يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

انتشار خلايا وأعضاء الأسنان والجهاز التنفسي في الجاذبية الصغرى

2.2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62690

⸱

مايو 25, 2021

 ,  ,  ,  , 
1Center for Craniofacial Research and Diagnosis, Texas A&M College of Dentistry, 2Department of Stomatology, The Fourth Affiliated Hospital, Harbin Medical University, 3Key Laboratory of Oral Medicine, Guangzhou Insititute of Oral Disease, Stomatology Hospital of Guangzhou Medical University

في هذه المقالة

ملخص

يقدم هذا البروتوكول طريقة للثقافة ونمو 3D للخلايا الشبيهة بالأرومة المينائية في الجاذبية الصغرى للحفاظ على شكلها الممدود والمستقطب بالإضافة إلى تعبير البروتين الخاص بالمينا. كما يتم وصف ظروف الثقافة لثقافة التركيبات الهندسية للثة وأعضاء الرئة في الجاذبية الصغرى.

الملخص

الجاذبية هي واحدة من المحددات الرئيسية لوظيفة الخلية البشرية ، والانتشار ، والبنية الهيكلية الخلوية والتوجه. تحاكي أنظمة المفاعلات الحيوية الدوارة (RCCSs) فقدان الجاذبية عند حدوثه في الفضاء وتوفر بدلا من ذلك بيئة الجاذبية الصغرى من خلال الدوران المستمر للخلايا أو الأنسجة المستزرعة. تضمن هذه RCCSs إمدادا غير منقطع من العناصر الغذائية وعوامل النمو والنسخ والأكسجين ، وتعالج بعض أوجه القصور في قوى الجاذبية في أطباق زراعة الخلايا أو الأعضاء 2D (ثنائية الأبعاد) بلا حراك. في الدراسة الحالية ، استخدمنا RCCSs لمشاركة خلايا حلقة عنق الرحم وخلايا لب الأسنان لتصبح أرومات مينائية ، لتوصيف تفاعلات السلف / السقالة اللثوية ، ولتحديد تأثير الالتهاب على الحويصلات الهوائية الرئوية. سهلت بيئات RCCS نمو الخلايا الشبيهة بالأرومات المينائية ، وعززت تكاثر السلف اللثوي استجابة لطلاء السقالات ، وسمحت بتقييم آثار التغيرات الالتهابية على الحويصلات الهوائية الرئوية المزروعة. تلخص هذه المخطوطة الظروف البيئية والمواد والخطوات على طول الطريق وتسلط الضوء على الجوانب الهامة والتفاصيل التجريبية. في الختام ، RCCSs هي أدوات مبتكرة لإتقان الثقافة والنمو ثلاثي الأبعاد (ثلاثي الأبعاد) للخلايا في المختبر والسماح بدراسة الأنظمة الخلوية أو التفاعلات غير القابلة لبيئات ثقافة 2D الكلاسيكية.

المقدمة

تؤثر الجاذبية على جميع جوانب الحياة على الأرض ، بما في ذلك بيولوجيا الخلايا الفردية ووظيفتها داخل الكائنات الحية. تستشعر الخلايا الجاذبية من خلال المستقبلات الميكانيكية وتستجيب للتغيرات في الجاذبية عن طريق إعادة تكوين البنى الهيكلية الخلوية وتغيير انقسام الخلايا1،2،3. تشمل التأثيرات الأخرى للجاذبية الصغرى الضغط الهيدروستاتيكي في الحويصلات المملوءة بالسوائل ، وترسيب العضيات ، والحمل الحراري المدفوع بالطفو للتدفق والحرارة4. أجريت دراسات حول تأثير فقدان الجاذبية على الخلايا والأعضاء البشرية في الأصل لمحاكاة بيئة الفضاء عديمة الوزن على رواد الفضاء أثناء بعثات الرحلات الفضائية5. ومع ذلك ، في السنوات الأخيرة ، أصبحت تقنيات المفاعلات الحيوية ثلاثية الأبعاد هذه التي طورتها ناسا في الأصل لمحاكاة الجاذبية الصغرى ذات أهمية متزايدة كنهج جديدة لثقافة مجموعات الخلايا التي لا تكون قابلة لأنظمة الثقافة 2D.

تحاكي المفاعلات الحيوية 3D الجاذبية الصغرى عن طريق نمو الخلايا المعلقة وبالتالي خلق تأثير "السقوط الحر" المستمر. تشمل المزايا الأخرى للمفاعلات الحيوية الدوارة عدم التعرض للهواء الذي تصادفه أنظمة زراعة الأعضاء ، وتقليل إجهاد القص والاضطراب ، والتعرض المستمر لإمدادات متغيرة من العناصر الغذائية. هذه الظروف الديناميكية التي يوفرها المفاعل الحيوي لنظام زراعة الخلايا الدوارة (RCCS) تفضل التوطين المكاني المشترك والتجميع ثلاثي الأبعاد للخلايا المفردة في مجاميع 6,7.

أظهرت الدراسات السابقة مزايا المفاعل الحيوي الدوار لتجديد العظام8 ، وزراعة جرثومة الأسنان9 ، ولزراعة خلايا بصيلات الأسنان البشرية10. كان هناك أيضا تقرير يشير إلى أن RCCS يعزز تكاثر خلايا EOE والتمايز إلى الأرومات المينائية11. ومع ذلك ، تم اعتبار الخلايا المتمايزة أرومات مينائية بناء على التألق المناعي للأميلوبلاستين و / أو تعبير الأميلوجينين وحده11 دون النظر في مورفولوجيتها الممدودة أو شكل الخلية المستقطبة.

بالإضافة إلى المفاعل الحيوي لأوعية الجدار الدوار (RWV) الذي طورته وكالة ناسا ، تشمل التقنيات الأخرى لتوليد مجاميع 3D من الخلايا الرفع المغناطيسي ، وآلة تحديد المواقع العشوائية (RPM) و clinostat12. لتحقيق الرفع المغناطيسي ، يتم رفع الخلايا الموسومة بجسيمات نانوية مغناطيسية باستخدام قوة مغناطيسية خارجية ، مما يؤدي إلى تكوين هياكل ثلاثية الأبعاد خالية من السقالات تم استخدامها للتصنيع الحيوي لهياكل الخلايا الشحمية13،14،15. هناك طريقة أخرى لمحاكاة الجاذبية الصغرى وهي توليد قوى G متعددة الاتجاهات عن طريق التحكم في الدوران المتزامن حول محورين مما يؤدي إلى إلغاء متجه الجاذبية التراكمي في مركز جهاز يسمى clinostat16. عندما تم استزراع الخلايا الجذعية لنخاع العظم في كلينستات ، تم تثبيط تكوين عظام جديدة من خلال قمع تمايز بانيات العظم ، مما يوضح أحد التأثيرات غير المتمايزة للجاذبية الصغرى16.

من شأن الأنظمة المختبرية لتسهيل الثقافة المخلصة للأرومات المينائية أن توفر خطوة كبيرة إلى الأمام نحو هندسة أنسجة مينا الأسنان17. لسوء الحظ ، حتى هذا التاريخ ، كانت ثقافة الأرومات المينائية مهمة صعبة18,19. حتى الآن ، تم الإبلاغ عن خمسة خطوط خلايا مختلفة تشبه الأرومة المينائية ، بما في ذلك خط خلية سلالة الأرومة المينائية للفأر (ALC) ، وخط الخلايا الظهارية لأسنان الفئران (HAT-7) ، وخط خلية الفأر LS8 20 ، وخط خلية PABSo-E الخنازير21 وخط خلية الفئران SF2-2422. ومع ذلك ، فقد فقدت غالبية هذه الخلايا شكل الخلية المستقطبة المميزة في ثقافة 2D.

في هذه الدراسة ، لجأنا إلى نظام المفاعل الحيوي لثقافة الخلايا الدوارة (RCCS) لتسهيل نمو الخلايا الشبيهة بالأرومة المينائية من ظهارة عنق الرحم المستزرعة بالاشتراك مع أسلاف اللحمة المتوسطة وللتغلب على تحديات أنظمة الاستزراع 2D ، بما في ذلك انخفاض تدفق العناصر الغذائية والتغيرات الهيكلية الخلوية بسبب الجاذبية. بالإضافة إلى ذلك ، قدمت RCCS طرقا جديدة لدراسة تفاعلات الخلايا / السقالات المتعلقة بهندسة أنسجة اللثة وفحص آثار الوسطاء الالتهابيين على الأنسجة السنخية الرئوية في المختبر. وتسلط نتائج هذه الدراسات مجتمعة الضوء على فوائد نظم الاستزراع الدوار القائمة على الجاذبية الصغرى لتكاثر الظهارة المتمايزة ولتقييم الآثار البيئية على الخلايا المزروعة في المختبر، بما في ذلك تفاعلات الخلايا/السقالات واستجابة الأنسجة للحالات الالتهابية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم الحصول على جميع الموافقات المؤسسية اللازمة لضمان امتثال الدراسة للمبادئ التوجيهية المؤسسية لرعاية الحيوان في جامعة تكساس الطبية والصناعية.

1. تجميع المفاعل الحيوي والتعقيم

  1. تعقيم أربع أوعية ذات نسبة عرض إلى ارتفاع عالية (HARV) للمفاعل الحيوي في الأوتوكلاف على دورة الأدوات البلاستيكية لمدة 20 دقيقة عند 121 درجة مئوية على النحو الموصى به من قبل الشركة المصنعة.
  2. بعد التعقيم ، قم بتجميع الأوعية في غطاء زراعة الخلايا عن طريق شد البراغي المزودة بالمفاعل الحيوي وبعد ذلك تكون الأوعية جاهزة للاستخدام.

2. السقالات المستخدمة في تجربة الاستزراع المشترك للمفاعل الحيوي

  1. احتضان السقالات مع الخلايا لتوفير الدعم لارتباط الخلية الضروري لمزيد من النمو.
  2. اختر من بين السقالات القائمة على PGA ، وسقالات هيدروكسيباتيت ، وألواح الجرافين ، وأقراص الجيلاتين ، والسقالات القائمة على الكولاجين لدراسات الثقافة المشتركة.

3. تشريح حلقة عنق الرحم (CL) وإعداد خلية واحدة

  1. التضحية الفئران عن طريق قطع الرأس بعد توقف التنفس عن طريق جرعة زائدة CO2 .
    ملاحظة: تتوافق جميع الدراسات على الحيوانات مع إرشادات رعاية الحيوانات المؤسسية ل TAMU.
  2. تشريح حلقات عنق الرحم من الفئران بعد الولادة لمدة 6 أيام (DPN) باتباع نسخة معدلة من البروتوكول23 المنشور مسبقا.
    ملاحظة: في دراستنا ، يتم تضمين الجزء البعيد من حلقة عنق الرحم غير الموضح في البروتوكول المنشور مسبقا (الشكل 3).
    1. اغسل المنديل الذي تم تشريحه باستخدام PBS المعقم البارد قبل الهضم باستخدام كولاجيناز ديسباز عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  3. مرر المحلول من خلال مصفاة خلية معقمة 70 ميكرومتر وجهاز طرد مركزي إضافي عند 800 × جم لمدة 10 دقائق.
  4. تخلص من المادة الطافية. الطرد المركزي بيليه وغسل مرتين مع PBS الباردة في 800 × غرام. تخلص من المادة الطافية.
  5. عد الخلايا باستخدام مقياس الدم وأضف 1 × 105 خلايا لكل وعاء.

4. زراعة خلايا لب الأسنان وتوسيع خط الخلية

  1. خلايا لب الأسنان الصفيحة في صفيحة زراعة الأنسجة 100 مم عند الممر 4 بتركيز 1 × 105.
  2. تحضير الوسائط للمزرعة التي تتكون من وسائط DMEM عالية الجلوكوز ، مكملة ب 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) ، و 1٪ مضاد حيوي / مضاد حيوي (P / S).
  3. عندما تصل الخلايا إلى التقاء 85-90٪ ، استنشق الوسط واغسل الألواح مرتين باستخدام PBS الذي تم تسخينه مسبقا.
  4. بعد غسل PBS ، أضف محلول Trypsin-EDTA بنسبة 0.25٪ إلى اللوحة ، واحتضن الألواح المحتوية على خلايا لب الأسنان عند 37 درجة مئوية لمدة 3 دقائق.
  5. تأكد من انفصال الخلية عن طريق الفحص البصري باستخدام المجهر.
  6. اجمع الوسائط مع الخلايا من لوحة الاستزراع وانقلها عبر ماصة سعة 25 مل إلى أنبوب مخروطي معقم سعة 50 مل.
  7. الطرد المركزي للخلايا في 800 × غرام لمدة 8 دقائق وتجاهل طاف . أعد تعليق الخلايا في وسائط جديدة وعد باستخدام مقياس الدم.
  8. للاستزراع المشترك مع خلايا حلقة عنق الرحم ، قم بزرع خلايا لب الأسنان في المفاعل الحيوي بتركيز 1 × 104 لكل وعاء.

5. الاستزراع المشترك لخلايا عنق الرحم / لب الأسنان على سقالة داخل المفاعل الحيوي RCCS

  1. أضف كلا النوعين من الخلايا ، وحلقة عنق الرحم ، ولب الأسنان إلى وسط المزرعة الذي يحتوي على وسائط SFM للخلايا الكيراتينية مع عوامل نمو مكملة وبروتينات مصفوفة خارج الخلية وسقالات.
    ملاحظة: تضاف عوامل النمو بتركيز 0.03 ميكروغرام/مل من البروتين المورفوجيني العظمي 2 (BMP 2)، و0.03 ميكروغرام/مل من البروتين المورفوجيني العظمي 4 (BMP-4)، و10 نانوغرام/مل من عامل نمو الخلايا الليفية البشرية المؤتلفة (hFGF)، و15 نانوغرام/مل من عامل نمو البشرة (hEGF)، في حين شملت مكونات ECM 200 ميكروغرام/مل من ماتريجيل، و5 ميكروغرام/مل من اللامينين و5 ميكروغرام/مل من الفبرونيكتين.
  2. قم بتغطية السقالات بمزيج من 500 ميكرولتر من هلام الكولاجين المخصب ب 1 مجم من ببتيد LRAP (ببتيد أميلوجينين الغني بالليوسين) ، 1 مجم من مصفوفة المينا المبكرة المجففة بالتجميد المحضرة من أسنان الخنازير24 ، 5 ميكروغرام / مل لامينين و 5 ميكروغرام / مل من الفبرونيكتين.
    ملاحظة: كان هذا أفضل ما في تجاربنا.
  3. بعد طلاء السقالة ، أضف كل من الخلايا والسقالة إلى المفاعل الحيوي ، واملأ المفاعل الحيوي بوسط 10 مل لكل وعاء.
  4. أغلق غطاء منفذ التعبئة لوعاء المفاعل الحيوي بعد إضافة الوسائط والخلايا والسقالات.
  5. قم بتوصيل الصمامات المعقمة بمنافذ المحاقن في بداية التجربة واحتفظ بها في مكانها بغطاء حتى نهاية التجربة.
  6. بمجرد امتلاء الوعاء بنسبة 90٪ وإغلاق أغطية منفذ التعبئة وتشديدها ، افتح الصمامات المعقمة.
  7. استخدم حقنتين معقمتين (3 مل) في كل مرة يلزم فيها تغيير الوسائط. املأ إحدى المحقنات بوسط جديد بينما تترك المحقنة الأخرى فارغة.
  8. افتح كلا صمامي المحاقن وقم بمناورة الفقاعات برفق نحو منفذ المحقنة الفارغ.
  9. بمجرد حقن الوسط الطازج من المحقنة الكاملة بعناية في الوعاء ، قم بإزالة الفقاعات من خلال منفذ المحقنة الفارغ.
    ملاحظة: يتم تنفيذ هذا الإجراء حتى تتم إزالة جميع الفقاعات الدقيقة من الأوعية.
  10. أغلق منافذ المحاقن بأغطية وتخلص من المحاقن في حاوية نفايات الأدوات الحادة.
  11. قم بتوصيل كل وعاء بقاعدة الدوار وضع قاعدة الدوار في حاضنة بدرجة حرارة 5٪ CO2 و 37 درجة مئوية.
  12. قم بتشغيل الطاقة واضبط سرعة الدوران على 10.1 دورة في الدقيقة.
    ملاحظة: اضبط السرعة للتأكد من أن السقالات معلقة دون لمس جدار الوعاء.
  13. لتغيير الوسائط ، ضع الأوعية في وضع رأسي لضمان استقرار الخلايا في الأسفل. افتح منافذ المحاقن وقم بتوصيل المحاقن المعقمة بالمنافذ.
  14. اتبع نفس الإجراء عن طريق شفط 75٪ من الوسط المستنفد للتغذية وحقن وسط جديد عبر المنفذ الآخر.

6. إعداد أعضاء الرئة والثقافة القائمة على المفاعل الحيوي

ملاحظة: تم استخدام جراء الفئران البرية E15 لإعداد أعضاء الرئة.

  1. تشريح أنسجة الرئة بعد القتل الرحيم لفأر حامل مصاب باختناق CO2 .
    1. بمجرد تأكيد الوفاة بعد الاختناق عن طريق خلع عنق الرحم ، استخدم مشرطا لكشف التجويف الصدري. بعد ذلك ، قم بإزالة الجراء من الرحم والقتل الرحيم عن طريق قطع الرأس.
  2. بعد القتل الرحيم ، قم بإعداد التجويف الصدري عن طريق فتحه بمشرط لتحديد موقع الرئتين. اغسل أجزاء صغيرة من أنسجة الرئة باستخدام PBS المعقم وضعه على غشاء معقم مسبقا لمدة ساعتين مع وسط زراعة الأعضاء في حاضنة تحتوي على 5٪ CO2 و 37 درجة مئوية.
  3. بمجرد أن تلتصق أنسجة الرئة بالغشاء في لوحة زراعة الأعضاء 2D ، انقل العينات إلى وعاء المفاعل الحيوي.
  4. إعداد وسائل الإعلام للثقافة.
    ملاحظة: تحتوي وسائط التحكم DMEM عالية الجلوكوز على 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) ، محلول مضاد حيوي 1٪ (P / S) (بنسلين ، 100 وحدة / مل ، ستربتومايسين ، 50 ميكروغرام / مل) و 100 ميكروغرام / مل حمض الأسكوربيك (AA) ولتحريض الحالات الالتهابية ، يتم استكمال وسط التحكم ب 5 نانوغرام / مل بروتين IL-6.
  5. قم بإجراء تجربة زراعة الرئة لمدة 10 أيام مع تغيير الوسائط كل 48 ساعة في المفاعل الحيوي كما هو موضح أعلاه.

7. سقالة مغلفة بزراعة خلايا الرباط اللثوي البشري (hPDL)

  1. زراعة خلايا أربطة اللثة البشرية.
    ملاحظة: يتم عزل الخلايا وزراعتها في مختبرنا وفقا للبروتوكول المنشور سابقا25.
  2. قم بتغطية أقراص سقالة الكولاجين ب 30 ميكرولتر من PBS للمجموعة الضابطة و neuropeptide galanin (GAL) بتركيز 10-8 بين عشية وضحاها.
  3. بذور خلايا PDL البشرية على السيطرة والسقالة المغلفة GAL لمدة 2 ساعة عند 37 °C في لوحة الاستزراع ، ونقل السقالات المصنفة الخلية إلى وعاء مفاعل حيوي كما ذكر أعلاه.
  4. استزرع السقالات البذرية الخلوية لمدة 14 يوما في المفاعل الحيوي قبل حصاد السقالات لتحليلها.

8. تنظيف وصيانة المفاعلات الحيوية

  1. بعد حصاد السقالات / الخلايا من المفاعل الحيوي ، قم بإزالة منافذ المحاقن من الوعاء.
    ملاحظة: يتم خلع البراغي حول الأوعية ويتم غسل الوعاء برفق بالماء والصابون.
  2. شطف الأوعية بالماء النظيف وشد البراغي مرة أخرى.
  3. قم بتخزين الأوعية بعد التعقيم حتى الاستخدام التالي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

توفر الغرفة الداخلية للمفاعل الحيوي بيئة للخلايا للتكاثر والتمايز ، أو الالتصاق بسقالة أو التجمع لتشكيل أنسجة مثل التجميعات. تحتوي كل سفينة HARV على ما يصل إلى 10 مل من الوسط وتسهل الدوران المستمر للعناصر الغذائية بحيث تتمتع كل خلية بفرصة ممتازة للبقاء على قيد الحياة. يوضح الشكل 1A ربط منافذ المحاقن باللوحة الأمامية للوعاء حيث يتم توصيل صمامات وقفة واحدة معقمة. تعمل هذه الصمامات كحراس لغرفة الثقافة. يتطلب التغيير المتوسط فتح صمام القضيب الحابس لتسهيل توصيل حقنة معقمة تحتوي على وسط جديد. تسمح...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تشمل الخطوات الحاسمة لبروتوكول نمو الخلايا في الجاذبية الصغرى المفاعل الحيوي ، والسقالة ، والخلايا المستخدمة في ثقافة 3D ، وطلاء السقالة كوسيلة للحث على تمايز الخلايا. يتكون نوع المفاعل الحيوي المستخدم في دراساتنا من المفاعل الحيوي RCCS-4 ، وهو تعديل حديث لجهاز زراعة الأنسجة الأسطوانية الدوارة الأصلي لنظام زراعة الخلايا الدوارة (RCCS) الذي طورته وكالة ناسا لزراعة الخلايا في محاكاة الجاذبية الصغرى. توفر بيئة RCCS-4 هذه ضغوط قص منخفضة للغاية ، مما يعزز نقل الكتلة ويحسن أداء الثقافة. سمح هذا الإصدار من المفاعل الحيوي بالاست...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

شكر وتقدير

تم دعم الدراسات بسخاء بمنح من المعهد الوطني لأبحاث الأسنان والقحف الوجهي (UG3-DE028869 و R01-DE027930).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
المضادات الحيوية المضادة للفطرياتThermoFisher Scientfic15240096
حمض الأسكوربيكSigma AldrichA4544
BGJb وسائط تعديل Fitton-JacksonThermoFisher Scientfic12591
BIOST PGA سقالةSyntheconمخصصمتاح من الشركة من خلال طلب مخصص
BMP-2R & أنظمة D355-BM
BMP-4R & D Systems314-BP
DMEM MediaSigma AldrichD6429-500mL
FBSThermoFisher Scientfic16140071
FibricolAdvanced Biomatrix5133-20mL
FibronectinCorning354008
GalaninSigma AldrichG-0278
قرص الجيلاتينالمتقدم BiomatrixCytoForm 500
صفائح الجرافينAdvanced BiomatrixCytoForm 300
hEGFPeprotechAF-100-15
hFGFThermoFisher ScientficAA1-155
قرص هيدروكسيباتيتAdvanced BiomatrixCytoForm 200
Il-6 بروتينPeproTech200-06
وسائط الكيراتينويات SFM (1X)ThermoFisher Scientfic17005042
LamininCorning354259
LRAP الببتيدالببتيد 2.0تسلسل مخصص: MPLPPHPGSPGYINLSYEVLT
PLKWYQSMIRQPPLSPILPEL
PLEAWPATDKTKREEVD
MatrigelCorning354234
Millipore غشاء النيتروسليلوزMerck MilliporeAABP04700
RCCS BioreactorSyntheconRCCS 4HD
SpongeColAdvanced Biomatrix5135-25EA
صمام حقن أحادي الاتجاه محبس مع قفل لوير ذكر دوارمحاقن سميث الطبيةMX5-61L
بإبرة 3ccMcKESSON16-SN3C211
Trypsin EDTA (0.25٪) ThermoFisherScientfic25200056

المراجع

  1. Horneck, G., et al. Life sciences: microorganisms in the space environment. Science. 225 (4658), 226-228 (1984).
  2. Helmstetter, C. E. Gravity and the orientation of cell division. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94 (19), 10195-10198 (1997).
  3. Bizzarri, M., Monici, M., van Loon, J. J. W. A. How microgravity affects the biology of living systems. BioMed Research International. 2015, 863075(2015).
  4. Freed, L. E., Vunjak-Novakovic, G. Spaceflight bioreactor studies of cells and tissues. Advances in Space Biology and Medicine. 8, 177-195 (2002).
  5. Walther, I. Space bioreactors and their applications. Advances in Space Biology and Medicine. 8, 197-213 (2002).
  6. Morabito, C., et al. RCCS bioreactor-based modelled microgravity induces significant changes on in vitro 3D neuroglial cell cultures. BioMed Research International. 2015, 754283(2015).
  7. Schwarz, R. P., Goodwin, T. J., Wolf, D. A. Cell culture for three-dimensional modeling in rotating-wall vessels: An application of simulated microgravity. Journal of Tissue Culture Methods. 14 (2), 51-57 (1992).
  8. Nokhbatolfoghahaei, H., et al. Computational modeling of media flow through perfusion-based bioreactors for bone tissue engineering. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H. 234 (12), 1397-1408 (2020).
  9. Sun, F. -y, Wang, X. -m, Li, X. -y An innovative membrane bioreactor (MBR) system for simultaneous nitrogen and phosphorus removal. Process Biochemistry. 48 (11), 1749-1756 (2013).
  10. Steimberg, N., et al. Advanced 3D Models Cultured to Investigate Mesenchymal Stromal Cells of the Human Dental Follicle. Tissue Engineering Methods (Part C). 24 (3), 187-196 (2018).
  11. Li, P., et al. RCCS enhances EOE cell proliferation and their differentiation into ameloblasts. Molecular Biology Reports. 39 (1), 309-317 (2012).
  12. Grimm, D., et al. Tissue engineering under microgravity conditions-use of stem cells and specialized cells. Stem Cells and Development. 27 (12), 787-804 (2018).
  13. Tasoglu, S., et al. Magnetic Levitational Assembly for Living Material Fabrication. Advanced Healthcare Materials. 4 (10), 1469-1476 (2015).
  14. Sarigil, O., et al. Scaffold-free biofabrication of adipocyte structures with magnetic levitation. Biotechnology and Bioengineering. 118 (3), 1127-1140 (2021).
  15. Anil-Inevi, M., et al. Biofabrication of in situ Self Assembled 3D Cell Cultures in a Weightlessness Environment Generated using Magnetic Levitation. Scientific Reports. 8 (1), 7239(2018).
  16. Nishikawa, M., et al. The effect of simulated microgravity by three-dimensional clinostat on bone tissue engineering. Cell Transplant. 14 (10), 829-835 (2005).
  17. Pandya, M., Diekwisch, T. G. H. Enamel biomimetics-fiction or future of dentistry. International Journal of Oral Science. 11 (1), 8(2019).
  18. Klein, O. D., et al. Meeting report: a hard look at the state of enamel research. International Journal of Oral Science. 9 (11), 3(2017).
  19. Liu, H., Yan, X., Pandya, M., Luan, X., Diekwisch, T. G. Daughters of the Enamel Organ: Development, Fate, and Function of the Stratum Intermedium, Stellate Reticulum, and Outer Enamel Epithelium. Stem Cells and Development. 25 (20), 1580-1590 (2016).
  20. Chen, L. S., Couwenhoven, R. I., Hsu, D., Luo, W., Snead, M. L. Maintenance of amelogenin gene expression by transformed epithelial cells of mouse enamel organ. Archives of Oral Biology. 37 (10), 771-778 (1992).
  21. DenBesten, P. K., Gao, C., Li, W., Mathews, C. H., Gruenert, D. C. Development and characterization of an SV40 immortalized porcine ameloblast-like cell line. European Journal of Oral Sciences. 107 (4), 276-281 (1999).
  22. Arakaki, M., et al. Role of epithelial-stem cell interactions during dental cell differentiation. Journal of Biological Chemistry. 287 (13), 10590-10601 (2012).
  23. Au - Chavez, M. G., et al. Isolation and Culture of Dental Epithelial Stem Cells from the Adult Mouse Incisor. Journal of Visualized Experiments. (87), e51266(2014).
  24. Pandya, M., et al. Posttranslational Amelogenin Processing and Changes in Matrix Assembly during Enamel Development. Frontiers in Physiology. 8, 790(2017).
  25. Dangaria, S. J., Ito, Y., Luan, X., Diekwisch, T. G. Differentiation of neural-crest-derived intermediate pluripotent progenitors into committed periodontal populations involves unique molecular signature changes, cohort shifts, and epigenetic modifications. Stem Cells and Development. 20 (1), 39-52 (2011).
  26. Ahadian, S., et al. Electrical stimulation as a biomimicry tool for regulating muscle cell behavior. Organogenesis. 9 (2), 87-92 (2013).
  27. Smith, C. E. Cellular and chemical events during enamel maturation. Critical Reviews in Oral Biology & Medicine. 9 (2), 128-161 (1998).
  28. Pei, M., et al. Bioreactors mediate the effectiveness of tissue engineering scaffolds. The FASEB Journal. 16 (12), 1691-1694 (2002).
  29. Ahmed, S., Chauhan, V. M., Ghaemmaghami, A. M., Aylott, J. W. New generation of bioreactors that advance extracellular matrix modelling and tissue engineering. Biotechnology Letters. 41 (1), 1-25 (2019).
  30. Seidel, K., et al. Resolving stem and progenitor cells in the adult mouse incisor through gene co-expression analysis. Elife. 6, (2017).
  31. Green, H., Rheinwald, J. G., Sun, T. T. Properties of an epithelial cell type in culture: the epidermal keratinocyte and its dependence on products of the fibroblast. Progress in Clinical and Biological Research. 17, 493-500 (1977).
  32. Green, H. The birth of therapy with cultured cells. Bioessays. 30 (9), 897-903 (2008).
  33. Zeichner-David, M., et al. Control of ameloblast differentiation. International Journal of Developmental Biology. 39 (1), 69-92 (1995).
  34. Bei, M., Stowell, S., Maas, R. Msx2 controls ameloblast terminal differentiation. Developmental Dynamics. 231 (4), 758-765 (2004).
  35. Dangaria, S. J., Ito, Y., Luan, X., Diekwisch, T. G. Successful periodontal ligament regeneration by periodontal progenitor preseeding on natural tooth root surfaces. Stem Cells and Development. 20 (10), 1659-1668 (2011).
  36. Del Moral, P. M., Warburton, D. Explant culture of mouse embryonic whole lung, isolated epithelium, or mesenchyme under chemically defined conditions as a system to evaluate the molecular mechanism of branching morphogenesis and cellular differentiation. Methods in Molecular Biology. 633, 71-79 (2010).
  37. Hermanns, M. I., Unger, R. E., Kehe, K., Peters, K., Kirkpatrick, C. J. Lung epithelial cell lines in coculture with human pulmonary microvascular endothelial cells: development of an alveolo-capillary barrier in vitro. Laboratory Investigation. 84 (6), 736-752 (2004).
  38. Duell, B. L., Cripps, A. W., Schembri, M. A., Ulett, G. C. Epithelial cell coculture models for studying infectious diseases: benefits and limitations. Journal of Biomedicine and Biotechnolog. 2011, 852419(2011).
  39. Kuppan, P., Sethuraman, S., Krishnan, U. M. In vitro co-culture of epithelial cells and smooth muscle cells on aligned nanofibrous scaffolds. Materials Science and Engineering: C. 81, 191-205 (2017).
  40. Navran, S. The application of low shear modeled microgravity to 3-D cell biology and tissue engineering. Biotechnology Annual Review. 14, 275-296 (2008).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

زراعة الخلايا في الجاذبية الصغرىالمفاعل الحيوي الدوارتمايز الخلايا المكونة للميناءخلايا العروة العنقيةخلايا لب الأسنانالخلايا السلفية للأنسجة الداعمة للأسنانطلاء السقالةالتهاب الحويصلات الرئويةالزراعة ثلاثية الأبعادالمجهر الإلكتروني
انتشار خلايا وأعضاء الأسنان والجهاز التنفسي في الجاذبية الصغرى
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.