Summary
Questo articolo dimostra l'uso di flussometria Doppler laser per valutare la capacità della circolazione cerebrale di autoregolare il suo flusso sanguigno durante la riduzione della pressione arteriosa.
Abstract
Quando si studiano i meccanismi del corpo per regolare il flusso sanguigno cerebrale, è possibile ottenere una misurazione relativa del flusso sanguigno microcircolatorio utilizzando la flowmetria Doppler laser (LDF). Questo documento dimostra una preparazione del cranio chiusa che consente di valutare il flusso sanguigno cerebrale senza penetrare il cranio o installare una camera o una finestra cerebrale. Per valutare i meccanismi di autoregolamentazione, un modello di riduzione controllata della pressione sanguigna tramite emorragia graduata può essere utilizzato mentre allo stesso tempo impiega l'LDF. Ciò consente il monitoraggio in tempo reale dei cambiamenti relativi nel flusso sanguigno in risposta a riduzioni della pressione arteriosa prodotta dal ritiro del volume sanguigno circolante. Questo paradigma è un valido approccio per studiare l'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale durante la riduzione della pressione sanguigna arteriosa e, con piccole modifiche nel protocollo, è anche prezioso come modello sperimentale di shock emorragico. Oltre a valutare le risposte autoregolatorie, LDF può essere utilizzato per monitorare il flusso sanguigno corticale durante lo studio dei meccanismi metabolici, miogenici, endoteliali, umorali o neurali che regolano il flusso sanguigno cerebrale e l'impatto di vari meccanismi sperimentali interventi e condizioni patologiche sul flusso sanguigno cerebrale.
Introduction
I meccanismi autoregolanti nella circolazione cerebrale svolgono un ruolo cruciale nel mantenimento dell'omeostasi e della normale funzione cerebrale. L'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale è influenzata da molteplici fattori tra cui la frequenza cardiaca, la velocità del sangue, la pressione di perfusione, il diametro delle arterie di resistenza cerebrale e la resistenza microcircolatoria, che svolgono un ruolo nel mantenere costante il flusso sanguigno cerebrale totale nel cervello sulla gamma fisiologica delle pressioni sistemiche. Quando aumenta la pressione arteriosa, questi meccanismi restringono arteriole e arterie di resistenza per prevenire aumenti pericolosi nella pressione intracranica. Quando la pressione sanguigna arteriosa diminuisce, i meccanismi di controllo locali dilatano le arteriole per mantenere la perfusione dei tessuti e la consegna di O2. Varie condizioni patologiche come l'ipercapnia, la lesione cerebrale ipossica traumatica o globale e la microangiopatia diabetica1,2,3,4,5,6 possono interrompere la capacità del cervello di autoregolarne il suo flusso sanguigno. Ad esempio, l'ipertensione cronica sposta l'effettiva gamma di autoregolazione verso pressioni più elevate7,8,9e una dieta ad alto sale (HS) non solo interferisce con la normale dilatazione dipendente dall'endotelio nella microcircolazione cerebrale10, ma compromette anche la capacità dei meccanismi di autoregolamentazione nella circolazione cerebrale di dilatare e mantenere la perfusione dei tessuti quando la pressione arteriosa è ridotta di11. L'autoregolazione cerebrale è compromessa anche nei ratti sensibili al sale Dahl quando vengono alimentati con una dieta HS12.
Durante la riduzione della pressione arteriosa, la dilatazione delle arterie di resistenza cerebrale e arteriole ritorna inizialmente il flusso sanguigno cerebrale ai valori di controllo nonostante la ridotta pressione di perfusione. Man mano che la pressione arteriosa si riduce ulteriormente, il flusso sanguigno cerebrale rimane costante alla pressione inferiore (fase plateau della risposta autoregolatoria) fino a quando la vascolatura non può più dilatare per mantenere il flusso sanguigno alla pressione più bassa. La pressione più bassa alla quale un organo può mantenere il flusso sanguigno normale è definita il limite inferiore dell'autoregolazione (LLA). A pressioni inferiori al LLA, il flusso sanguigno cerebrale diminuisce in modo significativo dai valori di riposo e diminuisce in modo lineare con ogni riduzione della pressione arteriosaperfusione 13,14. Uno spostamento verso l'alto nel LLA, come osservato nell'ipertensione7,8,9, può aumentare il rischio e la gravità della lesione ischemica in condizioni in cui la pressione perlano arteriosa è ridotta (ad esempio, infarto miocardico, ictus ischemico o shock circolatorio).
LDF ha dimostrato di essere un approccio estremamente prezioso per valutare il flusso sanguigno nella microcircolazione in una varietà di circostanze, tra cui l'autoregolazione del flusso sanguigno nella circolazione cerebrale11,14,15. Oltre a valutare le risposte autoregolatorie, LDF può essere utilizzato per monitorare il flusso sanguigno corticale quando si studia meccanismi metabolici, miogenici, endoteliali, umorali o neurali che regolano il flusso sanguigno e l'impatto di vari interventi sperimentali e condizioni patologiche sul flusso sanguigno cerebrale10,16,17,18,19,20,21.
LDF misura lo spostamento della luce laser riflessa in risposta al numero e alla velocità delle particelle in movimento, in questo caso i globuli rossi (RBC). Per gli studi di autoregolazione vascolare cerebrale, la pressione arteriosa viene modificata dall'infusione di un agonista alfa-avverso per aumentare la pressione arteriosa (perché la circolazione cerebrale stessa è insensibile agli agonisti vasoconstrictor alfa-sensibili)12,15 o tramite ritiro controllato del volume sanguigno per ridurre la pressione arteriosa11,14. Nel presente studio, LDF è utilizzato per dimostrare gli effetti della riduzione graduata della pressione sanguigna sull'autoregolazione cerebrale in un ratto sano. Sebbene i metodi del cranio aperto e chiuso siano stati descritti nella letteratura22,23,24,25, il presente documento dimostra una preparazione del cranio chiusa, consentendo di valutare il flusso sanguigno cerebrale senza penetrare il cranio o installare una camera o una finestra cerebrale.
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Protocol
Il Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ha approvato tutti i protocolli descritti in questo documento e tutte le procedure sono in conformità con il National Institutes of Health (NIH) Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) Regolamenti.
1. Animali sperimentali e preparazione per la registrazione
- Usa i ratti Sprague-Dawley di 8-12 settimane del peso di 250-300 g. Per questi esperimenti, nutrire i ratti una dieta standard composta da 0,4% NaCl, 200 g/kg di caseina, 3 g/kg DL-metionina, 497,77 g/kg di saccarosio, 150 g/kg di amido di mais, 50 g/kg di olio di mais, 50 g/kg di cellulosa, 2 g/kg di colina bitartrate, 35 g/kg di miscela minerale di
- Registrare la pressione sanguigna arteriosa e letture LDF utilizzando un software di acquisizione dati o qualsiasi metodo di registrazione comparabile.
- Collegare il trasduttore di pressione arteriosa a un canale del sistema di registrazione e la sonda LDF all'altro canale del sistema di registrazione.
- Prima della misurazione, calibrare la sonda Doppler laser per impostare uno standard di motilità e garantire che il misuratore di flusso Doppler laser fornisca un'uscita costante.
- Preparare l'attrezzatura aggiuntiva necessaria per la chirurgia preparatoria e per l'esperimento: un microscopio dissettivo, un ventilatore di roditore, un monitor di CO2 di marea finale, uno strumento stereotassico per fissare la testa del ratto in posizione e un micromanipolatore per localizzare la sonda LDF sulla microcircolazione del pial e mantenerla in una posizione costante.
2. Preparazione chirurgica
- Pesare il ratto e ananetizzare l'animale in una camera di induzione con 3.5% isoflurane e 30% O2 integratore.
- Rimuovere l'animale dalla camera di induzione e sostituire una maschera anestetica condogli 1,5-3% isoflurane con un integratore 30% O2.
- Mettere il ratto su una coperta d'acqua circolante mantenuta a 37 gradi centigradi e controllare i riflessi con un pizzico di punta per assicurarsi che ci sia un riflesso di ritiro. Applicare unguento oftalmico sterile su entrambi gli occhi per prevenire la disidratazione corneale.
- Rasare la parte superiore del cranio, zona del collo ventrale, e triangoli femorali. Rimuovere i capelli sciolti da quelle aree e pulire con l'alcol sfregamento.
- Posizionare il ratto in una posizione supina su una piastra di riscaldamento con una pompa di acqua calda circolante per mantenere la temperatura corporea dell'animale a 37 gradi centigradi e fissarlo temporaneamente al pad utilizzando nastro medico.
- Installare una cannula tracheale (PE240 tubi in polietilene) attraverso un'incisione ventrale nel collo come descritto altrove26.
- Attaccare la cannula tracheale a un monitor di CO2 di marea finale e al ventilatore che eroga 2,5-3,0% isoflurane (a seconda delle dimensioni dell'animale) e un completamento di inalazione del 30% O2. Assicurarsi che la frequenza respiratoria, il tempo di inspirazione e il volume di ventilazione dei minuti siano impostati e monitorati per garantire un'estremità scaduta di CO di mareadi circa 35 mmnel durante l'esperimento.
NOTA: Questo è generalmente ottenuto con una frequenza respiratoria di circa 48-60 respiri/min, un volume di marea di 1,70–2,30 mL e un tempo di ispirazione di 0,50–0,60 s per un ratto da 250-300 g. - Riempire due cannule in polietilene PE50 con 1 U/mL di eparina nella soluzione NaCl isotonica per prevenire la coagulazione e mantenere la pacienza dei cateteri. Dopo il riempimento, sfumare l'estremità aperta di ogni cannula con forbici chirurgiche per facilitare l'inserimento nell'arteria.
- Cannulate le arterie femorali destra e sinistra come descritto altrove27 per consentire il monitoraggio continuo della pressione arteriosa in un catetere e ritiro del sangue dall'altro catetere.
- Dopo aver accuratamente separare le arterie dal tessuto circostante sotto un microscopio dissettivo, legarsi l'estremità distale dell'arteria e posizionare due suture aggiuntive intorno alle estremità centrali e prossimali dell'arteria senza stringere i nodi.
- Utilizzare la sutura prossimale come legatura di sollevamento per prevenire il sanguinamento dall'arteria dopo l'incisione per l'inserimento della cannula (passaggio 2.11).
- Inserire un filo a forma di V modellato da una graffetta sotto l'arteria per occludere il vaso fino a quando la cannula è fissata.
- Sotto un microscopio dissezioso fare una piccola incisione nell'arteria femorale vicino alla legatura distale utilizzando forbici Vannas. Inserire l'estremità svelata della cannula nell'incisione e farla avanzare nell'arteria femorale. Stringere il nodo sulla legatura centrale per fissare la cannula in posizione in modo che non venga sloggiata dalla pressione arteriosa quando la legatura di sollevamento o la graffetta viene rimossa.
- Dopo che la legatura centrale è stretta, rilasciare la tensione sulla legatura di sollevamento e / o rimuovere la graffetta, e stringere la legatura prossimale.
- Chiudere l'incisione con suture fini (seta 3-0) o un fiocco chirurgico. In alternativa, posizionare una garza umida sul sito di incisione, a seconda delle dimensioni dell'incisione.
3. Assottigliamento del cranio per le misurazioni LDF
- Immediatamente dopo le cannule sono in posizione, posizionare l'animale in posizione sternale e fissare la testa in un dispositivo stereotassico, facendo attenzione a non spostare i cateteri o tubo tracheale.
- Utilizzare forbici chirurgiche per fare un'incisione ellittica nella pelle che copre il cranio. Utilizzare un tampone di cotone per rimuovere qualsiasi tessuto connettivo, assicurando che il cranio sia pulito e asciutto. Posizionare un piccolo pezzo di carta velina allungato e arrotolato intorno all'incisione sul cuoio capelluto per fermare qualsiasi sanguinamento.
- Sotto il microscopio dissecinte, utilizzare uno strumento Dremel o un trapano dentale con una punta di perforazione di 2,15 mm per assottigliare una piccola area di osso (circa 0,5-1 cm a seconda delle dimensioni del ratto) nell'area parietale sopra la corteccia somatosensoriale sinistra o destra.
AMMONIMento: Assottigliare l'osso lentamente e con attenzione per evitare di penetrare il cranio. Durante l'esecuzione di questo passaggio, soluzione salina deve essere applicata liberamente per evitare che l'area di surriscaldamento. - Una volta che il cranio è stato assottigliato e l'area ha un aspetto rosa e/o i vasi sanguigni sono visualizzati, coprire l'area con olio minerale e utilizzare un micromanipolatore per posizionare la sonda Doppler laser sulla microcircolazione cerebrale esposta in modo che la punta della sonda stia solo toccando la parte superiore del pool di olio minerale (Figura 1).
NOTA: È essenziale effettuare misurazioni LDF in un'area in cui non vi sono vibrazioni esterne che interferirebbero con le letture di Doppler laser e che la sonda è fissata saldamente sulla stessa area di destinazione durante l'esperimento.
4. Valutazione dell'autoregolazione vascolare cerebrale
- Una volta fissata la sonda LDF in posizione, lasciare un periodo di conquistimento di 30-45 orecazione prima di iniziare l'esperimento. Dopo il periodo di equilibratore, misurare la pressione arteriosa media (MAP) e laser flusso sanguigno cerebrale (LCBF) ogni 30 s per 2 min e la media dei valori per ottenere i valori di base per la pressione sanguigna della emorragia e LCBF.
- Per valutare l'autoregolazione vascolare cerebrale in risposta alla riduzione della pressione arteriosa, misurare l'LCBF e MAP dopo successivi prelievi di 1,5 mL di sangue dall'arteria femorale11. Per mantenere il brevetto del catetere, assicurarsi che un volume di soluzione di eparina (100 U/mL in salina isotonica) approssimativamente uguale al volume del catetere sia infuso dopo ogni prelievo di sangue.
NOTA: Quando si infonde la soluzione di eparina per mantenere la patenza del catetere, è importante abbinare il volume della soluzione di eparina al volume del catetere il più vicino possibile per evitare che l'animale riceva troppa eparina, il che potrebbe causare Sanguinamento. - Dopo ogni prelievo di volume di sangue, lasciare che il ratto equilibrate per 2 min, dopo di che il MAP e LCBF vengono registrati ogni 30 s per 2 min. Ripetere i prelievi di volume di sangue fino a quando l'animale raggiunge una mappa di circa 20 mmHg.
- Determinare l'effettiva gamma di autoregolamentazione identificando la gamma di pressione sanguigna dalla MAP della emorragia al LLA (passaggi 4.5 e 5.3, di seguito).
- Determinare il LLA identificando la pressione più bassa in cui LCBF torna ancora all'interno del 20% del valore di controllo della emorragia in seguito al ritiro del volume sanguigno, come descritto in precedenza11,28 o identificando il punto di intersezione delle linee di regressione determinato durante la fase di plateau dell'autoregolazione e al di sotto della LLA, dove LCBF diminuisce ad ogni successivo prelievo del sangue (passaggio 5.3, sotto).
NOTA: I criteri per la definizione dell'altopiano LLA e dell'autoregolamentazione possono differire tra i laboratori (ad esempio, Takada et al.28 rispetto a Jones et al.29) e le procedure per ridurre la pressione arteriosa (ad esempio, il ritiro di un volume specifico di sangue rispetto a un'emorragia controllata per raggiungere specifici livelli di pressione arteriosa)11. - Alla fine dell'esperimento, eutanasia l'animale creando uno pneumotorace bilaterale sotto un piano chirurgico di anestesia, come approvato dall'IACUC.
- I valori di LDF ottenuti nel tessuto dopo l'eutanasia forniranno il valore di flusso della linea di base zero per la configurazione sperimentale.
5. Analisi statistica
- Eseguire l'analisi di regressione lineare per valutare la correlazione tra i valori LDF e la corrispondente pressione arteriosa. Utilizzare le letture LDF di base ottenute dopo che l'animale è eutanasia per garantire che non vi fosse alcun segnale LDF non specifico che influenza le portate misurate.
- Calcolare il LLA utilizzando l'intersezione tra le linee di regressione sopra e sotto l'altopiano autoregolatore. Per calcolare l'LLA utilizzando questo metodo, combinare le due equazioni di regressione e risolvere l'equazione risultante per la pressione arteriosa.
- Quando si confrontano diversi gruppi sperimentali, utilizzare l'analisi di regressione lineare per calcolare le pendenze del rapporto di pressione LDF contro arteriosa sopra e sotto il LLA per ogni animale e riassumerle come media : SEM per gli animali in quel gruppo sperimentale.
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Representative Results
La figura 2 riassume i risultati degli esperimenti condotti in 10 ratti Maschi Sprague-Dawley alimentati con chow di laboratorio standard. In tali esperimenti, media LCBF è stato mantenuto entro il 20% del valore di emorragia dopo i primi tre prelievi del volume di sangue, fino a quando la pressione arteriosa media ha raggiunto il LLA. I successivi prelievi di volume sanguigno a pressioni al di sotto del LLA hanno causato una progressiva riduzione di LCBF, dimostrando che la circolazione cerebrale non era più in grado di produrre un livello sufficiente di vasodilazione per mantenere costante il flusso sanguigno cerebrale alle pressioni di perfusione più basse.
La figura 3 riepiloga la relazione tra la pressione arteriosa media e LCBF nella fase di plateau (MAP >65 mmHg) e la fase di scompiglio (MAP <65 mmHg) dell'autoregolazione CBF. Alle pressioni a pressione o al di sopra del LLA, non vi era alcuna correlazione significativa tra LCBF e pressione arteriosa (r2 - 0,0246; p - 0,3534), dimostrando che la LCBF era indipendente dalla pressione arteriosa nella gamma dell'altopiano della curva autoregolante. Al di sotto del LLA, il rapporto di pressione LCBF/arterioso aveva una pendenza negativa e LCBF era significativamente correlato con la pressione arteriosa (r2 - 0,7907; p - 8,7 x 10–25).
Figura 1: Posizionamento della sonda Doppler laser sul cranio assottigliato di un ratto anestesizzato. Ratto nell'apparato stereotassico con una sonda LDF posizionata su un'area assottigliata del cranio e tenuta in posizione con un micromanipolatore. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale in risposta a riduzioni indotte da emorragia nella pressione arteriosa. La relazione riepilogativa tra il ritiro del volume sanguigno del sangue e (A) significa pressione arteriosa (MAP) e(B) flusso sanguigno cerebrale laser (LCBF) nei ratti alimentati con una dieta standard e sottoposti a ritiri sequenziali del volume sanguigno. I dati mostrati come media : SEM per n - 6–10 dopo ogni ritiro del volume di sangue. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Relazione tra la pressione arteriosa media e il flusso sanguigno cerebrale laser. Durante la fase dell'altopiano della risposta autoregolatrice (n - 37 osservazioni) e nella fase di sifpensativa della risposta (sono riportate le pressioni arteriose, dove le pressioni arteriose sono scese al di sotto del LLA (65 mmHg). LCBF è stata altamente correlata con la MAP nella fase scompigliata dell'autoregolazione (r2 - 0,7907; p - 8,7 x10–25) ma non durante la fase di altopiano dell'autoregolazione (r2 - 0,0246; p - 0,3534). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Valutazione delle risposte del flusso sanguigno dei tessuti con Laser Doppler Flowmetry (LDF). Come notato in precedenza, il segnale LDF è proporzionale al numero e alla velocità delle particelle in movimento, in questo caso RBC, nella microcircolazione. Le letture LDF in diversi organi sono ben correlate al flusso sanguigno dell'intero organo valutato con metodi stabiliti come i misuratori di flusso elettromagnetico e le microsfere radioattive30 e sono generalmente coerenti con gli studi che valutano la regolazione del tono attivo nei preparati arteriosi cannulati10,31,32,33,34 e preparati microcircolatori in situ35,36.
Una considerazione quando si conducono studi di autoregolazione cerebrale, e possibilmente autoregolazione in altri letti vascolari, è il potenziale effetto dell'anestesia sulle risposte autoregolatrici. Anche se l'autoregolazione cerebrale era presente nello studio attuale e in uno studio precedente del nostro gruppo11 e coerente con gli effetti noti di una dieta HS sulle risposte vasodilattori delle arterie di resistenza cerebrale31,32,37, il pial ratto arterioles35 e le arterioles in situ della sacca della guancia del criceto36, anestesia isoflurano è stato segnalato per avere un forte effetto vasodilatare38 e per causare soppressione cardiovascolare 39. L'Isoflurane è stato anche segnalato per causare una perdita di autoregolazione vascolare cerebrale nei topi40,41, così alcuni ricercatori hanno usato l'anestesia alfa-cloraceo sia da solo41 o in combinazione con uretano42 per studiare l'autoregolazione cerebrale invece.
I numeri e le velocità di RBC variano all'interno di un letto microcircolatorio, tra gli individui e all'interno di un singolo soggetto nel tempo. Pertanto, l'LDF non fornisce un valore assoluto del flusso sanguigno all'interno di un organo o della sua microcircolazione, tra organi diversi o in diverse regioni della microcircolazione. Pertanto, è essenziale fissare saldamente la sonda LDF in modo che rimanga nella stessa posizione e non sia soggetta ad alcuna vibrazione durante l'esperimento. Per valutare con precisione i cambiamenti nel flusso sanguigno cerebrale, la testa del ratto è posizionata in uno strumento stereotassico e la sonda LDF è tenuta in un micromanipolatore su un'area assottigliata del cranio per prevenire artefatti di movimento e per mantenere la posizione della sonda rispetto alla regione studiata (Figura 1). Qualsiasi movimento della sonda lontano dal suo sito iniziale produrrà un segnale determinato dal flusso sanguigno in una diversa area del tessuto, impedendo confronti. Anche se LDF non fornisce una misurazione del flusso sanguigno assoluto, se eseguita correttamente è ancora un approccio conveniente e prezioso per valutare la regolazione del flusso sanguigno a livello dell'intero letto vascolare30, e la grandezza degli aumenti o delle diminuzioni relative nel flusso LDF rispetto a un valore di controllo può essere confrontata statisticamente.
Autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale. La circolazione cerebrale può normalmente tollerare grandi cambiamenti nella pressione arteriosa che causano vasocoste quando la pressione arteriosa è elevata e vasodilatazione quando la pressione arteriosa è ridotta tramite meccanismi autoregolatori. Questi meccanismi sono di fondamentale importanza per prevenire pericolosi aumenti della pressione intracranica quando aumenta la pressione sanguigna sistemica e per mantenere un adeguato apporto di tessuto e ossigeno quando la pressione arteriosa diminuisce. I presenti esperimenti si sono concentrati sulla capacità dei meccanismi autoregolanti di mantenere costante il flusso sanguigno cerebrale man mano che la pressione arteriosa si riduce (piuttosto che sulla capacità della circolazione cerebrale di mantenere il flusso sanguigno costante con l'aumento della MAP), anche se l'LDF è molto prezioso e ampiamente utilizzato anche per questi ultimi studi. Un'altra preziosa applicazione di questa progettazione sperimentale è quella di studiare il flusso sanguigno microvascolare durante l'emorragia e in varie forme di shock circolatorio43,44,45,46.
L'autoregolazione di LCBF durante le riduzioni indotte da emorragia della pressione arteriosa viene valutata confrontando il flusso LDF e MAP misurato 2 min dopo ogni ritiro del sangue con il controllo della emorragia MAP e LCBF misurato immediatamente prima del ritiro del volume sanguigno. A questo punto, i meccanismi autoregolatori avranno agito per dilatare la microvascolatura per mantenere il flusso sanguigno alla pressione di perfusione più bassa. L'LLA è identificato come il MAP più basso in cui i meccanismi autoregolatori possono ancora ripristinare il flusso sanguigno nonostante la riduzione della pressione di perfusione. A pressioni arteriose al di sotto del LLA, i meccanismi autoregolatori hanno raggiunto il loro limite e non possono più dilatare la vascolatura cerebrale sufficiente a prevenire ulteriori riduzioni del flusso sanguigno cerebrale. Dopo che il LLA è passato, c'è una significativa e progressiva riduzione di LCBF dal valore della premorragia dopo ogni ritiro di sangue per raggiungere la nuova pressione11. L'efficacia dell'autoregolazione vascolare cerebrale in risposta alla riduzione della pressione arteriosa viene valutata confrontando la pendenza del LCBF rispetto alla relazione di pressione arteriosa prima e dopo il LLA e la larghezza della fase dell'altopiano dell'autoregolazione, definita come la gamma di pressione arteriosa tra la premorragia MAP e la LLA. Ad esempio, un recente studio che ha valutato l'effetto di una dieta HS sull'autoregolazione cerebrale11 ha scoperto che il flusso sanguigno cerebrale è stato mantenuto a un livello costante nei ratti alimentati con una dieta a basso contenuto di sale (LS; 0,4% NaCl) durante riduzioni prolungate della pressione arteriosa a valori a partire da 40-50 mmHg. Questa scoperta è coerente con le precedenti stime del LLA in ratti sani16,47. Tuttavia, la fase di altopiano dell'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale nei ratti Sprague-Dawley normotensivi alimentati a breve termine (3 giorni) e cronica (4 settimane) di sale alto (HS; 4% NaCl) dieta è diminuita progressivamente con successive riduzioni della pressione arteriosa, dimostrando che la dieta HS elimina la fase plateau della regolazione del flusso sanguigno che è normalmente presente nei ratti normotensivi sani e influenza negativamente la capacità della circolazione cerebrale di mantenere la perfusione di tessuto in faccia alla riduzione della pressione sanguigna11. La scoperta che l'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale in risposta alla riduzione della pressione sanguigna è compromessa nei ratti alimentati con una dieta HS è coerente con i risultati degli studi che mostrano che gli aumenti di sale dietetico compromettono il rilassamento delle arterie di resistenza31,32,333,37 e arteriole35,36 di ratti e criceti normotensivi.
Oltre a fornire preziose informazioni sulla capacità della microcircolazione di autoregolarne il suo flusso sanguigno, le misurazioni LDF possono essere impiegate in un'ampia gamma di applicazioni che forniscono una stima dinamica del controllo del flusso sanguigno che non è disponibile con i metodi convenzionali, come microsfere e sonde di flusso elettromagnetico. Ad esempio, le misurazioni LDF sono estremamente preziose nella valutazione della risposta della microcircolazione a stimoli vasoattivi come l'infusione di ACh e la somministrazione di altri agenti vasoattivi31,32,33,34,37, pCO arterioso elevato210, ipossia17,48, accoppiamento neurovascolare in risposta a sensori di sensori21,49funzionale iperemia nel cervello20, e valutando le risposte dei tessuti allo stress ipotensivo emorragico e vari tipi di shock circolatorio43,44,45,46.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Gli autori esprimono il loro sincero ringraziamento a Kaleigh Kozak, Megan Stumpf e Jack Bullis per la loro eccezionale assistenza nel completare questo studio e preparare il manoscritto. Supporto: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 e #R21-OD024781.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 braided black silk suture | Midwest Vet | 193.73000.2 | |
| Arterial Pressure Transducer | Merit Medical | 041516504A | |
| Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system) | DATAQ Instruments | ||
| Blood Pressure Display Unit | Stoelting | 50115 | |
| Circulating warm water pump | Gaymar Industries | T-pump | |
| End-tidal CO2 monitor | Stoelting | Capstar-100 | |
| Heparin Sodium | Midwest Vet | 191.46720.3 | |
| Kimwipe | Fisher Scientific | 06-666A | |
| Laser Doppler Flow Meter | Perimed | PeriFlux 5000 LDPM | |
| Laser Doppler Refill Motility Standard | Perimed | PF1001 | |
| Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula) | VWR | 63018-828 | |
| Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters) | VWR | 63019-048 | |
| Rodent Ventilator | Cwe/Stoelting | SAR-830/P | |
| Saline | Midwest Vet | 193.74504.3 | |
| Sprague-Dawley Outbred Rats | Variable | N/A | Rats were ordered from various companies |
| Standard Rat Chow | Dyets, Inc. | 113755 | |
| Stereotaxic Instrument | Cwe/Stoelting | Clasic Lab Standard |
References
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