Summary
פרוטוקול זה מציג מודל חזק, לשחזור של כלי דם מרוכבים allotransplant (VCA) מכוון למחקר בו זמנית של אימונולוגיה והתאוששות תפקודית. הזמן שהושקע בטכניקה קפדנית בהשתלה אורתוטופית ירך ימין באמצע הירך האחורי עם תפורים ביד וסמיכות עצבית מניב את היכולת ללמוד התאוששות תפקודית.
Abstract
השתלת גפיים בפרט, כלי דם מרוכבים allotransplant (VCA) באופן כללי יש הבטחה טיפולית רחבה כי כבר stymied על ידי מגבלות נוכחיות בדיכוי המערכת החיסונית והתאוששות neuromotor פונקציונלי. מודלים רבים של בעלי חיים פותחו לחקר תכונות ייחודיות של VCA, אבל כאן אנו מציגים מודל רב-רבייה חזק של השתלת גפיים אחוריות אורתוטופיות בחולדות שנועדו לחקור בו זמנית את שני ההיבטים של מגבלת VCA הנוכחית: אסטרטגיות דיכוי המערכת החיסונית והתאוששות עצבית פונקציונלית. בליבת המודל נשענת מחויבות לטכניקות מיקרוכירורגיות קפדניות, שנבדקו בזמן, כגון תפירת כלי דם ביד ואסתום עצבי תפור ביד של עצב הירך ועצב הירך. גישה זו מניבה שחזורי גפיים עמידים המאפשרים לבעלי חיים חיים ארוכים יותר המסוגלים שיקום, חידוש הפעילות היומיומית ובדיקות פונקציונליות. עם טיפול קצר טווח של סוכנים מדכאי חיסון קונבנציונליים, בעלי חיים allotransted שרדו עד 70 ימים לאחר ההשתלה, ובעלי חיים isotransted לספק בקרות חיים ארוכים מעבר 200 ימים לאחר הניתוח. ראיות של התאוששות תפקודית נוירולוגית קיים על ידי 30 ימים לאחר אופרטיב. מודל זה לא רק מספק פלטפורמה שימושית לחקר שאלות חיסוניות ייחודי VCA והתחדשות עצבית, אלא גם מאפשר בדיקות vivo של אסטרטגיות טיפוליות חדשות המותאמות במיוחד עבור VCA.
Introduction
השתלת גפיים תחת הקטגוריה הרחבה יותר של allotransplant כלי דם מרוכבים (VCA) או allotransplant רקמות מרוכבות (CTA) עדיין לא למלא את ההבטחה הטיפולית שלה. מאז השתלות היד האנושית המוצלחות הראשונות בליון, צרפת ולואיוויל, קנטאקי בשנים 1998 ו-1999, בוצעו מעל 100 השתלות גפיים עליונות ברחבי העולם בחולים שנבחרובקפידה 1. ישימות רחבה יותר כבר stymied על ידי דיכוי חיסוני משמעותי והתאוששות עצבית תפקודית מוגבלת. אסטרטגיות דיכוי המערכת החיסונית הנוכחי לגרום 85% שכיחות של דחייה חריפה לנוכח 77% שכיחות של זיהום אופורטוניסטי2. מצד שני, התאוששות תפקודית לאחר השתלת יד מתרחשת; כלומר, נכות של ציוני כתף ויד זרוע (DASH) משתפרת מ- 71 ל- 43, אך רמת תפקוד זו עדיין עשויה להיות זכאיתלנכות 2. בהתחשב בטבע הלא-מציל חיים של השתלת גפיים, יש לחדד את הטכניקות הנוכחיות במודלים של בעלי חיים כדי לעשות את הצעד הבא ב-VCA.
מאז מודל העכברוש הראשון של השתלת גפיים בשנת 19783, מודלים חדשניים רבים של בעלי חיים פותחו כדי לקדם את השדה של VCA4, שילוב anastomoses אזוק כלי דם כדי למזער אתהזמן אופרטיב 5,6, הטרוטופ השתלות osteomyocutaneous ic כדי למזער עלבון פיזיולוגילמקבל בעל חיים 7,8,99,10,11, וגישות אימונולוגיות רומן7,12,13,14. מודל העכברוש של השתלת הירך הימנית הימנית האורתופדית שהוצגה כאן מדגיש טכניקות מיקרוכירורגיות קפדניות, שנבדקו בזמן, כגון אסטומוסציות כלי דם תפורות ביד וסמיכות עצבית כהשקעה מראש בפלטפורמת מודל חזקה, ניתנת לשחזור, כדי לחקור בו זמנית את שני ההיבטים של מגבלת VCA הנוכחית: אסטרטגיות דיכוי חיסוני והתאוששות עצבית תפקודית.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל הניסויים נערכו בהתאם למדריך לטיפול ולשימוש בבעלי חיים מעבדה של המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) ואושרו על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת נורת'ווסטרן. ההליכים הספציפיים בוצעו תחת פרוטוקול IS00001663.
הערה: שני זנים של חולדות שימשו, חולדות לואיס ואוגוסט קופנהגן x אירי (ACI) חולדות. בעלי חיים חולקו לשלוש קבוצות טיפול: allotransplant ללא דיכוי חיסוני (ACI ללואיס), allotransplant עם דיכוי חיסוני קונבנציונלי (ACI ללואיס), ו isotransplant (לואיס ללואיס או ACI ל ACI). לואיס הוא זן מלידה, בעוד חולדות ACI מייצגות סוג פראי out-bred, ולכן שילוב זה נבחר כדי מודל התגובה דחייה במקרה הגרוע ביותר. דיכוי חיסוני קונבנציונלי ניתן תת עורי או כמו rapamycin 1 מ"ג/ק"ג מיום שלאחר הניתוח (POD) מינוס 1 כדי POD 28 או כמו FK506 3 מ"ג/ק"ג מ POD 0 כדי POD 14, ולאחר מכן פעם בשבוע לאחר מכן. חולדות זכר ונקבה היו זכאיות לנמענים מגיל 8 עד 16 שבועות, במשקל של בין 250 ל-400 גרם בזמן הניתוח.
1. תורם ימין קציר גפיים אחוריות
- לגרום הרדמה כללית עם 5% isoflurane בחמצן טהור באמצעות מאדה עם מערכת טיהור מתאימה.
- אשר עומק הולם של הרדמה עם צביטה בהון, ולאחר מכן השתמש קוצץ שיער כדי לחתוך את הפרווה של האיבר האחורי הימני ואתר כירורגי במפשעה הימנית
- לרדת את ה-isoflurane דרך קונוס האף מכרסם ל 2-2.5%.
- מקם את החולדה עם גפיים מופצות מודבקות לצדדים על לוח הפעלה עם משטח חימום מתחת. חיטו את העור ללא שיער עם 70% אלכוהול משפשף ומגינים על השדה הכירורגי עם גזה סטרילית.
- באמצעות מיקרוסקופ מיקרוכירורגי מתאים, מכשירים מיקרוכירורגיים, ועם גישה קלה אלקטרוקוטרית דו קוטבית ומונופולרית, להתחיל את הקטנון.
- השתמש במספריים כדי ליצור חתך עור/רקמות תת עוריות סביב הבליטה הימנית. התחל בקמט בהגיוני מדיאלי בערך באותה רמה כמו הרצועה בהגייה להאריך את הגב לרוחב כדי להשלים את החתך ההיקף.
- לאחר שחשף את שכבת השרירים ישירות מתחת לחתך, לנתח ולצרב את כלי האפיגסטריה השטחית המובילים מהשכבה השרירית לעור הפרוקסימלי / דש תת עורי רק נוצר.
- לשקף את הדש הפרוקסימלי superomedially לרצועה המפשעה ואת העור הדיסטלי / דש תת עורי באופן תפל דרך הברך.
- השתמש במפשץ תיל או בגזה מגולגלת כדי לעזור לחשוף את השדה.
- שים לב כי האנטומיה של העכברוש דומה לבני אדם; מלוהבי למדיל שוכבים העצב, העורק והוורוד.
- לנתח את עצב הירך, לחלק אותו בחדות ברצועה ההגיונית, פרוקסימלי ל2furcation במידת האפשר. משוך את העצב המחולק נחות, לשמור אותו בבטחה מהדרך, מכוסה מתחת גזה לחה.
- מפנה את תשומת הלב לעורק הירך וורין, להשתמש 4 ס"מ 7-0 קשרי משי כדי באופן אטראומטי למשוך את כלי הדם במקום לטפל בהם ישירות.
- לתלות את כל ענפי כלי הירך כפי שהם מתעוררים עם 7-0 עניבות משי; לחלק את הענפים בין הקשרים. עבור ענפים קטנים מאוד, צריבה דו קוטבית עשויה לשמש במקום קשרים.
הערה: ענפים עורקים ורדיים הדורשים חלוקה כוללים את iliac circumflex שטחי ואת כלי שרירים. אילי הימקמק שטחיים הוא בדרך כלל הגדול ביותר ונראה לצלול עמוק כמו עצם הירך פרופונדה בבני אדם, אבל פרופונדה נעדרחולדה 15. ענפים דיסטליים יותר של כלי הירך כגון הגנון הגבוה ביותר והענף saphenous בדרך כלל אינם דורשים חלוקה. - באופן שיטתי להזריק 500 יחידות בינלאומיות של הפרין דרך וריק הפין בתורם חולדה זכר. השתמש בוווה האפיגסטריההההההיתיתיתית אם החולדה התורם היא נקבה.
- אפשר heparin להפיץ באופן שיטתי במשך 2 דקות לפני שתמשיך עם השלבים הבאים.
- לחתוך את עורק הירך עם 7-0 קשרי משי כproximal לרצועה ההגיונית ככל האפשר ולחלק בין הקשרים.
- בדומה לעורק, לחתוך ולחלק את וירק הירך.
- לשקף הן עורק וגם וורין נחות, בבטחה מהדרך, מכוסה מתחת גזה לחה יחד עם עצב הירך מכוסה בעבר. לנתח את קבוצות השרירים הפתחיים, לדאוג לצרוב כל כלי גלוי שמתעורר. תשומת לב להמוסטאזיס כאן תמזער את איבוד הדם של הנמען לאחר התסיסה.
- עמוק לקבוצות השרירים הפתחיים, זהה וחלק בחדות את עצב הירך הפרוקסימלי לענפיו. שלושה ענפים סטיאטיים נראים בדרך כלל: טיביל, פרונאל וסוראל. כל השלושה צריכים להישמר בגפה של התורם. ענף דו- cutaneous רביעי אינו נראה בדרך כלל בחתךזה 15,16.
- סיים לחלק את שאר קבוצות השרירים הגחוניים וה גב בגובה אמצע הירך עם המותזיס קפדני. ייתכן שיהיה צורך למשוך את האיבר מדיאלי כדי להשלים את חלוקת השרירים.
- לתפר את עצם הירך באמצע הפיר באמצעות מסור סיבובי אלחוטי מוחזק ביד.
- לאחר הסרת שתל האיבר מהתורם, לחתוך את הקצוות הקשורים משי מעורק הירך בצד השתל וגדמי וריר, ובכך לפתוח מחדש את כלי הדם.
- הכנס אנגיוקטטר 24-מד לתוך גדם עורק השתל ולשטוף את השתל עם 250 יחידות בינלאומיות של הפרין מדולל 5 מ"ל של תמיסת מלח נורמלי קר כקרח, צופה בו לזרום החוצה ברור דרך הוריד הפתוח.
- לאט, בעדינות לשטוף את השתל במשך כ 3 דקות. שטיפה עודפת בכוח עלולה לפגוע אנדותל.
- מניחים את השתל בצלחת תמיסת מלח מקורר מקוננים בדלי קרח עד להשתלה.
- המתת סד לעכברוש התורם עם ניקור חזה דו-צדדי.
- נקה את כל כלי הניתוח כראוי.
2. קטיעה גפיים אחוריות ימניות של הנמען
- לגרום להרדמה עם isoflurane ב 5%, לאשר עומק, לקצץ את הפרווה, למקם את החיה, ולחטא את העור עם אלכוהול כמתואר עבור חולדת התורם.
- Down-titrate isoflurane ל 2-2.5% ולהזריק משכך כאבים תת עורי לפני הניתוח עם buprenorphine 1.2 מ"ג/ק"ג, ו מונעת לפני הניתוח עם enrofloxacin 7.5 מ"ג/ק"ג.
- כמו עבור התורם, לעשות חתך היקף בקמט ההגיוני, לשקף מדפים בעור המבטחים המיסטזיס, ולחתוך את עצב הירך, עורק וורין, קשירה את אותם כלי ענף כמו לעיל.
- מחלקים את עצב הירך בצורה פחות תפלה מאשר לתורם, אבל באופן פרוקסימטום לרירית אם אפשר.
- לנתח את עורק הירך ואת הוווין עם מספיק מקום כדי להדק כל אחד בנפרד ברמת הרצועה המגיונית. מהדקים את העורק והעורק עם מהדקי בולדוג מיקרוכירורגיים. לאחר הידוק, לחלק כל כלי בחדות עם מספריים.
- מחלקים את שרירי הגחן וה גב של הירך בגובה אמצע הירך עם המותזיס קפדני, מושך את האיבר מדיאלי לפי הצורך.
- זהה וחלק את עצבי הירך הפרוקסימליים לנקודות הענף שלהם כאמור לעיל.
- תפרעי את עצם הירך באמצע הפיר בעזרת המסור.
- הסר את האיבר האחורי הימני המקורי של הנמען והיפטר כראוי.
- ה-1-1.5% דרך קונוס האף.
3. תרומה להשתלת גפיים
- באמצעות מסור כוח המוחזק ביד, לגלח את כל אי סדרים הן תורם וקצוות עצם הירך המטופל לחתוך.
- באמצעות המסור, לחתוך את קצה הרכזת של מחט 18-מד, אשר יהפוך מוט תוך מפדו אל עצם הירך.
- לפני מניפולציה העצם, להחיל כמות קטנה של שעוות עצם על הנמען לחתוך את קצה עצם הירך כדי להפחית את דימום מח במהלך תהליך reaming.
- להשתמש במחט 18 מ"מ .כמוט תוך-מדולרי יש צורך בכוח מסוים, אבל אל תסתבך אף אחת מהעצם עד כדי שבר בקליפת המוח.
- במידת הצורך, להסיר את המחט ולחתוך אותו לאורך מתאים כך שתי העצמות להתאים בצורה חלקה מעל המחט ללא מחט מראה בין העצם.
- מניחים תמיכה קטנה כגון כרית של גזה או סלע קטן או חימר דוגמנות מתחת לאבר התורם כדי לשמור אותו את המתח.
- תפרים פוליגלקטין 5-0 פשוטים הופסקו, כך שהשתל לא יסתובב סביב מחט הירך. זה נותן יציבות הגפיים עבור anastomoses.
- מעת לעת להשיק את השתל ואת השדה הכירורגי עם תמיסת מלח קרה כקרח להדמיה טובה יותר ולהפחית פגיעה איסכמית חמה.
- ליישר את העורקים הירך התורם והמטופל ולאמת אותם בסופו של דבר אופנה באמצעות תפר ניילון פשוט קטע 10-0, הימנעות הן מתח לולאה. העורק דורש בממוצע שישה תפרים.
- בדומה לעורק, מנמיך את התורם ואת ורידים הירך הנמען בסופו של דבר אופנה. ווין דורש שישה עד שמונה תפרים.
הערה: השקיה תמיסת מלח קרה נדיבה, טכניקת טיפול בכלי דם אטראומטיים, והשארת זנבות ארוכים לשמש כתפרים לשהייה עבור נסיגת כלי הם כלים חשובים לאנסטומוזה מיקרוכירורגית יעילה. - מניחים כמות קטנה של אבקת תאית המוסטטית סביב שני anastomoses, ולאחר מכן להסיר את מהדקי בולדוג מיקרוכירורגיים פרוקסימלי על ויריד והעורק.
- בדוק את שני האנסתוסים לקבלת patency וזרימה טובה. השתמש במקלות ספוגית כותנה כדי להניע בעדינות את וורין ולהבטיח hemostasis טוב של שני anastomoses. להחזיק את הלחץ על אתרי דימום ולמקם יותר אבקת תאית המוסטאטית במידת הצורך. תפר אחר יכול להיות ממוקם דרך חור מדמם בסיכון של "קיר אחורי" המחט רק כמועד אחרון.
- כאשר שני anastomoses מאושרים משביע רצון, לקצץ את כל זנבות תפר להישאר ארוך שנותר קצר כדי להתאים לאחרים.
- למקם מחדש את העכברוש לתמדת ההתבטאות הירדנית הליטאלית השמאלית, השתמש באלקטרוקוטרטיה ליברלית כדי להשיג המוסטאזיס קפדני של כל דימום שריר התסיסה.
- להפנות את תשומת הלב anastomoses העצב פעם hemostasis שריר מובטח. לקצץ בחזרה כל קצוות חיתוך עצבי שנראים מרופטים.
- תקצרו את קבוצות שרירי הגב תחת עצב הירך עם תפרים פוליגלקטין פשוטים שנקטעו 5-0.
- תקצור מחדש את עצב הירך. שמונה עד עשר 10-0 ניילון עצבי פשוט קטע תפרים בדרך כלל יספיק.
- תקצרו את קבוצות שריר הגב המזכירות ולאחר מכן תסגרו את עור הגב עם תפר רציף של 4-0 פוליגלקטין.
- למקם מחדש את העכברוש בחזרה לתוצבת העל-טבעית ולתזמן מחדש את עצב הירך. שניים עד שלושה 10-0 ניילון עצבי פשוט קטע תפרים בדרך כלל יספיקו.
- סגור את העור הפתח עם תפר רציף פוליגלקטין 4-0. הימנע זנב תפר עודף, אשר יכול להיות מעצבן לעכברוש פעם אחת ער.
4. טיפול לאחר הניתוח
- לשחזר בעלי חיים בכלובים שלהם עם כרית חימום מתחת לכלוב וגישה מוכנה למזון ומים, ניטור לסיבוכים מוקדמים מדי יום בשבוע הראשון.
- לספק משכך כאבים לאחר הניתוח עם מלוקסיה תת עורית 1 מ"ג/ק"ג הזרקה יומית באמצעות POD 2. לספק תרסיס אנרופלוקסאצין אנטיביוטי לאחר הניתוח. לספק תמריץ עבור autotomy (השחתה עצמית) עם ערפל בטוח מר שרוסס פעמיים ביום לשתל באמצעות POD 7.
- לשמור על חולדות מושתלות בכלובים עם חולדות אחרות, כדי לעורר את החזרה לפעילות היומיומית ולשקם את האיבר המושתל.
5. בדיקות תחושה לאחר הניתוח
- החל את בדיקת Hargreaves של פרוטוקול תחושה תרמית, המתואר גם במקומותאחרים 17,18.
- מניחים את החולדה במיכל הבדיקה ואפשרו לו להסתגל למשך 20 דקות. הזכוכית של ההתאברות אושרה כנקייה, ומקור החום אישר שהוא עובד עם האצבע של החוקר.
- לפני הבדיקה, ודא כי העכברוש ער וכף הרגל שנבחנה ממוקמת מעל גלאי תנועת האינפרא אדום.
- לשדר אנרגיה תרמית בעוצמה רמה 90. עיכוב זמן בחיה מזיז את כף רגלו ממקור החום נרשם. אם לא מתרחשת תנועה תוך 20 שניות, הבדיקה בוטלה כדי למנוע פציעה.
- השג חמישה ניסויים לכל איבר שנבדק, למעט הערך הגבוה והנמוך ביותר לפני חישוב זמן ההשתהות הממוצע עבור כל בעל חיים.
6. בדיקות מוטוריות לאחר הניתוח
- באמצעות הליכון ניתוח הליכה ופלטפורמת ניתוח תוכנה משולבת, בחרו מועמדים לבדיקות הליכון בארבעה עד שישה שבועות לאחר הניתוח.
- חותכים את כל הציפורניים של חולדות יום או יומיים לפני הבדיקה.
- התאקלם את בעלי החיים לחדר הבדיקות למשך שעה אחת לפני הבדיקה, ואפשר לדקה אחת של ליטוף לפני הבדיקה כדי להרגיע את החרדה.
- הנחת העכברוש בתוך ההליכון, להפעיל את ההליכון בניסויים של מהירות גוברת, מ 10 ס"מ / קצת, כדי 14 ס"מ / קצת, למטרה 18 ס"מ / s. אם העכברוש מרושת ולא ניתן לשדל אותו ללכת, בטל את הבדיקה באותו יום כדי להימנע מהתניה שלילית. אפשר לשחקנים גבוהים ללכת עד 24 ס"מ לשעה.
- לשטוף את אפליקציית ההליכון עם 70% אתנול בין בעלי חיים שנבדקו.
- פרמטרי הליכה הם פלט מהתוכנה הקניינית של פלטפורמת הניתוח.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
הישרדות והתאוששות תלויות בטכניקה כירורגית קפדנית. תשומת לב anastomoses כלי הדם ואת anastomoses עצבי, כמו גם coaptation העצם כמתואר לעיל הוא מכריע למקסם את ההצלחה של מודל זה. עיצוב אופרטיבי ותוצאות אנסתמוטיות מייצגות מוצגות באות 1.
התמותה הכללית הייתה תלויה באסטרטגיית דיכוי המערכת החיסונית, כאשר רוב בעלי החיים השתולשים השיגו את נקודת הקצה של המחקר של 100-200 ימים לאחר הניתוח כפי שניתן לראות באיור 2. ברגע מתוך החלון האקטי לאחר הניתוח, בעלי חיים allotransted מטופלים יכול לחוות הישרדות עד 58 ימים לאחר הניתוח. חולדות Isografted חיו ללא הגבלת זמן במהלך המחקר בעוד חולדות מושתלות allograft היו תמותה משתנה מראמיצין ו FK506. מתוך הטיפולים FK506 קידם את הכדאיות הארוכה ביותר (יום 57), בעוד rapamycin היה השני הטוב ביותר (היום 20) על השליטה לא מטופלת (היום 10).
התאוששות חושית ומוטורית ניתן להציג איור 3. בעלי חיים הראו כי התאוששו תפקוד עצבי חושי של כף הרגל המושתלת באמצעות מערכת Hargreaves ביום 30. בעלי חיים הפגינו התאוששות משמעותית בארבעה שבועות לאחר הניתוח (Aii). בעלי חיים הראו שיפורים ניכרים בתפקוד המוטורי של האיבר המושתל באמצעות הליכון ניתוח הליכה ופלטפורמת ניתוח תוכנה משולבת. פרמטר הליכה לדוגמה המבוסס על גפיים ספציפיות מוצג (Bii) ואינדקס פונקציה Sciatic (SFI) מוצגים גם (Biii).
איור 1: עיצוב אופרטיבי מתואר בפורמט מצויר. (א)החולדה מוצגת עם(ב)חתך רוחב רגל ימין לאחור המתאר (i) את צרור הירך (עצב, עורק, ו- vein) (ii) את עצב הירך, ו(iii) את העצם. (ג)מיקרוגרפים מייצגים ממיקרוסקופ ההפעלה (התורם משמאל ומקבל ימין) נלקחו של (i) anastomosis עצב sciatic (ii) עורק עצב הירך, ו anastomoses ורידים (מוצג מלמעלה למטה), ו (iii) 18-מד מחט תוך ממדמולית מוט-עצם הירך coaptation. שים לב שמבני התורמים מופיעים משמאל בכל תמונה. כמו כן, שים לב שעצם הירך מוצגת לפני שיתוף פעולה מלא כאשר שתי העצמות מתנגדות והמחט מוסתרת בפנים. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: אחוזי הישרדות בעלי חיים כפי שהוצגו ימים לאחר הניתוח (POD). קבוצות המוצגות כוללות איזוגרפט, allografts ללא טיפול, rapamycin, ו FK506 תרופות לדיכוי המערכת החיסונית. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: התאוששות עצבית חושית מדגימה ב-(א) Hargreaves בוחנים בעלי חיים מושתלים כל אחד בשש נקודות זמן לאחר הניתוח ו-(ב) עדיין נורה של בדיקות הליכון באמצעות DigiGait. (i) תמונות מייצגות מוצגות עם (ii) נתוני Paw בהתאמה. תמונות מקודדות בצבע בהתאמה של כפות רגליים הן גם 0.025 ms מסגרות. דגמי Digigate (iii) מוצגים גם הם. משמעות נקבעה באמצעות ANOVA חד-כיוון עם מבחן השוואה מרובה של Bonferroni ו- SEM, שבו n=7 ו p< 0.05. נתונים מסוימים אלה של DigiGait נלקחו מלחיות איזוגניות שנבדקו ביום שלאחר הניתוח 28. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
השתלת גפיים, תחת הקטגוריה הרחבה יותר של allotransplantation רכיב כלי דם (VCA), יש הבטחה טיפולית ישימה נרחבת עדיין לא ממומש. המחסומים העיקריים נמצאים בסוגיות חיסוניות לא פתורות הייחודיות לטכניקות שחזור של VCA ונוירומוטור המשמשות כיום. פיתוח טכניקות חדשות יהיה תלוי במודלים של בעלי חיים גמישים, חזקים ותו לא.
מודלים רבים של בעלי חיים הוקמו VCA, כל אחד עם יתרונות ספציפיים4. מודלים יונקים שאינם אנושיים מציעים תרגום אטרקטיבי לחולים אנושיים, אבל נפגעו על ידי חששות עלות ורמות רעילות של דיכוי חיסונינדרש 4. מודלים שונים של דרכים נתו כיתרון עבור קווי דמיון ספציפיים של מבנה שרירים כמו בני אדם, כמו גם מערכת חיסונית מנוסה יותר19,20. מודלים Porcine מציעים את היתרונות של מודל בעלי חיים גדול שבו המערכת החיסונית נחקרת יותר ויותר21,22. מערכות מודל העכבר מציגות את הטכניקות המתקדמות ביותר לחקר אימונולוגיה, אך למרות התקדמות חשובה באנסטומוזיס מיקרוכירורגיבאזיקים 23, השתלת איבר העכבר נותרה מאתגרת מבחינה טכנית ויש לה כמהמגבלות בהערכת שחזור תפקודית 5,24,25,26.
מודלים חולדה ב VCA כבר מנוצל מאז 19783,מתן פלטפורמה בוגרת לחקור הן השערות אימונולוגיות ונוירומוטור 6 ,9,13,,14,17,27,28,38.9, המודל כאן משלב את היתרונות של גישה אורתוטופית האחורית, אנסטומוזיס תפר, מחדש את העצבים, ופוטנציאל לניתוח הליכה. הינדלימב אורתוטופיה בניגוד להשתלה בעילום שם היא פחות משיכה לעכברוש במהלך תהליך ההחלמה ומאפשרת המשך התנהגויות טיפוח והאכלה נורמליות לאחר פעולה אופרטיבית. תפר anastomosis למרות הקפדה עשויה להציע פחות טכני מבלבל עבור מחקרים לטווח ארוך. חידוש עצבי מאפשר חקירה עתידית17,,18 וניתוח הליכה. פרוטוקול זה מסתמך על טכניקות מיקרוכירורגיות קפדניות, שנבדקו בזמן,המתוארות היטב במקומות אחרים 29 , הדורשות תשומתלב מתמדת כדי למנוע את המלכודות המיידיות של מנת יתר של הרדמה, כשל אנסטומטי, פקקת אנסטומטית ואיבוד דם כירורגי מוגזם. למרות מיקרוכירורגים מרובים יכולים לשפר את זרימת העבודה, תיארנו שיטה שבה מיקרוכירורג הפעלה יחיד יכול להשיג פלט ניסיוני מספיק.
Autotomy או השחתה עצמית כבר תופעה ציין במספר מודלים מיקרוכירורגיים, וזה כבר שיערו הפוך לתאם עםריפוי עצבי 30,31. Autotomy היה בשליטה כוללת במודל זה, אולי קשור טכניקה anastomotic עצבי קפדני. כריתה אוטומטית גם ירדה רחוק יותר לתוך עקומת הלמידה. "ערפל בטוח מר" היה נספח בעל ערך לשליטה בתופעה הזו.
ניתוח הליכה בחולדות נחקר עבור מודלים מרובים שלפציעה 32,33,34, הרלוונטי ביותר עבור פגיעה בעצבירך 35,36. חולדות גם כאשר לא השתלת גפיים מקבלי ידועים להיות נושאים הטרוגניים לניתוח הליכה, וחוקרים עדיין לדון אילו פרמטרים ניתוח לתארהתאוששות 37. במודל זה תיארנו מספר שיטות להשגת הנתונים הטובים ביותר של נמענים מושתלים המוכנים ומסוגלים ללכת. בחירה מוקדמת של מהלכים נאותים לא הייתה חזויה של שיתוף פעולה לאחר הניתוח. למרות שבעלי חיים מסוגלים לנוע על הדיור שלהם ברגע כמה שעות לאחר הניתוח, הם לא מוכנים ambulation הליכון עד לפחות ארבעה עד שישה שבועות לאחר הניתוח.
היכולת של פרוטוקול למדוד התאוששות עצבית ב VCA תלויה באסטרטגיה שלה לשיקום. פרוטוקול זה מקדם במפורש מקבלי השתלה אינטראקציה עם חולדות אחרות כתורגם לתפקד. אסטרטגיה זו מודעת לחשיבות השיקום של הדוגמנות, אך היא פשוטה, חסכונית, והיא סטנדרטית ברובה. אסטרטגיות עתידיות עשויות לכלול שיקום פעיל יותר כגון הכשרת הליכון.
הטכניקות החיסוניות החלות על מודל זה הן מעבר להיקף הדיון הזה, אבל בפרט, השוואת איזוטרנסנטנט לעומת בעלי חיים אלו-השתלות מספקת שליטה שימושית כדי להבדיל תופעות אימונולוגיות אלוגרפט ודחייה מפציעה reperfusion איסכמי, דלקת, revascularization, ותהליכי זיהום לאחר הניתוח הטבוע בניתוח ההשתלה עצמו. Isotransplants לספק שליטה דומה עבור מחקרי תפקוד עצבי מאותה סיבה.
באמצעות פלטפורמה זו, חוקרים עשויים להיות מסוגלים לקדם הן אימונולוגיה VCA והתאוששות neuromotor.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
לסופרים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו מומנה על ידי קרן פרנקל ו בית החולים נורת'ווסטרן ממוריאל מקורמיק גרנט (מבצע RESTORE). מחקר שדווח בפרסום זה נתמך על ידי המכון הלאומי למדעי הרפואה הכלליים של המכונים הלאומיים לבריאות תחת מספר פרס T32GM008152. עבודה זו נתמכה על ידי הליבה מיקרוכירורגיה אוניברסיטת נורת'ווסטרן ו Phenotyping התנהגותי Core.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia machine | Vet Equip | 911103 | |
| 0.5cc syringe | Exel | 26018 | |
| 18-gauge needle | BD | 305196 | |
| 1cc syringe | BD | 309659 | |
| 22-gauge needle | BD | 305156 | |
| 24-gauge angiocatheter | Sur-Vet | SROX2419V | |
| 25-gauge needle | Exel | 26403 | |
| 3 cc syringe | BD | 309657 | |
| 5cc syringe | Exel | 26230 | |
| Alcohol | Fisher Scientific | HC-600-1GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Vet Equip | 941443 | |
| Anesthetic gas scavenger system | Vet Equip | 931401 | |
| Bipolar electrocautery | Aura | 26-500 | |
| Bitter Spray Mist | Henry Schein | 5553 | |
| Bone wax | CP Medical | CPB31A | |
| Breathing circuit | Vet Equip | 921413 | |
| Buprenophine | Reckitt Benckiser | 12496075705 | |
| Castro-Viejos needle drivers | Roboz | RS-6416 | |
| Cordless rotary saw | Dremel | 8050-N/18 | |
| Cotton swab stick | Fisher Scientific | 23-400-101 | For hemostasis |
| DigiGait Appparatus and Software | Mouse Specifics | MSI-DIG, DIG-SOFT | |
| Dumont forceps (#4) | Roboz | RS-4972 | |
| Dumont forceps (#5) | Roboz | RS-5035 | |
| Enrofloxacin | Norbrook | ANADA 200-495 | |
| FK-506 | Astellas | 301601 | |
| Gauze | Kendall | 1903 | |
| Gauze | Covidien | 8044 | |
| Gloves | Microflex | DGP-350-M | |
| Hair clippers | Oster | 078005-010-003 | |
| Handheld monopolar electrocautery | Bovie | AA00 | |
| Hargreaves Apparatus | Ugo Basile S.R.L. Gemonio, Italy | 37370 | |
| Heating pad | Walgreens | 126987 | |
| Heparin | Fresenius Kabi | 42592K | |
| Hot plate | Corning | PC-351 | For warming resusscitation fluid |
| Isoflurane | Henry Schein | 29405 | |
| Lactated ringers | Baxter | 2B2074 | |
| Large petri dish | Fisher Scientific | FB0875713 | For donor graft while in chilled saline |
| Meloxicam | Henry Schein | 49755 | |
| micro Collin Hartmann retractor | |||
| Micro dissecting scissors | Roboz | RS-5841 | |
| Microfibrillar collagen powder | BD | 1010590 | For hemostasis |
| Microvascular clips | Roboz | RS-5420 | |
| Normal saline | Baxter | 2F7124 | |
| Opthalmic lube | Dechra | IS4398 | |
| Rapmycin | MedChem Express | HY-10219 | |
| Small petri dish | Fisher Scientific | FB0875713A | For warmed resusscitation fluid |
| Sterile drapes | ProAdvantage | N207100 | |
| Surgical gown | Cardinal Health | 9511 | |
| Surgical mask | 3M | 1805 | |
| Surgical microscope, optic model OPMIMD | Zeiss | 169756 | |
| Surgical microscope, Universal S3 | Zeiss | 243188 | |
| Suture 10-0 nylon | Covidien | N2512 | |
| Suture 5-0 vicryl | Ethicon | J213H | |
| Suture 7-0 silk tie | Teleflex | 103-S | |
| Tape | 3M | 1530-1 | |
| Ultrasonic instrument cleaner | Roboz | RS-9911 | |
| Vessel dilation forceps | Roboz | RS-5047 |
References
- Elliott, R. M., Tintle, S. M., Levin, L. S. Upper extremity transplantation: current concepts and challenges in an emerging field. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 7 (1), 83-88 (2014).
- Petruzzo, P., et al. The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation. Transplantation. 90 (12), 1590-1594 (2010).
- Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. Journal of Surgical Research. 24 (6), 501-506 (1978).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
- Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (108), e53483 (2016).
- Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (41), e2022 (2010).
- Horner, B. M., et al. In vivo observations of cell trafficking in allotransplanted vascularized skin flaps and conventional skin grafts. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (4), 711-719 (2010).
- Fleissig, Y., et al. Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research. Journal of Visualized Experiments. (146), e59458 (2019).
- Zhou, X., et al. A series of rat segmental forelimb ectopic implantation models. Scientific Reports. 7 (1), (2017).
- Adamson, L. A., et al. A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts. Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).
- Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
- Fries, C. A., et al. enzyme responsive, tacrolimus-eluting hydrogel enables long-term survival of orthotopic porcine limb vascularized composite allografts: A proof of concept study. PLoS One. 14 (1), 0210914 (2019).
- Cottrell, B. L., et al. Neuroregeneration in composite tissue allografts: effect of low-dose FK506 and mycophenolate mofetil immunotherapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (3), 5 (2006).
- Benhaim, P., Anthony, J. P., Lin, L. Y., McCalmont, T. H., Mathes, S. J. A long-term study of allogeneic rat hindlimb transplants immunosuppressed with RS-61443. Transplantation. 56 (4), 911-917 (1993).
- Greene, E. C. Anatomy of the rat. Volume N.S. American Philos. Soc. , Philadelphia, Pa. 27 (1935).
- Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal Pain Sensation in Rats and Mice Using the Hargreaves Test. Bio-protocol. 7 (16), (2017).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Hong, S. H., Eun, S. C. Experimental Forelimb Allotransplantation in Canine Model. BioMed Research International. 2016, 1495710 (2016).
- Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 26 (3), 201-207 (2010).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Fries, C. A., et al. A Porcine Orthotopic Forelimb Vascularized Composite Allotransplantation Model: Technical Considerations and Translational Implications. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3), 71 (2016).
- Kim, M., Fisher, D. T., Powers, C. A., Repasky, E. A., Skitzki, J. J. Improved Cuff Technique and Intraoperative Detection of Vascular Complications for Hind Limb Transplantation in Mice. Transplantation Direct. 4 (2), 345 (2018).
- Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), 015495 (2013).
- Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
- Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a mouse model for heterotopic limb and composite-tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (4), 267-273 (2001).
- Tang, J., et al. A vascularized elbow allotransplantation model in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (5), 779-786 (2015).
- Yan, Y., et al. Nerve regeneration in rat limb allografts: evaluation of acute rejection rescue. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (4), 511 (2013).
- Georgiade, N. G., Serafin, D. A Laboratory Manual of Microsurgery. Fourth Printing. , (1986).
- Tseng, S. H. Suppression of autotomy by N-methyl-D-aspartate receptor antagonist (MK-801) in the rat. Neuroscience Letters. 240 (1), 17-20 (1998).
- Haselbach, D., et al. Regeneration patterns influence hindlimb automutilation after sciatic nerve repair using stem cells in rats. Neuroscience Letters. 634, 153-159 (2016).
- Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 191 (2), 251-265 (2005).
- Berryman, E. R., Harris, R. L., Moalli, M., Bagi, C. M. Digigait quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model. Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).
- Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 11622, 179-188 (2014).
- Bozkurt, A., et al. Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis. Behavioural Brain Research. 219 (1), 55-62 (2011).
- Neckel, N. D. Methods to quantify the velocity dependence of common gait measurements from automated rodent gait analysis devices. Journal of Neuroscience Methods. 253, 244-253 (2015).
- Yeh, L. S., Gregory, C. R., Theriault, B. R., Hou, S. M., Lecouter, R. A. A functional model for whole limb transplantation in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (5), 1704-1711 (2000).
