Crescita degli strati cellulari endoteliali umani e ovini sulle membrane biomateriali

Summary

Questo protocollo descrive i passaggi critici necessari per stabilire e coltivare colture di cellule endoteliali corneali da espianti di tessuto umano o o novino. Viene inoltre presentato un metodo per la subcultura delle cellule endoteliali corneali su biomateriali membranosi.

Abstract

Le colture di cellule endoteliali corneali tendono a subire la transizione epiteliale-mesenchica (EMT) dopo la perdita del contatto tra cellule. EMT è deleterio per le cellule in quanto riduce la loro capacità di formare uno strato maturo e funzionale. Qui, presentiamo un metodo per stabilire e sottraire le colture endoteliali umane e ovine che riduce al minimo la perdita di contatto tra cellule. Gli espianti della membrana dell'endotelio/Descemet vengono prelevati dalle cornee dei donatori e messi in coltura dei tessuti in condizioni che consentono alle cellule di migrare collettivamente sulla superficie di coltura. Una volta che una cultura è stata stabilita, gli espianti vengono trasferiti in piastre fresche per avviare nuove culture. Dispase II viene utilizzato per sollevare delicatamente ciuffi di cellule dalle piastre di coltura dei tessuti per una subcultura. Le colture di cellule endoteliali eteliali che sono state stabilite utilizzando questo protocollo sono adatte per il trasferimento a membrane biomateriali per produrre strati cellulari tessuti-ingegnerizzati per il trapianto in sperimentazioni animali. Viene descritto un dispositivo su misura per sostenere le membrane biomateriali durante la coltura dei tessuti e viene presentato un esempio di innesto di tipo tessuto composto da uno strato di cellule endoteliali corneali e da uno strato di cellule stromali corneali su entrambi i lati di una membrana di collagene di tipo I.

Introduction

La cornea è un tessuto trasparente che si trova nella parte anteriore dell'occhio. È composto da tre strati principali: uno strato epiteliale sulla superficie esterna, uno strato di stroma medio e uno strato interno chiamato endotelio corneale. L'endotelio cornealeè è un monostrato di cellule che si trova su una membrana seminterrato chiamata membrana di Descemet e mantiene la trasparenza della cornea regolando la quantità di liquido che entra nello stroma dall'umorismo acquoso sottostante. Troppo fluido all'interno dello stroma provoca gonfiore corneale, opacità e perdita della vista. L'endotelio è quindi vitale per mantenere la visione.

L'endotelio corneo può diventare disfunzionale per una serie di motivi tra cui l'invecchiamento, malattia e lesioni, e l'unico trattamento corrente è la chirurgia del trapianto. Durante questo intervento, l'endotelio e la membrana di Descemet vengono rimossi dalla cornea del paziente e sostituiti con un innesto di endotelio e membrana di Descemet ottenuta da un donatore cornea. Molti innesti di endotelio contengono anche un sottile strato di tessuto stromatale per facilitare la manipolazione e l'attaccamento alla cornea^{ospite 1}.

In tutto il mondo, la domanda di tessuto del donatore di cornea per interventi chirurgici di trapianto è superiore alla quantità che può essere fornita dalle banche degli occhi². È stato quindi dimostrato di sviluppare trapianti di endotelio corneo ingegnerizzati che potrebbero essere utilizzati per alleviare questa carenza³. La motivazione di questo si basa sul fatto che attualmente, l'endotelio da un singolo cornea può essere trasferito solo a un singolo paziente, tuttavia, se le cellule endoteliali corneali sono state prima espanse e coltivate su impalcature biomateriali nella coltura del tessuto, potrebbero essere utilizzate per trattare più pazienti.

Le principali sfide che devono essere affrontate prima che i trapianti di endotelio corneo ingegnerizzati siano un'opzione fattibile per i chirurghi includono: (1) stabilire tecniche per espandere le cellule endoteliali corneali di alta qualità e per produrre strati di cellule endoteliali corneali funzionali in vitro e (2) che stabiliscono tecniche per la crescita delle cellule su scaffold biomateriali per produrre innesti di tessuto che sono uguali o migliori dei innesti derivati dalla cornea del donatore attualmente utilizzati.

Le cellule endoteliali corneali hanno un potenziale proliferativo molto basso in vivo, ma possono essere stimolate a dividersi in vitro⁴. Tuttavia, essi hanno una forte tendenza a subire una transizione epiteliale-mesenchica in vitro (EMT), che riduce la loro capacità di formare uno strato endoteliale maturo e funzionale. I fattori scatenanti noti per EMT nelle cellule endoteliali corneali includono l'esposizione a determinati fattori di crescita e la perdita del contatto da cellula a cellula⁵. È quindi quasi inevitabile che le colture di cellule endoteliali corneali che sono enzimaticamente dissociate durante la sottocultura subiranno cambiamenti associati all'EMT. Qui, presentiamo un metodo di coltura cellulare per le cellule endoteliali corneali umane o ovine che è progettato per ridurre al minimo l'interruzione dei contatti cellulare-cellulare durante le fasi di isolamento, espansione e sottocultura, per ridurre il potenziale di EMT. Inoltre, dimostriamo come gli innesti di tessuto- ingegnerici che assomigliano a innesti di membrana/tessuto strome del composto da membrana/Descemet derivati dal donatore possono essere prodotti colti producendo strati cellulari coltivati su entrambi i lati di una membrana biomateriale in un dispositivo di montaggio su misura.

Protocol

Le cornee umane con il consenso del donatore per la ricerca sono state ottenute dalla Queensland Eye Bank e utilizzate con l'approvazione etica del Comitato Etico della Ricerca Umana del Metro South Hospital and Health Service (HREC/07/QPAH/048). Le cornee di pecora sono state ottenute da animali eutanasia presso l'Herston Medical Research Facility dell'Università del Queensland in base a un accordo di condivisione dei tessuti.

1. Preparazione degli strumenti di dissezione

1. Sterilizzare due coppie di pinze da orologiaio numero 4 sia immergendoli in una soluzione di 70% etanolo per 5 min o autoclaving loro.

2. Preparazione delle lastre di coltura media e dei tessuti

1. Preparare 100 mL di mezzo di coltura contenente Opti-MEM 1 (1x) - GlutaMAX-1, 5% siero bovino fetale e 100 U/mL Pen/Strep. Questo mezzo di coltura è adeguato per le colture di cellule endoteliali della cornea delle pecore, tuttavia, per le colture di cellule endoteliali corneali umane il mezzo deve essere integrato con 50 estrali ipofisari bovini g/mL, 0,08% solfato di condroitina, 200 g/mL di cloruro di calcio e 0,3 mM di cofaridecro l-ascorbio 2-fofano. Il mezzo di coltura può essere conservato al buio a 4 gradi centigradi per due settimane.
2. Rivestire i pozze di una piastra di coltura dei tessuti a 6 pozze con fattore di attacco utilizzando le istruzioni del produttore e quindi aggiungere 1 mL di mezzo di coltura ad ogni pozzo rivestito. Preparare un pozzo per ogni cornea.

3. Dissezione degli espiantatori e procedura di coltura cellulare

1. Collocare la cornea, lato endotelio verso l'alto, in un piatto Petri sterile sullo stadio di un microscopio dissetante. Regolare l'illuminazione in modo che la superficie corneale sia ben illuminata con un contrasto sufficiente per evidenziare lo strato endoteliale. Regolare lo zoom in modo che il bordo e alcuni endotelio corneo centrale sia in vista.
2. Utilizzare pinze sterilizzate dell'orologiaio per sollevare e strappare delicatamente la membrana di Descemet lontano dallo stroma sottostante (Figura 1). La membrana si staccherà dallo stroma come una striscia che si arriccia immediatamente. Mettere la striscia in un pozzo di una piastra di coltura dei tessuti a 6 velo che è stata rivestita con fattore di attacco e contiene 1 mL di mezzo di coltura. Il coperchio della piastra di coltura dei tessuti deve essere sempre mantenuto, tranne quando vengono aggiunti espianti, per ridurre il rischio di contaminazione.
3. Rimuovere le strisce della membrana di Descemet dalla periferia estrema dell'endotelio prima e poi dalle regioni centrali in seguito. Mettere tutte le strisce da una cornea in un unico pozzo all'interno della piastra 6-well.
4. Incubare gli espianti in un'incubatrice a coltura cellulare umida fissata al 5% di CO₂ e a 37 gradi centigradi. Lasciare la coltura indisturbata per 2 giorni per consentire agli espianti di depositarsi e attaccarsi alla superficie della piastra. Tipicamente, fino a un terzo degli espianti non riesce ad attaccarsi alla piastra.
5. Togliere il mezzo e gli eventuali espianti non attaccati dalla coltura dopo 4 giorni e aggiungere delicatamente 2 mL di fresco mezzo avendo cura di non disturbare gli espianti attaccati. Il mezzo di coltura deve essere cambiato due volte alla settimana.

4. Produzione continua di cellule endoteliali corneali per coltura seriale di espiantatori

NOTA: Gli espiante possono essere trasferiti nelle piastre di coltura dei tessuti freschi dopo 10 giorni per stabilire ulteriori colture di cellule endoteliali corneali.

1. Posizionare la coltura dell'espianto sullo stadio di un microscopio sezionato e regolare l'illuminazione e lo zoom in modo che gli espianti siano visibili.
2. Utilizzando pinze sterilizzate orologiere, strappare delicatamente ogni espianto dalla sua piastra di coltura e trasferirlo in un pozzo fresco di una piastra di coltura dei tessuti a 6 velo che è stata rivestita con fattore di attacco e contiene 1 mL di mezzo di coltura.
3. Lasciare che gli espianti si depositino sulla superficie del loro nuovo piatto per 4 giorni prima di sostituire il mezzo di coltura con 2 mL di fresco mezzo di coltura. Cambiare il mezzo di coltura cambiato due volte alla settimana.

5. Coltivare cellule endoteliali corneali su vetro coprelips per analisi immunofluorescenza

NOTA: Le colture cellulari destinate ad essere analizzate utilizzando l'immunofluorescenza devono essere stabilite su copricapi di vetro che possono essere montati su vetrini al microscopio in vetro seguendo la procedura di colorazione.

1. Sterilizzare una confezione di vetro rotondo in 13 mm di diametro in un'autoclave o immergendo in 70% etanolo per 15 min seguita da tre risciacqui in salina di fosfato-buffered (PBS).
2. Posizionare le singole coperture nei pozzi di una piastra di coltura dei tessuti a 24 pozze, ricoprirle con il fattore di attacco e quindi aggiungere 0,5 mL di mezzo di coltura a ogni pozzo.
3. Utilizzando pinze orologiere sterilizzate rimuovere le espianti dalle loro piastre di coltura dei tessuti e trasferirle in pozzi contenenti coverlips. Lasciare che gli espianti si stabilizzino sui coperchi per 4 giorni prima di cambiare il mezzo.
4. Dopo il periodo di incubazione richiesto, fissare e macchiare le culture coverslip all'interno dei loro pozzi di coltura. Montare i coperchi delle coperture colorate su vetrini al microscopio in vetro per l'analisi al microscopio a fluorescenza.

6. Sottocultura delle cellule endoteliali corneali che utilizzano Dispase II

NOTA: Le grandi cellule fibroblastiche possono essere rimosse selettivamente dalle colture degli espiantati in 6-well plates prima di subessere utilizzando questa procedura. Se tutte le celle devono essere sottocoltivate, non eseguire i passaggi da 6.2 a 6.4. Lo scopo di questa procedura è trasferire le cellule su piastre fresche mantenendo il più possibile i loro contatti da cellula a cella. Le cellule devono essere maneggiate delicatamente. I pozzi completamente confluenti dovrebbero essere passaggiati ad un rapporto di 1:2, mentre i pozzi subconfluenti dovrebbero essere passaggi a un rapporto di 1:1 o inferiore.

1. Rimuovere il mezzo dalla coltura e risciacquare brevemente con DPBS.
2. Aggiungere 1 mL di Versene. Incubare a temperatura ambiente per 30 s.
3. Rimuovere il Versene e aggiungere 1 mL di TrypLE. Incubare a 37 gradi centigradi nell'incubatrice della coltura tissutale per 3 min.
4. Osservare la coltura utilizzando un microscopio a contrasto di fase. Toccare delicatamente la coltura per spostare le cellule dalla piastra. Non appena le grandi cellule fibroblastiche si sono staccate dalla piastra, rimuoverle e il TrypLE utilizzando una pipetta da 1 mL. Lavare TrypLE residuo dalle cellule rimanenti risciacquando due volte con 2 mL di DPBS.
5. Aggiungere 1 mL di 1 mg/mL Dispase II alla coltura e incubare nell'incubatrice della coltura tissutale per 1 a 2 h o fino a quando tutte le cellule si sono staccate dalla piastra. Le cellule dovrebbero fluttuare gradualmente lontano dalla piastra in grumi.
6. Raccogliere le cellule utilizzando una pipetta da 1 mL e trasferirle a 20 mL di DPBS in un tubo di centrifuga di 50 mL. Centrifuga per 5 min a 300 x g a temperatura ambiente.
7. Rimuovere il supernatante e risospendere delicatamente il pellet cellulare mediante triturazione con una pipetta da 1 mL in 1 mL di mezzo di coltura. Trasferire la sospensione cellulare in uno o due pozze di una piastra di 6 pozze, al passaggio ad un rapporto di 1:1 o 1:2 rispettivamente.
8. Ricaricare il mezzo in ogni pozzo per fare 2 mL e posizionare le colture nell'incubatrice di coltura dei tessuti. Sostituire il mezzo con 2 mL di mezzo fresco due volte alla settimana.

7. Crescita degli strati delle cellule endoteliali corneali sulle membrane biomateriali

NOTA: la procedura seguente descrive i passaggi necessari per montare un biomateriale membranoso in un dispositivo di montaggio su misura, denominato camera micro-Boyden, per la coltura cellulare. Si prega di fare riferimento alla nostra recente pubblicazione⁶ per ulteriori informazioni sul dispositivo e per i dettagli di acquisto.

1. Assemblare la camera superiore della camera micro-Boyden posizionando un anello O rosso al suo centro.
2. Utilizzare una trefina di 18 mm di diametro per estrarre un disco da un foglio biomateriale su un tagliere in politetrafluoroetilene (PTFE). Posizionare questo disco sull'anello rosso nella camera superiore della camera micro-Boyden.
3. Avvitare la camera inferiore sulla camera superiore, fissando il disco biomateriale in mezzo.
4. Immergere la camera assemblata micro-Boyden nel 70% di etanolo per 1 h per sterilizzarla.
5. Immergere completamente la camera assemblata micro-Boyden in HBSS sterile per 10 min per rimuovere l'etanolo. Ripetere questo passaggio di lavaggio due volte. Eseguire un passaggio di lavaggio finale per 10 min in un supplemento di coltura medio.
6. Trasferire la camera sterilizzata micro-Boyden al mezzo di coltura nel pozzo di una piastra a 6 pozzetto assicurando che la camera superiore sia più alta. Regolare il livello di supporto di coltura in modo che contatti la superficie inferiore della membrana biomateriale ma non scorra nella camera superiore.
7. Preparare una sospensione delle cellule endoteliali corneali utilizzando la procedura descritta nella sezione 6. Deve essere ottenuta una densità cellulare sufficiente nella sospensione per consentire una densità di semina di almeno 100.000 cellule per cm² sulla membrana nella camera micro-Boyden. La superficie di coltura all'interno della camera micro-Boyden è di 0,5 cm² e può contenere un volume di 100 l. Pertanto, deve essere preparata una sospensione contenente 500.000 cellule/mL.
8. Pipetta 100 -L di sospensione cellulare (50.000 cellule) sulla membrana nella camera micro-Boyden. Incubare nell'incubatrice di coltura tissutale per 4 h prima di rifornire il mezzo per immergere completamente la camera. Incubare la coltura per il periodo di tempo richiesto, sostituendo il mezzo due volte alla settimana.
   NOTA: Una volta che le cellule endoteliali corneali sono attaccate alla superficie superiore della membrana biomateriale, la camera micro-Boyden può essere capovolta all'interno della coltura in modo che la camera inferiore sia più in alto. Più cellule possono quindi essere aggiunte alla camera per avviare colture cellulari sull'altra superficie della membrana. Ad esempio, le cellule stromali corneali possono essere facilmente applicate alla superficie alternativa imitando così la posizione relativa dei tipi di cellule corneali come si vede all'interno della cornea posteriore.

Representative Results

Il metodo per isolare ed espandere le cellule endoteliali corneali da cornee umane o pecore è riepilogato nella Figura 1 e Figura 2. La maggior parte delle espianti che derivano dalle cornee da 1 a 2 anni o donatori umani di età inferiore ai 30 anni si attaccano alle piastre di coltura dei tessuti rivestiti di fattore di attacco entro una settimana, tuttavia, non è insolito scoprire che fino a un terzo degli espianti non riescano ad attaccarsi entro questo periodo di tempo. Questi espianti "galleggianti" possono essere rimossi dalle culture. Gli espiantati provenienti da donatori umani di età superiore ai 30 anni hanno meno probabilità di attaccarsi alla piastra e anche di produrre colture cellulari. Le immagini rappresentative delle colture di cellule endotee corneali generate da ovini e da espianti umani sono mostrate nella Figura 3 e Figura 4. Le cellule che emergono dagli espianti generalmente rimangono in contatto tra loro mentre migrano sulla piastra. Questo tipo di migrazione è noto come migrazione collettiva delle cellule, ed è una caratteristica delle cellule epiteliali⁷. Entro 2 settimane di coltura, macchie di piccole celle ben confezionate si saranno formate immediatamente accanto a molti degli espianti provenienti da mais sia ovini che umani⁸. Queste macchie di cellule non presentano caratteristiche morfologiche di EMT e si espandono lentamente nel tempo. Le cellule più grandi con forme fibroblaste più irregolari possono essere trovate al di fuori di queste patch. Una volta che le culture sono state stabilite, gli espianti possono essere rimossi utilizzando pinze e messi in piatti freschi per stabilire nuove culture.

Le piccole cellule strettamente imballate all'interno delle colture di cellule endoteliali corneali sono molto resistenti alla digestione con TrypLE, mentre le cellule fibroblastiche più grandi sono più sensibili ad esso. Questa differenza nella resistenza A TrypLE può essere sfruttata per rimuovere selettivamente le cellule di grandi dimensioni dalle colture prima di trasferire le cellule più piccole su nuove piastre. Immagini rappresentative delle colture di cellule endoteliali corneali umane durante tutto il processo di subculturing utilizzando TrypLE e Dispase II sono mostrate nella Figura 4.

Le analisi dell'immunofluorescenza possono essere condotte sulle colture di cellule endoteliali corneali per individuare specifiche proteine nelle cellule. Un esempio di questo è presentato in Figura 5. Gli espiantati da pecore e cornee umane sono stati collocati su vetro rivestito a effetto fisso per coprire le labbra in piatti 24-pozzo e coltivati per 4 settimane. Gli espianti sono stati rimossi e poi le colture sono state analizzate utilizzando l'immunofluorescenza per la presenza di zo-1, una proteina di giunzione stretta, e N-cadherin, una proteina di giunzione aderenti, secondo il nostro protocollo pubblicato⁹. Gli stessi anticorpi anti-o-1 e anti-n-cadherin sono stati utilizzati sia per le cellule ovini che per le cellule umane, e i risultati hanno mostrato che entrambe le proteine sono state rilevate nelle membrane plasmatiche delle cellule di entrambe le specie. L'OO-1 è normalmente presente come una banda distinta al bordo della cella, ma diventa debole o assente nelle cellule sottoposte a EMT. Pertanto, la robusta espressione di zo-1 in queste colture ha indicato che le cellule non avevano subito EMT.

Le nostre camere micro-Boyden su misura sono progettate per sospendere una membrana biomateriale all'interno del pozzo di una piastra di coltura dei tessuti a 6 pozze(Figura 6). La procedura per il montaggio di una membrana biomateriale in una camera micro-Boyden è illustrata nella figura 7. Il design della camera micro-Boyden permette a entrambi i lati della membrana sospesa all'interno di essa di essere utilizzati contemporaneamente come superfici di coltura cellulare. Per dimostrarlo, le cellule osniche stromali derivate dal tessuto stromale corneale sono state seminata ad una densità di 100.000 cellule/cm² su un lato di una membrana di collagene di tipo I e poi 24 h più tardi la camera è stata capovolta e le cellule endoteliali di pecora sono state semiate sull'altro lato della membrana ad una densità di 400.000 cellule cm/^. Gli strati cellulari progettati per tessuti sono stati coltivati per 4 settimane, poi fissati con formalina tampone neutra al 10% e macchiati utilizzando la phalloidina rhodamine e la tintura nucleare di Hoechst 33342. Sono stati poi esaminati e fotografati utilizzando un microscopio confocale (Figura 8). Una vista a sezione trasversale del costrutto cellulare tessuto-ingegnerizzato ha rivelato un singolo strato di cellule endoteliali corneali su una superficie della membrana di collagene e una coltura multistrato di cellule stromali corneali sull'altra superficie.

Figura 1: Tecnica per ottenere espianti della membrana dell'endotelio/Descemet dalle cornee fresche. (A) La cornea è posta sul lato endotelio in una parabola Petri sotto un microscopio dissettivo. (B) Vista ravvicinata dell'area indicata da un rettangolo rosso in (A). Le pinze orologiere sono utilizzate per rimuovere delicatamente la membrana di Descemet dallo stroma sottostante. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Procedura per stabilire ed espandere le colture di cellule endoteliali corneali dagli esplicati di membrana dell'endotelio/Descemet. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Immagini rappresentative a contrasto di fase delle colture cellulari endoteliali durante la creazione iniziale da espianti della membrana dell'endotelio/desceme di pecora. (A) Una membrana di un endotelio/denia di pecora esoscheletro dopo 3 giorni di coltura. Le cellule endoteliali corneali hanno cominciato a migrare sulla piastra. (B) Una pecora espiantare la coltura dopo 1 settimana. L'espianto è circondato da un foglio confluente di cellule. (C) Una coltura ovino dopo 2 settimane. Piccole celle circondano l'espianto mentre le cellule più grandi si trovano più lontano. (D) Una coltura ovino dopo 6 settimane. Una regione di piccole celle strettamente imballate è visibile accanto a una regione di celle più grandi. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: Isolamento di piccole cellule endoteliali endotiliali umane strettamente imballate per le sottoculture. (A) Una coltura endoteliale/detesto di un endotelio/Descemet di un'uomo dopo 7 settimane. Molte piccole celle strettamente imballate sono presenti accanto all'espianto. (B) Le regioni di piccole cellule strettamente imballate si sviluppano nelle colture di espiante umane in modo simile a quello osservato nelle colture di ovini explant. (C) Una coltura umana explant dopo la rimozione dell'espianto e dopo 20 min di esposizione a TrypLE. Le piccole cellule strettamente imballate hanno mantenuto il loro attaccamento alla piastra mentre le celle più grandi hanno galleggiato via. (D) Una coltura di cellule endoteliali endoteiali umane dopo 1 ora in Dispase II. La maggior parte delle cellule si sono staccate dalla piastra come grumi galleggianti. (E) Una sottocultura endoteliale corneale umana dopo 1 giorno. Le cellule sono migrate verso l'esterno dai grumi cellulari che sono stati isolati dalla coltura originale degli espiante. (F) Una sottocultura endoteliale corneale umana dopo 12 giorni. Le cellule hanno formato un monostrato confluente. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 5: Localizzazione delle proteine zo-1 e N-cadherin nelle membrane delle cellule ovini e delle cellule endoteliali della cornea umana mediante immunofluorescenza a doppia etichettatura. Le colture di espianto della membrana di pecora e di cornea umana sono state stabilite sulle colture di vetro rivestito con fattore di attacco e analizzate dopo 4 settimane. Nelle membrane delle pecore ( A e B) e delle cellule endoteliali corneali(D ed E)sono stati rilevati sia l'O-1 (macchia verde) che n-cadherin (macchia rossa). L'analisi delle immagini unite ha rivelato che le due proteine erano altamente co-localizzate all'interno delle colture (C e F). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 6: Diagramma di una camera micro-Boyden mostrata nella sezione trasversale. La nostra camera micro-Boyden su misura è composta da una camera superiore, una camera inferiore e un anello O. Può essere utilizzato per sospendere qualsiasi tipo di materiale membranoso all'interno di una coltura tissutale bene. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 7: La procedura per il montaggio di una membrana biomateriale in una camera micro-Boyden per la coltura dei tessuti. (A) Le attrezzature necessarie per questa procedura comprendono un tagliere in politetrafluoretilene, un paio di pinze, una trephine di 18 mm di diametro, una camera micro-Boyden su misura e una membrana biomateriale. (B) Utilizzare la trefina per estrarre un disco dalla membrana biomateriale. (C) Posizionare l'o-ring nella camera superiore del dispositivo di montaggio e quindi posare il disco biomateriale su di esso. (D) Avvitare la camera inferiore sulla camera superiore del dispositivo di montaggio. (E) La camera assemblata micro-Boyden è pronta per essere sterilizzata con il 70% di etanolo. (F) Immergere la camera sterilizzata micro-Boyden nel mezzo di coltura dei tessuti nel pozzo di una piastra di coltura tissutale a 6 pozze. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 8: Pecore cellule endoteliali e stromali su lati opposti di una membrana di collagene di tipo I. Le cellule sono state macchiate di canoda phalloidin per visualizzare actina (rosso) e Hoechst per visualizzare i nuclei (blu). La membrana di collagene di tipo I non è stata macchiata e quindi non è visibile in queste immagini che sono state raccolte utilizzando la microscopia confocale. (A) Un basso ingrandimento, vista trasversale del costrutto tessuto-ingegnerizzato. Un sottile strato di actin che rappresenta una coltura delle cellule endoteliali corneale è visibile sulla superficie superiore della membrana, e uno strato più spesso di actin che rappresenta una coltura delle cellule stromali è presente sulla superficie inferiore della membrana. I nuclei blu non sono mostrati in questa immagine. (B) Vista viso dello strato endoteliale corneale che mostra sia l'atto che la colorazione dei nuclei. (C) Vista viso dello strato di cellule stromali corneali che mostra sia l'atto che la colorazione nucleica. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Una sfida tecnica significativa associata alla creazione e all'espansione delle cellule endoteliali corneali umane impedisce che si verifichino EMT nelle colture. EMT può essere attivato nelle cellule endoteliali corneali dalla perdita di contatto cellulare-cellulare, ma la maggior parte dei protocolli di coltura cellulare per queste cellule comporta la dissociazione enzimatica a singole cellule durante l'isolamento e la sottocultura¹⁰. Qui presentiamo un protocollo alternativo di coltura cellulare per le cellule endoteliali corneali che riduce al minimo il rischio che le cellule perdano il contatto tra loro durante le fasi di isolamento e sottocultura.

Il nostro metodo per stabilire colture di cellule endoteliali corneali consiste nel collocare gli usplants della membrana dell'endotelio/Descemet dalle cornee dei donatori in piastre di coltura dei tessuti in condizioni che consentono alle cellule di migrare collettivamente dalle membrane e sulle piastre. Affinché questo abbia successo, l'espianto deve formare un attaccamento stretto alla piastra di coltura dei tessuti, e questo è meglio ottenere non disturbando la piastra per diversi giorni dopo l'impostazione delle colture. Un altro fattore critico nella creazione di colture di cellule endoteliali corneali da parte dell'uomo è l'età del donatore. Tassi di successo più elevati tendono ad essere raggiunti da donatori di età inferiore ai 30 anni.

Uno svantaggio dell'utilizzo del metodo di coltura dell'espianto per stabilire colture endoteliali corneali è il periodo relativamente lungo che esiste tra la creazione delle colture e l'ottenimento di un gran numero di cellule. I cosiddetti metodi "peel-and-digest" prevedono lo spoglio dell'endotelio dalle cornee dei donatori e la sua digestione con enzimi per rilasciare le cellule per la coltura¹¹. Questi tipi di metodi produrrebbero colture contenenti inizialmente più cellule di quelle stabilite dagli espianti.

Il nostro metodo di coltura delle endote endoliali esporisce produce colture molto piccole, compatte e mature di alta qualità. Tuttavia, le colture contengono anche cellule più grandi e meno ideali verso la periferia della piastra. Le cellule più grandi possono essere rimosse mediante digestione con TrypLE e scartate se lo si desidera, ma questo riduce il numero di cellule disponibili per la sottocoltura. Tuttavia, gli espianti che hanno iniziato con successo le colture cellulari primarie sono quasi sempre in grado di avviare ulteriori colture cellulari, e questa capacità può essere sfruttata per ottenere un gran numero di cellule di alta qualità.

Il nostro metodo di sottocultura per le cellule endoteliali corneali prevede l'utilizzo di Dispase II per sollevare delicatamente i grumi delle cellule lontano dalla piastra di coltura dei tessuti per il trasferimento a piastre fresche, e anche se questo metodo è progettato per ridurre al minimo la possibilità che EMT si verifichino nei passaggi cellule, va notato che non riduce il rischio di zero.

L'obiettivo di molti gruppi è stato quello di sviluppare strati di cellule endoteliali corneali ingegnerizzati per scopi di trapianto. Molti materiali diversi sono stati sperimentati come portatori per le cellule e una varietà di metodi diversi sono stati utilizzati per impedire al materiale di muoversi nella piastra di coltura durante la coltura cellulare. La maggior parte dei metodi prevede l'ancoraggio del materiale alla superficie della piastra di coltura dei tessuti in qualche modo, limitando la crescita cellulare solo alla superficie superiore della membrana. Mentre questi metodi potrebbero essere utilizzati per produrre singoli strati di endotelio corneo ingegnerizzato che equivarrebbe a innesti di membrana dell'endotelio/Descemet (innesti DMEK), non potrebbero essere utilizzato per produrre equivalenti di tessuto-ingegnerizzato degli innesti membrana/stroma dell'endotelio/descemet (innesti DSEK o DSAEK) che sono più comunemente utilizzati dai chirurghi attualmente. Abbiamo quindi sviluppato un dispositivo di montaggio a membrana chiamato camera micro-Boyden che consente alle cellule di essere coltivate simultaneamente su entrambe le superfici di una membrana biomateriale sospesa, e l'abbiamo utilizzato per produrre innesti di tessuto costituiti da cellule endotee corneali e cellule stromali corneali su superfici opposte di membrane di collagene di tipo I. Questi innesti a doppio strato ingegnerizzati potrebbero potenzialmente essere utilizzati per sostituire gli innesti derivati dalla cornea del donatore di tessuto endotelio e stromale su entrambi i lati della membrana di Descemet (innesti DSEK o DSAEK).

In sintesi, i metodi presentati in questo articolo sono progettati per coloro che desiderano ottenere cellule endoteliali corneali primarie di alta qualità per l'uso in studi di ingegneria tissutale. Sono descritti metodi di coltura delicati che sono progettati per ridurre il rischio di cellule sottoposte a EMT e viene presentato un metodo per far crescere le cellule su membrane biomateriali sospese. Ci auguriamo che questi metodi possano aiutare gli altri verso i loro obiettivi di produrre trapianti di endotelio corneo ingegnerizzati con tessuti.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Attachment factor	Gibco	S006100	A 1X sterile solution containing gelatin that is used to coat tissue culture surfaces. Store at 4 °C.
Bovine pituitary extract	Gibco	13028014	A single vial contains 25 mg. Freeze in aliquots.
Calcium chloride	Merck	C5670	Dissolve in HBSS to make a 1 mM stock solution. Filter sterilise.
Centrifuge tube, 50 ml	Labtek	650.550.050
Chondroitin sulphate	LKT Laboratories	C2960	This is bovine chondroitin sulphate. Dissolve in HBSS to make a 0.08 g/mL stock solution. Filter sterilise and freeze in aliquots.
Dispase II	Gibco	17105-041	Dissolve in DPBS to make a 2 mg/mL stock solution. Filter sterilise and freeze in aliquots.
Ethanol	Labtek	EA043	100% undenatured ethanol should be diluted to 70% in deionised water for sterilising instruments and surfaces.
Foetal bovine serum	GE Healthcare Australia Pty Ltd	SH30084.03	This is a HyClone brand of foetal bovine serum.
Coverglass No. 1, Ø 13 mm	Proscitech	G401-13	Place sterilised cover slips into 24-well plates for tissue culture.
HBSS	Gibco	14025-092	Hank's balanced salt solution, 1X, containing calcium chloride and magnesium chloride.
L-ascorbic acid 2-phosphate	Merck	A8960	Dissolve in HBSS to make a 150 mM stock solution. Filter sterilise.
Micro-Boyden chamber	CNC Components Pty. Ltd.	Upper ring: QUT-0002-0006, Base ring: QUT-0002-0007	Both components are made from polytetrafluoroethelyne (PTFE).
O-ring for micro-Boyden chamber	Ludowici Sealing Solutions	RSB012	Composed of silicon rubber.
Opti-MEM 1 (1X) + GlutaMAX-1	Gibco	51985-034	A reduced serum medium containing glutamine.
DPBS	Gibco	14190-144	Dulbecco's phosphate buffered saline, 1X, without calcium chloride and magnesium chloride.
Pen Strep	Gibco	15140-122	A 100X antibiotic solution containing 10,000 Units/mL penicillin and 10,000 µg/mL streptomycin.
Petri dish	Sarstedt	82.14473.001	Sterile Petri dish, 92 X 16 mm, for tissue dissections.
Tissue culture plate, 24 well	Corning Incorporated	Costar 3524	A plate containing 24 wells, each with a surface area of 2 cm2.
Tissue culture plate, 6 well	Corning Incorporated	Costar 3516	A plate containing 6 wells, each with a surface area of 9 cm2.
TrypLE Select	Gibco	12563-011	A 1X enzyme solution for dissociating cells.
Versene	Gibco	15040-066	A 1X EDTA solution for dissociating cells.
Watchmaker forceps	Labtek	BWMF4	Number 4 watchmaker forceps work well for removing strips of endothelium/Descemet's membrane from corneas.