2,5 cm dalla punta intratecala del catetere e far avanzare il catetere nel canale spinale fino a quando il segno di 2 cm è all'ingresso del canale (appena visibile sotto il muscolo) come mostrato nella Figura 1Bvi.
NOTA: il catetere inserito deve estendersi scomneificato nello spazio subaracnoideo. Il posizionamento di successo dovrebbe consentire la libera circolazione del catetere in quello spazio. - Ritirare completamente il filo stylet e il CSF può essere visto entrare nel catetere impiantato.
- Collegare l'assieme del catetere di consegna all'estremità dissalare del catetere impiantato tramite l'estremità dell'ago 30 G (Figura 1Bv,vi).
- Caricare 60 -L di salina sterile in una siringa da 100 luna (siringa di lavaggio). Caricare un bolo di 30 gradi del composto di prova (ad esempio, soluzione ASO) in una seconda siringa (siringa di iniezione).
- Collegare la siringa di lavaggio (caricata con salina) all'estremità dell'adattatore di tubazione dell'assieme del catetere di consegna (Figura 1Bv). Iniettare 20 - L di salina sterile nello spazio intratecale (lavaggio pre-iniezione).
- Collegare la siringa di iniezione (caricata con composto di prova) all'estremità dell'adattatore del tubo dell'assieme del catetere di consegna (Figura 1Bv). Iniettare 30 l di composto di prova nello spazio intratecale superiore a 30 s.
NOTA: Il volume di iniezione di routine di ASO è di 30 -L per ottenere un buon knockdown nel midollo spinale e nella corteccia. È stato riferito che i volumi di iniezione possono influenzare la distribuzione composta12, anche se diversi volumi di iniezione non sono stati testati. Se si utilizzano altri composti o volumi, la sicurezza e l'efficacia devono essere determinate empiricamente. - Ripetere il passaggio 3.10 e lavare il catetere con altri 40 gradi di salina sterile (lavaggio post-iniezione). Quindi staccare l'assemblaggio del catetere di consegna dal catetere impiantato.
NOTA: Lo sciacquone pre e post-iniezione è pensato per ridurre il sequestro locale dei composti e migliorare la loro distribuzione alle strutture rostrali12. - Tagliati e sigillano a punto a partire dal catetere impiantato: Mettere un paio di sterili dissezione forzano in uno sterilizzatore di perline fino a quando non sono molto calde, quindi bloccare il tubo con l'estremità calda delle pinze.
NOTA: questa azione scioglie il catetere. Così, il foro nel tubo è collassato e tutti i lati si attaccano l'uno all'altro, sigillando il tubo in modo asttico e quindi viene posto nello spazio sottocutaneo. - Utilizzare suture monofilamento assorbibili per fissare il restante catetere sigillato termicamente al tessuto connettivo. Quindi utilizzare suture monofilamento non assorbibili per chiudere la pelle sopra il catetere sigillato a caldo protetto.
NOTA: le clip della ferita possono essere utilizzate anche come approvato dal protocollo IACUC. La tecnica è compatibile con iniezioni ripetute anche se è stato utilizzato solo per iniezioni una tantora nelle nostre mani. La fattibilità delle iniezioni ripetute dovrebbe essere valutata empiricamente con l'approvazione dell'IACUC. - Utilizzare la garza e la salina per lavare il sangue dalla pelle e consentire all'animale di recuperare dall'anestesia in un'incubatrice riscaldata fino a quando non viene mobile, a quel punto viene restituito alla sua gabbia di casa (due ratti per gabbia).
NOTA: Quando si eseguono interventi chirurgici su più ratti nello stesso giorno, pulire gli utensili che utilizzano l'acqua per rimuovere il sangue e ri-sterilizzare utilizzando uno sterilizzatore a perline asciutto riscaldato (per almeno 20 s, con il tempo di raffreddarsi) tra gli animali. Ogni 5 animali viene utilizzato un nuovo set di strumenti. - Monitorare gli animali ogni giorno per almeno 3 giorni dopo l'intervento chirurgico e continuare a monitorare gli animali settimanalmente dopo il recupero dall'intervento chirurgico secondo il protocollo IACUC.
NOTA: Se si verificano complicazioni (ritenzione urinaria, infezioni da incisione, disturbo neurologico come convulsioni o paralisi), un veterinario deve essere contattato per determinare il trattamento appropriato e se gli animali devono essere eutanasia. Se non viene utilizzato il rilascio prolungato buprenorphine, il sollievo dal dolore deve essere somministrato ogni giorno dopo l'intervento chirurgico secondo il protocollo IACUC.
4. Valutazione del knockdown specifico del tessuto dopo l'iniezione di IT
- Due settimane dopo l'iniezione di aSO di bolus IT, raccogliere diverse regioni del cervello (ad esempio, corteccia cerebrale, striato e cervelletto) così come diversi segmenti del midollo spinale (cioè, cervicale, toracico e lombare). Estrarre l'RNA totale del tessuto utilizzando un kit di estrazione dell'RNA commerciale ed eseguire la reazione di sintesi cDNA come descritto in precedenza13.
NOTA: i reagenti standard sono stati utilizzati per qPCR con i seguenti assays: ratto Malat1 e ratto GAPDH. I livelli relativi di trascrizione sono stati calcolati utilizzando il metodo2 -z CT (CT - ciclo di soglia).
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Representative Results
Usando il metodo descritto qui, abbiamo iniettato due gruppi di ratti femmine adulti (250-300 g; n - 10/gruppo) con un singolo bolfo di PBS salina bufferizzato di fosfato o 300 g di ASO che prendono di mira il lungo RNA Malat1 non codificante (linc); nel nostro laboratorio usiamo abitualmente il Malat1 ASO come composto di utensili, perché Malat1 è espresso onnipresente e ad alti livelli in tutti i tessuti14, compresi cervello e midollo spinale. L'ASO Malat1 funziona attraverso un meccanismo mediato da RNaseH115 che degrada l'RNA, portando al knockdown (KD). Nell'esperimento qui descritto, abbiamo raccolto diverse regioni del cervello (ad esempio corteccia cerebrale, striato e cervelletto) così come il segmento lombare del midollo spinale, due settimane dopo la consegna dell'ASO. L'RNA di ciascuna regione raccolta è stato poi estratto e analizzato tramite qPCR, per valutare i livelli di espressione dell'RNA di Malat1.
Quando l'agente testato è un ASO, si consiglia di: 1) raccogliere sempre più regioni del CnS, al fine di confrontare l'efficacia ASO; 2) data la complessità tecnica del metodo chirurgico, si consiglia di includere un gruppo di controllo positivo, dove un composto con proprietà farmacocinetiche e farmacodinamiche ben consolidate (ad esempio, Malat1 ASO nel nostro laboratorio) viene testato in parallelo all'agente di prova; questo fornirà informazioni sull'efficacia degli interventi chirurgici, in caso di risultati imprevisti o inspiegabili (ad esempio, la mancanza o l'insufficiente regolazione dell'RNA).
Nell'esperimento qui descritto, abbiamo ottenuto un KD molto buono in tutte le regioni raccolte, come illustrato nella Figura 3. Tuttavia, abbiamo osservato un certo grado di variabilità regionale con il midollo spinale che mostra la più alta percentuale di KD (corteccia cerebrale - 87% KD, striato - 77% KD, cervelletto - 74% KD, midollo spinale - 94% KD). Non abbiamo avuto accesso all'efficienza di abbattimazione in vivo prima di 2 settimane dopo l'intervento chirurgico. Nelle nostre esperienze con diversi ASO, abbiamo rilevato un abbattimenti significativo dei geni bersaglio fino a 6-8 settimane dopo l'intervento chirurgico (dati non mostrati). Uno studio del corso temporale dovrebbe essere effettuato se l'efficienza di abbattimazione dipendente dal tempo precisa di una determinata ASO è interessante.
Figura 1: set di materiali e cateteri personalizzati utilizzati nelle iniezioni intratecali. (A) L'assieme catetere/filo (v) viene realizzato inserendo un filo di stile (ii) nel lume del catetere del catetere PE-10 (i). L'assemblaggio cannula/ago (vi) viene realizzato inserendo un ago da 23 G nel lume della guida cannula (iii). (B) L'assemblaggio del catetere di consegna (v) è effettuato collegando l'adattatore di tubi ad un'estremità del catetere PE-50 e collegando l'ago da taglio da 30 G all'altra estremità utilizzando un pezzo di catetere PE-10 (ii) come adattatore. Durante l'intervento, l'estremità dell'ago 30 G dell'assemblaggio del catetere di erogazione (v) è collegata alla parte superiore del catetere impiantato (vi), dopo che l'altra estremità del catetere impiantato viene inserita nello spazio intrathecal dell'animale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Identificazione del sito di iniezione e della linea di incisione. (A) Con l'addome del ratto sostenuto da un tubo conico da 50 mL, le due fosse tra i muscoli sopra il bacino sono facilmente visibili (frecce). (B) Con una mano che tiene le fosse, utilizzare l'altra mano per premere delicatamente e sentire la colonna vertebrale e trovare lo spazio intervertebrale tra le vertebre L5 e L6, cioè il sito di iniezione (in La linea tratteggiata nel pannello A mostra la linea di incisione con il sito di iniezione al centro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Una singola iniezione di ASO riduce il ratto Malat1 in vivo. Abbiamo iniettato un singolo bolo di PBS o 300 g di Malat1 ASO; due settimane dopo l'intervento abbiamo raccolto diverse regioni del SNC e quantificato i livelli di espressione dell'RNA di Malat1. Abbiamo ottenuto un buon KD di Malat1 RNA in tutte le regioni analizzate, con una certa variabilità tra le regioni (corteccia cerebrale - 87% KD, striato , 77% KD, cervelletto 74% KD, midollo spinale - 94% KD; barre di errore - SEM). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il presente articolo mostra un potente metodo per fornire agenti terapeutici direttamente nel ratto CNS. In teoria, una tecnica simile può essere eseguita anche nei topi, anche se a causa delle dimensioni più piccole, il metodo può essere più impegnativo. Pertanto, il nostro gruppo esegue iniezioni intracerebroventricoculari (ICV) nei topi per la somministrazione di farmaci CNS, che raggiungono gli stessi obiettivi attraverso una diversa via di somministrazione. Tale metodo è stato descritto in un altro studio16.
Il vantaggio del metodo qui descritto è che non richiede attrezzature costose, né strumenti speciali. Si consiglia di preparare l'assieme catetere/filo illustrato nella Figura 1Un tempo precedente. Si dovrebbe preparare almeno come molti gruppi di catetere / filo come ci sono ratti nello studio, anche se suggeriamo di preparare alcuni assemblaggi catetere / filo in caso di alcuni sono danneggiati o devono essere sostituiti durante l'intervento chirurgico.
Una volta che la tecnica è padroneggiata, l'intera procedura descritta richiede circa 25 min per ratto, consentendo così il trattamento di molti ratti entro un giorno. Se una persona esegue l'intervento chirurgico sul primo ratto, e una seconda persona fa preparazione chirurgica sul ratto successivo, due ratti possono essere elaborati allo stesso tempo per ridurre il tempo per animale. Per un operatore esperto, c'è ancora una piccola possibilità per l'ago di raggiungere lo spazio epidurale invece di spazio subaracnoideo. L'osservazione del riflusso CSF è un buon indicatore della corretta posizione dell'ago, ma non è perfetta. Raccomandiamo di eseguire un saggio di coinvolgimento mirato come l'analisi di abbattimento dell'RNA descritta nella sessione dei risultati per confermare la corretta consegna del composto di prova.
Stabilire tecniche come quella qui descritta è fondamentale per lo sviluppo di una solida pipeline di ricerca pre-clinica in grado di far progredire le terapie di targeting per il SNC. Infatti, la fornitura IT di ASO come intervento terapeutico è un metodo che è attualmente in fase di escura per il trattamento di molti disturbi del CNS17,18,19,20. Nusinersen, un trattamento a base di ASO per pazienti affetti da atrofia muscolare spinale (SMA), è stato recentemente approvato in diversi mercati in tutto il mondo, dimostrando l'applicabilità di questo metodo anche ai pazienti pediatrici21,22, 23.
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Disclosures
Gli autori sono tutti dipendenti di Biogen, Inc. o Ionis Pharmaceuticals. Gli autori ricevono gli oligonucleotidi antisenso descritti nell'articolo da Ionis Pharmaceuticals.
Acknowledgments
Vorremmo ringraziare Ionis Pharmaceuticals per la fornitura degli ASO descritti nell'articolo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture | 3M | 1020 | |
| 70% ethanol | Decon Laboratories, Inc | 8416-160Z | |
| Alcohol swab sticks | Dynarex | NO 1204 | |
| BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip | BD | 1ml TB Luer-Lok tip | BD 302830 |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in | BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P) |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in | BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B) |
| BD Intramedic PE Tubing Adapters | BD | 23 gauge intramedic luer stub adaper | BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E |
| BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G | BD | BD 305128 | |
| Buprenorphine Sustained Release-lab | ZooPharm | Prescription required | |
| Ethylene oxide sterilizer | Andersen Sterilizer INC. | AN 74i, gas sterilizer | AN 74i |
| Guide cannula | BD | 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle | BD 305186 |
| Hamilton syringe 100ul | Hamilton company | Hamilton syringe 100ul | |
| Hot bead Sterilizer | Fine Science Tools | STERILIZER MODELNO FST 250 | |
| Ophthalmic ointment | Dechra veterranery product | 17033-211-38 | |
| Pocket Pro Pet Trimmer | Braintree Scientific | CLP-9931 B | |
| Povidone scrub | PDI | S48050 | |
| Saline | Baxter | Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml | FE1306G |
| Scalpel | Feather | disposable scalpel | No. 10 |
| Small animal heating pad | K&H Manufacturing | Model # 1060 | |
| Stylet Wire | McMaster-Carr | 1749T14 | LH-36233780 |
| Surgery Towel drape | Dynarex | 4410 | |
| Surgical scissors and forceps | FST and Fisher Scientific | ||
| Sutures | Ethicon | 4-0 or 5-0 | |
| Tool to make the Guide cannular | Grainger | Rotary tool (Dremel) | 14H446 (Mfr: EZ456) |
| EZ lock cut off Wheel | 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24) | ||
| Grinding Wheel, Aluminum Oxide | 38EY44 (Mfr: EZ541GR) | ||
| EZ lock Mandrel | 1PKX8 (Mfr: EZ402-01) | ||
| Diamond wheel floor Tile | 3DRN4 (Mfr: EZ545) | ||
| Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure | |||
| Dosing catheter system | SAI Infusion Systems | RIDC-01 | |
| Guide cannula | SAI Infusion Systems | RIDC-GCA | |
| Internal Catheters | SAI Infusion Systems | RIDC-INC | |
| Stylet Wire | SAI Infusion Systems | RIDC-STY |
References
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