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Methodenartikel

Induktion der Eryptose in roten Blutkörperchen mit einem Calcium-Ionophor

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DOI:

10.3791/60659

⸱

21. Januar 2020

 , 
1Biomedical Engineering Program, Ohio University, 2Department of Chemical and Biomolecular Engineering, Ohio University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein Protokoll zur Induktion von Eryptose, programmierter Zelltod in Erythrozyten, mit dem Calciumionophor, Ionomycin, wird zur Verfügung gestellt. Erfolgreiche Eryptose wird durch Dieüberwachung der Lokalisation Phosphatidylserin in der Membran äußere Packungsbeilage bewertet. Faktoren, die den Erfolg des Protokolls beeinflussen, wurden untersucht und optimale Bedingungen bereitgestellt.

Zusammenfassung

Eryptose, Erythrozyten programmiertzelltod, tritt bei einer Reihe von hämatologischen Erkrankungen und während der Verletzung von Erythrozyten. Ein Kennzeichen eryptotischer Zellen ist der Verlust der kompositorischen Asymmetrie der Zellmembran, die zur Translokation von Phosphatidylserin in die äußere Membranbroschüre führt. Dieser Prozess wird durch eine erhöhte intrazelluläre Konzentration von Ca2+ausgelöst, die Scramblase aktiviert, ein Enzym, das die bidirektionale Bewegung von Phospholipiden zwischen Membranbroschüren erleichtert. Angesichts der Bedeutung der Eryptose unter verschiedenen krankheiten gab es Bemühungen, Eryptose in vitrozu induzieren. Solche Bemühungen haben sich im Allgemeinen auf das Calciumionophor, Ionomycin, zur Verbesserung der intrazellulären Ca2+-Konzentration und induzieren Eryptose verlassen. Jedoch, viele Diskrepanzen wurden in der Literatur über das Verfahren zur Induktion von Eryptose mit Ionomycin berichtet. Hierin berichten wir über ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für Ionomycin-induzierte Eryptose bei menschlichen Erythrozyten. Wir konzentrieren uns auf wichtige Schritte im Verfahren, einschließlich der Ionophorkonzentration, Inkubationszeit und Glukoseermangel, und liefern repräsentative Ergebnisse. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um Reproduzierbar Eryptose im Labor zu induzieren.

Einleitung

Programmierter Zelltod bei Erythrozyten, auch bekannt als Eryptose, ist bei vielen klinischen Erkrankungen und hämatologischen Erkrankungen häufig. Eryptose ist mit Zellschrumpfung und dem Verlust der Phospholipid-Asymmetrie in der Zellplasmamembran1,2verbunden. Der Verlust der Asymmetrie führt zur Translokation von Phosphatidylserin (PS), einem Lipid, das normalerweise in der inneren Packungsbeilage3,4, zur äußeren Zellbroschüre lokalisiert ist, die Anmacrophagen an Phagozytose sendet und defekte Erythrozyten5,6,7,8. Am Ende der normalen Lebensdauer von Erythrozyten sorgt die Entfernung eryptotischer Zellen durch Makrophagen für das Gleichgewicht der erythrozyten im Umlauf. Jedoch, bei kranken Bedingungen, wie Sichelzellerkrankung und Thalassämie9,10,11, verbesserte Eryptose kann zu schwerer Anämie führen2. Aufgrund seiner Bedeutung bei hämatologischen Erkrankungen besteht ein erhebliches Interesse an der Untersuchung der Faktoren, die die Eryptose auslösen oder hemmen, und der molekularen Mechanismen, die diesem Prozess zugrunde liegen.

Die Plasmamembran gesunder Erythrozyten ist asymmetrisch, wobei verschiedene Phospholipide an den äußeren und inneren Blättchen lokalisiert werden. Membranasymmetrie wird in erster Linie durch die Wirkung von Membranenzymen reguliert. Aminophospholipid translocase erleichtert den Transport von Aminophospholipiden, PS und Phosphatidylethanolamin (PE), indem diese Lipide auf die innere Packungsbeilage der Zelle geleitet werden. Auf der anderen Seite transportiert Floppase das Cholin enthaltende Phospholipide, Phosphatidylcholin (PC) und Sphingomyelin (SM), von der inneren zur äußeren Packungsbeilage der Zellmembran12. Im Gegensatz zu gesunden Zellen wird die Membran eryptotischer Erythrozyten jedoch durchwühlt. Dies ist auf die Wirkung eines dritten Enzyms, Scramblase, zurückzuführen, das die Phospholipid-Asymmetrie durch die Erleichterung des bidirektionalen Transports von Aminophospholipiden13,14,15,16stört. Scramblase wird durch erhöhte intrazelluläre Konzentrationen von Ca2+aktiviert. Daher sind Calciumionophore, die den Transport von Ca2+ über die Zellmembran12erleichtern, effiziente Induktoren der Eryptose.

Ionomycin, ein Calcium-Ionophor, wurde weit verbreitet, um Eryptose in Erythrozyten12,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26zu induzieren. Ionomycin hat sowohl hydrophile als auch hydrophobe Gruppen, die notwendig sind, um Ca2+ Ion zu binden und zu erfassen und in den zytosolischen Raum27,28,29zu transportieren. Dies führt zur Aktivierung von Scramblase und Translokation von PS in die äußere Packungsbeilage, die leicht mit Annexin-V, einem zellulären Protein mit einer hohen Affinität zu PS12,nachgewiesen werden kann. Obwohl die Auslösung der Eryptose durch Ionomycin häufig berichtet wird, besteht eine erhebliche Methodabweichung in der Literatur (Tabelle 1). Die Population der Erythrozyten, die sich einer Eryptose unterziehen, hängt von verschiedenen Faktoren wie der Ionophorkonzentration, der Behandlungszeit mit Ionophor und dem Zuckergehalt der extrazellulären Umgebung ab (Glukose-Erschöpfung aktiviert Kationenkanäle und erleichtert den Eintritt von Ca2+ in den zytosolischen Raum)30,31. Allerdings gibt es wenig Konsistenz in diesen Faktoren in der Literatur, so dass es schwierig ist, Eryptose reproduzierbar in vitrodurchzuführen.

In diesem Protokoll stellen wir ein Schrittweiseverfahren zur Induziniösisierung von Eryptose bei menschlichen Erythrozyten vor. Es werden Faktoren untersucht, die eine erfolgreiche Eryptose beeinflussen, einschließlich Ca2+-Konzentration, Ionophorkonzentration, Behandlungszeit und Vorinkubation im Glukose-Erschöpften Puffer und es werden optimale Werte gemeldet. Dieses Verfahren zeigt, dass die Vorinkubation von Erythrozyten in einem glukosefreien Puffer den Prozentsatz der Eryptose im Vergleich zum glukosehaltigen Puffer signifikant erhöht. Dieses Protokoll kann im Labor verwendet werden, um eryptotische Erythrozyten für verschiedene Anwendungen zu produzieren.

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Protokoll

Alle menschlichen Blutproben, die in dem nachstehend beschriebenen Protokoll verwendet wurden, wurden als nicht identifizierte Proben erworben. Für diese Studie wurden keine menschlichen Probanden direkt beteiligt oder rekrutiert. Die Leitlinien der Erklärung von Helsinki sollten verwendet werden, wenn die Forschung menschliche Subjekte betrifft.

1. Erythrozyten-Isolation vom Vollblut

  1. Fügen Sie 500 l Vollblut in saurer Citratdextrose (ACD) (bei 4 °C) zu einem Mikrozentrifugenrohr hinzu.
    HINWEIS: Vollblut wurde in ACD gekauft. Nach Angaben des Unternehmens werden 1,5 ml ACD zu 7 ml Vollblut (8,5 ml Gesamtvolumen) hinzugefügt.
  2. Zentrifugieren Sie das Ganze Bei 700 x g für 5 min bei Raumtemperatur (RT) und entfernen Sie das klare Plasma und das dünne, buffy Mantel mit einer Pipette, um die rote Erythrozytenschicht zu verlassen.
  3. Bereiten Sie 1 L Ringer Lösung mit 125 mM NaCl, 5 mM KCl, 1 mM MgSO4, 32 mM HEPES, 5 mM Glukose und 1 mM CaCl2vor. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,4 ein, indem Sie 2 L-Tropfen von 1,0 M NaOH hinzufügen. Um glukosefreie Ringer-Lösung vorzubereiten, folgen Sie dem gleichen Protokoll, aber enthalten Sie keine Glukose in der Lösung.
  4. Waschen Sie die Erythrozyten 2x in Ringer-Lösung, indem Sie das Zellpellet in 1,5 ml Ringer-Lösung aufhängen, bei RT bei 700 x g zentrifugieren und den Überstand entfernen.
  5. Machen Sie einen 0,4% Hämatokrit, indem Sie 40 l des Erythrozytenpellets in 9.960 l glukosefreier Ringer-Lösung wieder aufheben, um ein Endvolumen von 10 ml zu erreichen.
    HINWEIS: Hämatokrit ist ein Begriff, der verwendet wird, um sich auf den Volumenanteil von Erythrozyten in suspension zu beziehen. Ein 0,4% Hämatokrit ist eine Suspension, die 0,4% Erythrozyten enthält.
  6. Inkubieren Sie die Zellsuspension bei 37 °C für 7 Tage.

2. Behandlung von Erythrozyten mit Ionomycin und Messung der Hämolyse

  1. Lösen Sie 1 mg Ionomycin-Calciumsalz in 630 l Dimethylsulfoxid (DMSO) auf, um eine Endkonzentration von 2 mM zu erreichen. Aliquot und lagern bei -20 °C.
  2. Nehmen Sie 1 ml des 0,4% Hämatokrits ab Schritt 1,5 und fügen Sie 0,5 l von 2 mM Ionomycin hinzu, um eine Endkonzentration von 1 m zu erreichen. Inkubieren Sie für 2 h bei 37 °C.
    1. Verwenden Sie 1 ml des Hämatokrits ohne Ionomycin-Behandlung als Negativkontrolle.
  3. Zentrifugieren Sie die mit Ionomycin behandelten und unbehandelten Hämatokriten bei 700 x g für 5 min bei RT, und entfernen Sie ihre Überwälstmittel, um die Zellpellets an der Unterseite der Rohre zu verlassen.
  4. Waschen Sie die Zellen 3x mit Ringer-Lösung, indem Sie die Zellpellets in 1,5 ml Ringer-Lösung aufhängen, bei 700 x g für 5 min bei RT zentrifugieren und die Überwälten entsorgen.
  5. Um die Hämolyse zu messen, fügen Sie 1 ml des unbehandelten 0,4% Hämatokrits von Schritt 1,5 in ein Mikrozentrifugenrohr und inkubieren 2 h bei 37 °C als negative Kontrolle für Hämolyse (0%).
  6. 1 ml des unbehandelten 0,4% Hämatokrits aus Schritt 1,5 in ein Mikrozentrifugenrohr und eine Zentrifuge bei 700 x g für 5 min bei RT geben. Überstand entfernen und 1 ml destilliertes Wasser in das Zellpellet geben und 2 h bei 37 °C als positive Kontrolle für Hämolyse (100%) inkubieren.
  7. 1 ml des mit Ionomycin behandelten 0,4% Hämatokrits ab Schritt 2.2 in ein Mikrozentrifugenrohr geben.
  8. Zentrifugieren Sie die unbehandelten Zellen, behandelten Zellen und die Zellen in destilliertem Wasser bei 700 x g für 5 min bei RT.
  9. Nehmen Sie 200 L der Überstande und fügen Sie zu einer 96-Well-Platte hinzu.
  10. Messen Sie die Absorption bei 541 nm mit einem Mikroplattenleser.
  11. Berechnen Sie die Hämolyse mit Gleichung 132:

    %Hämolyse = (AT - A0)/(A100 - A0)*100

    wobei A0 die Absorption von Erythrozyten in Ringer-Lösung ist, A100 die Absorption von Erythrozyten im Wasser und AT die Absorption von behandelten Erythrozyten durch Ionomycin.

3. Anhangin-V-Bindungstest

  1. 2 ml des 5x Annexin V Bindungspuffers in 8 ml Phosphat-gepufferter Saline (PBS) verdünnen, um 1x Bindungspuffer zu erhalten.
  2. Setzen Sie die mit Ionomycin behandelten und unbehandelten Zellpellets von Schritt 2,4 in 1 ml 1x Bindungspuffer wieder aus.
  3. Nehmen Sie 235 l der Zellsuspensionen in den Bindungspuffer und fügen Sie 15 L Von Annexin V-Alexa Flour 488 Konjugat hinzu.
  4. Inkubieren Sie die Zellen bei RT für 20 min an einem dunklen Ort. Zentrifuge bei 700 x g für 5 min bei RT und entfernen Sie den Überstand.
  5. Waschen Sie die Zellen 2x mit 1x Bindungspuffer, indem Sie das Zellpellet in 1,5 ml des Bindungspuffers aufhängen, bei 700 x g für 5 min bei RT zentrifugieren und den Überstand entfernen.
  6. Setzen Sie die Zellpellets in 250 l 1x Bindungspuffer für Durchflusszytometriemessungen wieder auf.

4. Durchflusszytometrie

  1. Übertragen Sie 200 l der als beizufügenden Erythrozyten auf 1 ml runde Unterteil-Polystyrolröhren, die mit der Durchflusszytometrie kompatibel sind.
  2. Melden Sie sich bei der Flow-Zytometrie-Software an und klicken Sie auf den neuen Experiment-Button. Klicken Sie auf die neue Tube-Taste. Wählen Sie das globale Blatt aus, und wählen Sie die Anwendungsanalyse aus, um die Fluoreszenzintensität mit einer Anregungswellenlänge von 488 nm und einer Emissionswellenlänge von 530 nm zu messen.
  3. Legen Sie die Anzahl der Zellen auf 20.000 fest, die für die Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) gesammelt werden sollen.
  4. Wählen Sie das gewünschte Rohr und klicken Sie auf Ladetaste. Klicken Sie auf die Aufnahmetaste für Vorwärtsstreuungs- und Seitenstreumessungen. Wiederholen Sie dies für alle Proben.
  5. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf die Musterschaltfläche und klicken Sie auf Chargenanalyse anwenden, um die Ergebnisdatei zu generieren.
  6. Rechtsklick auf Muster-Button und klicken Sie auf FSC-Dateien generieren.
  7. Fügen Sie die Flow Cytometry Data (FSC-Dateien) in den Arbeitsplatz der Durchflusszytometriesoftware ein.
  8. Analysieren Sie die Steuerdaten, indem Sie die von Interesse vorhandene Zellpopulation auswählen und Statistiken für den Eryptosewert hinzufügen.
    1. Doppelklicken Sie auf Steuerung und wählen Sie Histogramm versus Fluoreszenzintensität.
    2. Klicken Sie auf die Tor-Taste, um ein Tor auf dem Histogramm zu zeichnen, das den Prozentsatz der Eryptose angibt.
  9. Wenden Sie die gleichen Statistiken für alle anderen Versuchsröhren an, um die Eryptosewerte zu erhalten. Rechtsklick auf Steuerelement und wählen Sie Kopieranalyse zu gruppieren.
  10. Nachdem Sie alle Samples ordnungsgemäß gegating, übertragen Sie die analysierten Daten, indem Sie sie ziehen und in den Layout-Editor ablegen.
    1. Überlagern Sie die analysierten Daten mit Steuerung im Layout-Editor.
    2. Legen Sie die gewünschten Histogramme und Intensitäten fest, indem Sie die x- und y-Achse der überlagerten Diagramme ändern.
    3. Exportieren Sie Bilddateien, indem Sie auf die Schaltfläche "Exportieren" klicken, und speichern Sie die Diagramme an der gewünschten Position.

5. Konfokale Mikroskopie

  1. Übertragen Sie 5 l von Anhangin-V-gefärbten Zellen auf ein Mikroskopschlitten und bedecken Sie es mit einem Abdeckschlupf. Halten Sie sich an einem dunklen Ort, um Photobleichungen zu verhindern.
  2. Verwenden Sie argon laser des konfokalen Fluoreszenzmikroskops, um die bei 488 nm angeregten Zellen mit den gewünschten Vergrößerungen zu beobachten.
    HINWEIS: Ein konfokales Mikroskop ist nicht unbedingt erforderlich, und jedes Mikroskop mit Fluoreszenzfähigkeiten kann verwendet werden, um Fluoreszenzbilder zu erhalten, die eine Annexin-V-Bindung belegen.
  3. Erhalten Sie Fluoreszenzbilder der Kontrolle (nicht behandelte Zellen) und behandelter Zellen.
    HINWEIS: Von nicht behandelten Zellen wird erwartet, dass sie sehr schwache Fluoreszenzsignale aufweisen, während von behandelten Zellen eine hellgrüne Fluoreszenz auf ihren Membranen erwartet wird.

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Ergebnisse

Optimierung der Ionomycinkonzentration

Während Ionomycin erforderlich ist, um Eryptose zu induzieren, können erhöhte Ionomycinkonzentrationen zu Hämolyse führen (d. h. Lyse von Erythrozyten und Freisetzung von Hämoglobin), die vermieden werden muss. Die Behandlung von Erythrozyten mit 1 M Ionomycin in Ringer-Lösung für 2 h reicht aus, um Eryptose zu induzieren, wie eine erfolgreiche Etikettierung mit Annexin-V A...

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Diskussion

Ziel dieses Verfahrens ist es, optimale Werte für die Ionophorkonzentration, die Behandlungszeit und die extrazelluläre Glukosekonzentration zu liefern, die wichtige Faktoren für eine erfolgreiche Induktion der Eryptose sind. Ein kritischer Schritt im Protokoll ist die Erschöpfung der extrazellulären Glukose, die trotz ihrer Bedeutung in der Literatur nicht ausreichend betont wurde. Der Zuckergehalt in normaler Ringer-Lösung (5 mM) wirkt hemmend auf die Eryptose. Glukosemangel in der extrazellulären Umgebung induziert ze...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den NIH-Zuschuss R15ES030140 und den NSF-Zuschuss CBET1903568 unterstützt. Die finanzielle Unterstützung durch das Russ College of Engineering and Technology und das Department of Chemical and Biomolecular Engineering an der Ohio University wird ebenfalls anerkannt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
96-Well-PlatteFisher Scientific12-565-331
Annexin V Alexa Fluor 488 - Apoptose-KitFisher ScientificA10788Bei 4 & deg; C
BD FACSAria II DurchflusszytometerBD Biosciences643177
CaCl2Fisher ScientificC79-500
ZentrifugeMillipore SigmaM7157Modell Eppendorf 5415C
Konfokale FluoreszenzmikroskopieZeiss, LSM Tek ThornwoodModell LSM 510, Argon-Laser angeregt bei 488 nm für die Aufnahme
von Bildern Cover Brille KreiseFisher Scientific12-545-100
Einweg-Durchflusszytometrie-Röhrchen mit rundem BodenVWRVWRU47729-566
DMSOSigma-Aldrich472301-100ML
DPBSVWR Life ScienceSH30028.02
Glukose-MonohydratSigma-AldrichY0001745
HEPES-Puffer (1 m)Fisher Scientific50-751-7290Lagern bei 4 > C
Ionomycin CalciumsalzEMD Milipore Corp.407952-1MGIn DMSO auflösen, um 2 mM zu erreichen. Bei -20 Grad lagern; C
KClFisher ScientificP330-500
MgSO4Fisher ScientificM65-500
MikrozentrifugenröhrchenFisher Scientific02-681-5
NaClFisher ScientificS271-500
Objektträger aus NormalglasFisher Scientific12-544-4
Synergy HFM Mikroplatten-ReaderBioTek
Vollblut im ACDZen-BioStore bei 4 &; Grad; C und warm auf 37 &°; C vor der Benutzung

Referenzen

  1. Bratosin, D., et al. Programmed Cell Death in Mature Erythrocytes: A Model for Investigating Death Effector Pathways Operating in the Absence of Mitochondria. Cell Death and Differentiation. 8 (12), 1143-1156 (2001).
  2. Lang, E., Lang, F. Mechanisms and Pathophysiological Significance of Eryptosis, the Suicidal Erythrocyte Death. Seminars in Cell and Developmental Biology. 39, 35-42 (2015).
  3. Garnier, M., et al. Erythrocyte Deformability in Diabetes and Erythrocyte Membrane Lipid Composition. Metabolism. 39 (8), 794-798 (1990).
  4. Verkleij, A. J., et al. The Asymmetric Distribution of Phospholipids in the Human Red Cell Membrane. A Combined Study Using Phospholipases and Freeze-Etch Electron Microscopy. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) Biomembranes. 323 (2), 178-193 (1973).
  5. de Back, D. Z., Kostova, E. B., van Kraaij, M., van den Berg, T. K., van Bruggen, R. Of Macrophages and Red Blood Cells; A Complex Love Story. Frontiers in Physiology. 5, 9(2014).
  6. Fadok, V. A., et al. A Receptor for Phosphatidylserine-Specific Clearance of Apoptotic Cells. Nature. 405 (6782), 85-90 (2000).
  7. Henson, P. M., Bratton, D. L., Fadok, V. A. The Phosphatidylserine Receptor: A Crucial Molecular Switch. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2 (8), 627-633 (2001).
  8. Messmer, U. K., Pfeilschifter, J. New Insights into the Mechanism for Clearance of Apoptotic Cells. BioEssays. 22 (10), 878-881 (2000).
  9. Basu, S., Banerjee, D., Chandra, S., Chakrabarti, A. Eryptosis in Hereditary Spherocytosis and Thalassemia: Role of Glycoconjugates. Glycoconjugate Journal. 27 (9), 717-722 (2010).
  10. Kuypers, F. A., et al. Detection of Altered Membrane Phospholipid Asymmetry in Subpopulations of Human Red Blood Cells Using Fluorescently Labeled Annexin V. Blood. 87 (3), 1179-1197 (1996).
  11. Lang, F., Lang, E., Fller, M. Physiology and Pathophysiology of Eryptosis. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 39 (5), 308-314 (2012).
  12. Wróbel, A., Bobrowska-Hägerstrand, M., Lindqvist, C., Hägerstrand, H. Monitoring of Membrane Phospholipid Scrambling in Human Erythrocytes and K562 Cells with FM1-43 - a Comparison with Annexin V-FITC. Cellular and Molecular Biology Letters. 19 (2), 262-276 (2014).
  13. Mohandas, N., Gallagher, P. G. Red Cell Membrane: Past, Present, and Future. Blood. 112 (10), 3939-3948 (2008).
  14. Barber, L. A., Palascak, M. B., Joiner, C. H., Franco, R. S. Aminophospholipid Translocase and Phospholipid Scramblase Activities in Sickle Erythrocyte Subpopulations. British Journal of Haematology. 146 (4), 447-455 (2009).
  15. Pretorius, E., Du Plooy, J. N., Bester, J. A. A Comprehensive Review on Eryptosis. Cellular Physiology and Biochemistry. 39 (5), 1977-2000 (2016).
  16. Suzuki, J., Umeda, M., Sims, P. J., Nagata, S. Calcium-Dependent Phospholipid Scrambling by TMEM16F. Nature. 468 (7325), 834-838 (2010).
  17. Bhuyan, A. A. M., Haque, A. A., Sahu, I., Coa, H., Kormann, M. S. D., Lang, F. Inhibition of Suicidal Erythrocyte Death by Volasertib. Cellular Physiology and Biochemistry. 43 (4), 1472-1486 (2017).
  18. Chandra, R., Joshi, P. C., Bajpai, V. K., Gupta, C. M. Membrane Phospholipid Organization in Calcium-Loaded Human Erythrocytes. Biochimica et Biophysica Acta. 902 (2), 253-262 (1987).
  19. Alzoubi, K., Calabrò, S., Egler, J., Faggio, C., Lang, F. Triggering of Programmed Erythrocyte Death by Alantolactone. Toxins (Basel). 6 (12), 3596-3612 (2014).
  20. Jacobi, J., et al. Stimulation of Erythrocyte Cell Membrane Scrambling by Mitotane. Cellular Physiology and Biochemistry. 4 (33), 1516-1526 (2014).
  21. Totino, P. R. R., Daniel-Ribeiro, C. T., Ferreira-da-Cru, M. Refractoriness of Eryptotic Red Blood Cells to Plasmodium Falciparum Infection: A Putative Host Defense Mechanism Limiting Parasitaemia. PLoS One. 6 (10), e26575(2011).
  22. Borst, O., et al. Dynamic Adhesion of Eryptotic Erythrocytes to Endothelial Cells via CXCL16/SR-PSOX. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 302 (4), C644-C651 (2011).
  23. Tagami, T., Yanai, H., Terada, Y., Ozeki, T. Evaluation of Phosphatidylserine-Specific Peptide-Conjugated Liposomes Using a Model System of Malaria-Infected Erythrocytes. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 38 (10), 1649-1651 (2015).
  24. Mahmud, H., et al. Suicidal Erythrocyte Death, Eryptosis, as a Novel Mechanism in Heart Failure-Associated Anaemia. Cardiovascular Research. 98 (1), 37-46 (2013).
  25. Signoretto, E., Castagna, M., Lang, F. Stimulation of Eryptosis, the Suicidal Erythrocyte Death by Piceatannol. Cellular Physiology and Biochemistry. 38 (6), 2300-2310 (2016).
  26. Lange, Y., Ye, J., Steck, T. L. Scrambling of Phospholipids Activates Red Cell Membrane Cholesterol. Biochemistry. 46 (8), 2233-2238 (2007).
  27. Lang, F., et al. Eryptosis, a Window to Systemic Disease. Cellular Physiology and Biochemistry. 22 (6), 373-380 (2008).
  28. Gil-Parrado, S., et al. Ionomycin-Activated Calpain Triggers Apoptosis. A Probable Role for Bcl-2 Family Members. Journal of Biological Chemistry. 277 (30), 27217-27226 (2002).
  29. Liu, C. M., Hermann, T. E. Characterization of Ionomycin as a Calcium Ionophore. Journal of Biological Chemistry. 253 (17), 5892-5894 (1978).
  30. Klarl, B. A., et al. Protein Kinase C Mediates Erythrocyte "Programmed Cell Death" Following Glucose Depletion. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 290 (1), C244-C253 (2006).
  31. Danilov, Y. N., Cohen, C. M. Wheat Germ Agglutinin but Not Concanavalin A Modulates Protein Kinase C-Mediated Phosphorylation of Red Cell Skeletal Proteins. FEBS Letters. 257 (2), 431-434 (1989).
  32. Nazemidashtarjandi, S., Farnoud, A. M. Membrane Outer Leaflet Is the Primary Regulator of Membrane Damage Induced by Silica Nanoparticles in Vesicles and Erythrocytes. Environmental Science Nano. 6 (4), 1219-1232 (2019).
  33. Jaroszeski, M. J., Heller, R. Flow Cytometry Protocols. , Humana Press. Totowa, NJ. (2003).
  34. Ghashghaeinia, M., et al. The Impact of Erythrocyte Age on Eryptosis. British Journal of Haematology. 157 (5), 1365(2012).
  35. Repsold, L., Joubert, A. M. Eryptosis: An Erythrocyte's Suicidal Type of Cell Death. Biomed Research International. 2018 (5), 9405617(2018).
  36. Tait, J. F., Gibson, D., Fujikawa, K. Phospholipid Binding Properties of Human Placental Anticoagulant Protein-I, a Member of the Lipocortin Family. Journal of Biological Chemistry. 264 (14), 7944-7949 (1989).
  37. Andree, H. A. M., et al. Binding of Vascular Anticoagulant α (VACα) to Planar Phospholipid Bilayers. Journal of Biological Chemistry. 265 (9), 4923-4928 (1990).
  38. Tait, J. F., Gibson, D. F., Smith, C. Measurement of the Affinity and Cooperativity of Annexin V-Membrane Binding under Conditions of Low Membrane Occupancy. Analytical Biochemistry. 329 (1), 112-119 (2004).
  39. Jiang, P., et al. Eryptosis as an Underlying Mechanism in Systemic Lupus Erythematosus-Related Anemia. Cellular Physiology and Biochemistry. 40 (6), 1391-1400 (2016).
  40. Chakrabarti, A., Halder, S., Karmakar, S. Erythrocyte and Platelet Proteomics in Hematological Disorders. Proteomics - Clinical Applications. 10 (4), 403-414 (2016).

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