Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Propagation de cellules et d’organes dentaires et respiratoires en microgravité

2.2K vues

⸱

DOI :

10.3791/62690

⸱

25 mai 2021

 ,  ,  ,  , 
1Center for Craniofacial Research and Diagnosis, Texas A&M College of Dentistry, 2Department of Stomatology, The Fourth Affiliated Hospital, Harbin Medical University, 3Key Laboratory of Oral Medicine, Guangzhou Insititute of Oral Disease, Stomatology Hospital of Guangzhou Medical University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole présente une méthode pour la culture et la croissance 3D de cellules de type améloblaste en microgravité afin de maintenir leur forme allongée et polarisée ainsi que l’expression protéique spécifique de l’émail. Les conditions de culture pour la culture de constructions d’ingénierie parodontale et d’organes pulmonaires en microgravité sont également décrites.

Résumé

La gravité est l’un des principaux déterminants de la fonction cellulaire humaine, de la prolifération, de l’architecture et de l’orientation du cytosquelette. Les systèmes de bioréacteurs rotatifs (RCCS) imitent la perte de gravité telle qu’elle se produit dans l’espace et fournissent plutôt un environnement de microgravité grâce à une rotation continue de cellules ou de tissus en culture. Ces RCCS assurent un approvisionnement ininterrompu en nutriments, en facteurs de croissance et de transcription et en oxygène, et corrigent certaines des lacunes des forces gravitationnelles dans les boîtes de culture cellulaire ou d’organe 2D immobiles (bidimensionnelles). Dans la présente étude, nous avons utilisé des RCCS pour co-cultiver des cellules de l’anse cervicale et des cellules de pulpe dentaire pour devenir des améloblastes, pour caractériser les interactions progéniteur parodontal/échafaudage et pour déterminer l’effet de l’inflammation sur les alvéoles pulmonaires. Les environnements RCCS ont facilité la croissance de cellules de type améloblaste, favorisé la prolifération des progéniteurs parodontaux en réponse aux revêtements d’échafaudage et permis d’évaluer les effets des changements inflammatoires sur les alvéoles pulmonaires en culture. Ce manuscrit résume les conditions environnementales, les matériaux et les étapes du processus et met en évidence les aspects critiques et les détails expérimentaux. En conclusion, les RCCS sont des outils innovants pour maîtriser la culture et la croissance 3D (tridimensionnelle) de cellules in vitro et pour permettre l’étude de systèmes cellulaires ou d’interactions non adaptés aux environnements de culture 2D classiques.

Introduction

La gravité affecte tous les aspects de la vie sur Terre, y compris la biologie des cellules individuelles et leur fonction au sein des organismes. Les cellules détectent la gravité à travers les mécanorécepteurs et réagissent aux changements de gravité en reconfigurant les architectures du cytosquelette et en modifiant la division cellulaire 1,2,3. D’autres effets de la microgravité comprennent la pression hydrostatique dans les vésicules remplies de liquide, la sédimentation des organites et la convection du flux et de la chaleurinduite par la flottabilité 4. Des études sur l’effet de la perte de gravité sur les cellules et les organes humains ont été menées à l’origine pour simuler l’environnement en apesanteur de l’espace sur les astronautes lors de missions de vol spatial5. Cependant, ces dernières années, ces technologies de bioréacteurs 3D développées à l’origine par la NASA pour simuler la microgravité sont devenues de plus en plus pertinentes en tant que nouvelles approches pour la culture de populations cellulaires qui ne se prêtent pas autrement aux systèmes de culture 2D.

Les bioréacteurs 3D simulent la microgravité en cultivant des cellules en suspension et créent ainsi un effet de « chute libre » constant. Parmi les autres avantages des bioréacteurs rotatifs, citons l’absence d’exposition à l’air rencontrée dans les systèmes de culture d’organes, une réduction de la contrainte de cisaillement et de la turbulence, et une exposition continue à un approvisionnement changeant en nutriments. Ces conditions dynamiques fournies par un bioréacteur RCCS (Rotary Cell Culture System) favorisent la colocalisation spatiale et l’assemblage tridimensionnel de cellules individuelles en agrégats 6,7.

Des études antérieures ont démontré les avantages d’un bioréacteur rotatif pour la régénération osseuse8, la culture de germes dentaires9 et pour la culture de cellules folliculaires dentaires humaines10. Il y a également eu un rapport suggérant que le RCCS améliore la prolifération et la différenciation des cellules EOE en améloblastes11. Cependant, les cellules différenciées ont été considérées comme des améloblastes en fonction de l’immunofluorescence de l’améloblastine et/ou de l’expression de l’amélogénine seule11 sans tenir compte de leur morphologie allongée ou de la forme polarisée des cellules.

En plus du bioréacteur RWV (rotating wall vessel) développé par la NASA, d’autres technologies permettant de générer des agrégats 3D à partir de cellules comprennent la lévitation magnétique, la machine de positionnement aléatoire (RPM) et le clinostat12. Pour obtenir une lévitation magnétique, les cellules marquées avec des nanoparticules magnétiques sont en lévitation à l’aide d’une force magnétique externe, ce qui entraîne la formation de structures 3D sans échafaudage qui ont été utilisées pour la biofabrication de structures adipocytaires13,14,15. Une autre approche pour simuler la microgravité est la génération de forces G multidirectionnelles en contrôlant la rotation simultanée autour de deux axes, ce qui entraîne une annulation du vecteur de gravité cumulé au centre d’un dispositif appelé clinostat16. Lorsque des cellules souches de moelle osseuse ont été cultivées dans un clinostat, la formation de nouveaux os a été inhibée par la suppression de la différenciation des ostéoblastes, illustrant l’un des effets dédifférenciateurs de la microgravité16.

Les systèmes in vitro visant à faciliter la culture fidèle des améloblastes constitueraient un grand pas en avant vers l’ingénierie tissulaire de l’émaildentaire 17. Malheureusement, à ce jour, la culture des améloblastes a été une entreprise difficile18,19. Jusqu’à présent, cinq lignées cellulaires différentes de type améloblaste ont été signalées, y compris la lignée cellulaire améloblaste de souris (ALC), la lignée cellulaire épithéliale dentaire de rat (HAT-7), la lignée cellulaire LS8 de souris20, la lignée cellulaire porcine PABSo-E 21 et la lignée cellulaire SF2-24 de rat22. Cependant, la majorité de ces cellules ont perdu leur forme cellulaire polarisée distinctive en culture 2D.

Dans la présente étude, nous nous sommes tournés vers un système de bioréacteur de culture cellulaire rotative (RCCS) pour faciliter la croissance de cellules de type améloblaste à partir d’épithéliums de l’anse cervicale co-cultivées avec des progéniteurs mésenchymateux et pour surmonter les défis des systèmes de culture 2D, y compris la réduction du flux de nutriments et les changements cytosquelettiques dus à la gravité. De plus, le RCCS a fourni de nouvelles avenues pour l’étude des interactions cellule/échafaudage liées à l’ingénierie des tissus parodontaux et pour examiner les effets des médiateurs inflammatoires sur les tissus alvéolaires pulmonaires in vitro. Ensemble, les résultats de ces études mettent en évidence les avantages des systèmes de culture rotatoire basés sur la microgravité pour la propagation de l’épithélium différencié et pour l’évaluation des effets environnementaux sur les cellules cultivées in vitro, y compris les interactions cellule/échafaudage et la réponse tissulaire aux conditions inflammatoires.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les approbations institutionnelles nécessaires ont été obtenues pour s’assurer que l’étude était conforme aux lignes directrices institutionnelles de TAMU en matière de soins aux animaux.

1. Assemblage et stérilisation du bioréacteur

  1. Stériliser quatre récipients à rapport d’aspect élevé (HARV) pour le bioréacteur dans un autoclave sur le cycle d’instrument en plastique pendant 20 minutes à 121 ° C comme recommandé par le fabricant.
  2. Après stérilisation, assembler les récipients dans une hotte de culture cellulaire en serrant les vis fournies avec le bioréacteur après quoi les récipients sont prêts à l’emploi.

2. Échafaudages utilisés pour l’expérience de co-culture du bioréacteur

  1. Incuber les échafaudages avec les cellules pour fournir un soutien à la fixation cellulaire nécessaire à la croissance ultérieure.
  2. Choisissez parmi les échafaudages à base de PGA, les échafaudages d’hydroxyapatite, les feuilles de graphène, les disques de gélatine et les échafaudages à base de collagène pour les études de co-culture.

3. Dissection de l’anse cervicale (CL) et préparation unicellulaire

  1. Sacrifier des souris par décapitation à la suite d’un arrêt respiratoire par surdose de CO2 .
    NOTE: Toutes les études sur les animaux sont conformes aux lignes directrices institutionnelles de TAMU sur les soins aux animaux.
  2. Disséquer les anses cervicales de souris 6 jours postnatales (NPD) en suivant une version modifiée d’un protocole23 publié précédemment.
    REMARQUE: Dans notre étude, la partie distale de la boucle cervicale non représentée dans le protocole publié précédemment est incluse (Figure 3).
    1. Laver le tissu disséqué avec du PBS stérile froid avant la digestion avec de la collagénase dispase à 37 °C pendant 30 minutes.
  3. Passer la solution dans une crépine à cellules stériles de 70 μm et centrifuger à 800 x g pendant 10 minutes.
  4. Jetez le surnageant. Centrifuger la pastille et laver deux fois avec du PBS froid à 800 x g. Jetez le surnageant.
  5. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et ajouter 1 X 105 cellules par vaisseau.

4. Culture cellulaire de pulpe dentaire et expansion de lignée cellulaire

  1. Plaquettes pulpaires dentaires dans une plaque de culture tissulaire de 100 mm au passage 4 à une concentration de 1 x 105.
  2. Préparer les milieux pour la culture constitués de milieux DMEM à haute teneur en glucose, complétés par 10 % de sérum fœtal bovin (FBS) et 1 % d’antibiotiques/antimycotiques (P/S).
  3. Lorsque les cellules atteignent 85-90% de confluence, aspirez le milieu et lavez les plaques deux fois avec du PBS préchauffé.
  4. Après le lavage du PBS, ajouter une solution préchauffée de trypsine-EDTA à 0,25 % dans la plaque et incuber les plaques contenant des cellules de pulpe dentaire à 37 °C pendant 3 minutes.
  5. Confirmer le détachement des cellules par inspection visuelle à l’aide d’un microscope.
  6. Prélever le milieu avec les cellules de la plaque de culture et transférer via une pipette de 25 ml dans un tube conique stérile de 50 ml.
  7. Centrifuger les cellules à 800 x g pendant 8 minutes et jeter le surnageant. Remettez les cellules en suspension dans un milieu frais et comptez à l’aide d’un hémocytomètre.
  8. Pour la co-culture avec des cellules de l’anse cervicale, ensemencer les cellules de la pulpe dentaire dans le bioréacteur à une concentration de 1 x 104 par récipient.

5. Co-culture de cellules de l’anse cervicale / de la pulpe dentaire sur un échafaudage dans le bioréacteur RCCS

  1. Ajouter les deux types de cellules, la boucle cervicale et la pulpe dentaire au milieu de culture contenant des milieux SFM kératinocytaires avec des facteurs de croissance supplémentés, des protéines de matrice extracellulaire et des échafaudages.
    REMARQUE : Les facteurs de croissance sont ajoutés à une concentration de 0,03 μg/mL de protéine morphogénétique osseuse 2 (BMP 2), 0,03 μg/mL de protéine morphogénétique osseuse 4 (BMP-4), 10 ng/mL de facteur de croissance des fibroblastes recombinants humains (FGFh) et 15 ng/mL de facteur de croissance épidermique (hEGF), tandis que les composants ECM comprenaient 200 μg/mL de matrigel, 5 μg/mL de laminine et 5 μg/mL de fibronectine.
  2. Enduisez les échafaudages d’un mélange de 500 μL de gel de collagène enrichi de 1 mg de peptide LRAP (peptide d’amélogénine riche en leucine), 1 mg de matrice d’émail lyophilisée à un stade précoce préparé à partir de dents de porc24, 5 μg/mL de laminine et 5 μg/mL de fibronectine.
    REMARQUE: Cela a mieux fonctionné pour nos expériences.
  3. Après le revêtement d’échafaudage, ajouter les deux cellules et l’échafaudage au bioréacteur et remplir le bioréacteur avec 10 ml de milieu par cuve.
  4. Fermez le bouchon de l’orifice de remplissage de la cuve du bioréacteur après l’ajout de milieux, de cellules et d’échafaudages.
  5. Fixez les valves stériles aux orifices de seringue au début de l’expérience et maintenez-les en place avec un couvercle jusqu’à la fin de l’expérience.
  6. Une fois que le récipient est rempli à 90% et que les bouchons d’orifice de remplissage sont fermés et serrés, ouvrez les vannes stériles.
  7. Utilisez deux seringues stériles (3 ml) chaque fois qu’un changement de média est nécessaire. Remplissez une seringue avec du milieu frais pendant que l’autre seringue est laissée vide.
  8. Ouvrez les deux valves de la seringue et manœuvrez doucement les bulles vers l’orifice de la seringue vide.
  9. Une fois que le milieu frais de la seringue pleine est soigneusement injecté dans le récipient, retirez les bulles par l’orifice de la seringue vide.
    REMARQUE: Cette procédure est effectuée jusqu’à ce que toutes les microbulles soient retirées des vaisseaux.
  10. Fermez les orifices de seringue avec des bouchons et jetez-les dans un conteneur à déchets pour objets tranchants.
  11. Fixez chaque récipient à la base du rotateur et placez la base du rotateur dans un incubateur à 5 % de CO2 et à 37 °C de température.
  12. Allumez l’alimentation et réglez la vitesse de rotation sur 10,1 tr/min.
    NOTA : Ajustez la vitesse pour vous assurer que les échafaudages sont en suspension sans toucher la paroi du navire.
  13. Pour le changement de média, placez les vaisseaux en position verticale pour vous assurer que les cellules se déposent au fond. Ouvrez les orifices de seringue et connectez les seringues stériles aux orifices.
  14. Suivez la même procédure en aspirant 75% du milieu appauvri en nutriments et en injectant du milieu frais par l’autre port.

6. Préparation d’organes pulmonaires et culture à base de bioréacteur

NOTE: Les bébés souris de type sauvage E15 ont été utilisés pour la préparation des organes pulmonaires.

  1. Disséquer le tissu pulmonaire après avoir euthanasié une souris femelle enceinte asphyxiée au CO2 .
    1. Une fois le décès confirmé suite à une asphyxie par luxation cervicale, utilisez un scalpel pour exposer la cavité thoracique. Par la suite, retirez les chiots de l’utérus et euthanasiez-les par décapitation.
  2. Après l’euthanasie, préparez la cavité thoracique en l’ouvrant avec un scalpel pour localiser les poumons. Lavez de minuscules segments de tissu pulmonaire avec du PBS stérile et placez-le sur une membrane préstérilisée pendant 2 heures avec un milieu de culture d’organes dans un incubateur contenant 5% de CO2 et 37 ° C de température.
  3. Une fois que les tissus pulmonaires se sont attachés à la membrane dans une plaque de culture d’organes 2D, transférez les échantillons dans la cuve du bioréacteur.
  4. Préparer les médias à la culture.
    REMARQUE : Le milieu témoin DMEM à haute teneur en glucose contient 10 % de sérum bovin fœtal (FBS), une solution antibiotique à 1 % (P/S) (pénicilline, 100 U/mL, streptomycine, 50 μg/mL) et 100 μg/mL d’acide ascorbique (AA) et pour l’induction de conditions inflammatoires, le milieu témoin est complété par 5 ng/mL de protéine IL-6.
  5. Effectuer l’expérience de culture pulmonaire pendant 10 jours avec un changement de milieu toutes les 48 heures dans le bioréacteur comme décrit ci-dessus.

7. Échafaudage recouvert d’une culture cellulaire du ligament parodontal humain (hPDL)

  1. Culture de cellules ligamentaires parodontales humaines.
    NOTE: Les cellules sont isolées et cultivées dans notre laboratoire selon le protocole précédemment publié25.
  2. Enduisez les disques d’échafaudage de collagène avec 30 μL de PBS pour le groupe témoin et le neuropeptide galanine (GAL) à une concentration de 10-8 pendant la nuit.
  3. Ensemencer les cellules PDL humaines sur l’échafaudage témoin et recouvert de GAL pendant 2 heures à 37 °C dans une plaque de culture, et transférer les échafaudages ensemencés dans une cuve de bioréacteur comme mentionné ci-dessus.
  4. Culture des échafaudages ensemencés cellulaires pendant 14 jours dans le bioréacteur avant de récolter les échafaudages pour analyse.

8. Nettoyage et entretien des bioréacteurs

  1. Une fois les échafaudages/cellules récoltés dans le bioréacteur, retirez les orifices de la cuve.
    NOTE: Les vis autour des récipients sont enlevés et le récipient est lavé doucement avec de l’eau savonneuse.
  2. Rincez les récipients à l’eau claire et serrez à nouveau les vis.
  3. Entreposer les récipients après l’autoclavage jusqu’à la prochaine utilisation.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

La chambre intérieure du bioréacteur fournit un environnement permettant aux cellules de proliférer et de se différencier, de s’attacher à un échafaudage ou de se rassembler pour former des assemblages tissulaires. Chaque vaisseau HARV contient jusqu’à 10 ml de milieu et facilite une circulation constante des nutriments afin que chaque cellule ait une excellente chance de survivre. La figure 1A illustre la fixation des orifices de seringue à la plaque avant du récipient où sont fixées des va...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les étapes critiques du protocole pour la croissance des cellules en microgravité comprennent le bioréacteur, l’échafaudage, les cellules utilisées pour la culture 3D et le revêtement d’échafaudage comme moyen d’induire la différenciation cellulaire. Le type de bioréacteur utilisé dans nos études comprend le bioréacteur RCCS-4, une modification récente du dispositif de culture tissulaire cylindrique rotatif original Rotary Cell Culture System (RCCS) développé par la NASA pour cultiver des cellules en microgravité simulée...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Les études ont été généreusement soutenues par des subventions de l’Institut national de recherche dentaire et craniofaciale (UG3-DE028869 et R01-DE027930).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Antibiotique-antimycosiqueThermoFisher Scientfic15240096
Acide ascorbiqueSigma AldrichA4544
BGJb Fitton-Jackson Milieu de modificationThermoFisher Scientfic12591
BIOST PGA échafaudageSyntheconCustomDisponible auprès de l’entreprise via une commande personnalisée
BMP-2R& D Systems355-BM
BMP-4R& D Systems314-BP
DMEM MediaSigma AldrichD6429-500mL
FBSThermoFisher Scientfic16140071
FibricolAdvanced Biomatrix5133-20mL
FibronectineCorning354008
GalaninSigma AldrichG-0278
Disque de gélatineAdvanced BiomatrixCytoForm 500
Feuilles de graphèneAdvanced BiomatrixCytoForm 300
hEGFPeprotechAF-100-15
hFGFThermoFisher ScientficAA1-155
Disque d’hydroxyapatiteAdvanced BiomatrixCytoForm 200
Il-6 protéinePeproTech200-06
Kératinocytes SFM media (1X)ThermoFisher Scientfic17005042
LamininCorning354259
LRAP peptidePeptide 2.0Séquence sur mesure : MPLPPHPGSPGYINLSYEVLT
PLKWYQSMIRQPPLSPILPEL
PLEAWPATDKTKREEVD
MatrigelCorning354234
Millipore Membrane nitrocellulosiqueMerck Millipore
RCCS BioréacteurSyntheconRCCS 4HD
SpongeColAdvanced Biomatrix5135-25EA
Serine valve d’arrêt unidirectionnelle avec luer lock mâle pivotantSmiths MedicalMX5-61L
Seringues avec aiguille 3ccMcKESSON16-SN3C211
Trypsine EDTA (0.25 %)ThermoFisher Scientfic
AABP0470025200056

Références

  1. Horneck, G., et al. Life sciences: microorganisms in the space environment. Science. 225 (4658), 226-228 (1984).
  2. Helmstetter, C. E. Gravity and the orientation of cell division. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94 (19), 10195-10198 (1997).
  3. Bizzarri, M., Monici, M., van Loon, J. J. W. A. How microgravity affects the biology of living systems. BioMed Research International. 2015, 863075(2015).
  4. Freed, L. E., Vunjak-Novakovic, G. Spaceflight bioreactor studies of cells and tissues. Advances in Space Biology and Medicine. 8, 177-195 (2002).
  5. Walther, I. Space bioreactors and their applications. Advances in Space Biology and Medicine. 8, 197-213 (2002).
  6. Morabito, C., et al. RCCS bioreactor-based modelled microgravity induces significant changes on in vitro 3D neuroglial cell cultures. BioMed Research International. 2015, 754283(2015).
  7. Schwarz, R. P., Goodwin, T. J., Wolf, D. A. Cell culture for three-dimensional modeling in rotating-wall vessels: An application of simulated microgravity. Journal of Tissue Culture Methods. 14 (2), 51-57 (1992).
  8. Nokhbatolfoghahaei, H., et al. Computational modeling of media flow through perfusion-based bioreactors for bone tissue engineering. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H. 234 (12), 1397-1408 (2020).
  9. Sun, F. -y, Wang, X. -m, Li, X. -y An innovative membrane bioreactor (MBR) system for simultaneous nitrogen and phosphorus removal. Process Biochemistry. 48 (11), 1749-1756 (2013).
  10. Steimberg, N., et al. Advanced 3D Models Cultured to Investigate Mesenchymal Stromal Cells of the Human Dental Follicle. Tissue Engineering Methods (Part C). 24 (3), 187-196 (2018).
  11. Li, P., et al. RCCS enhances EOE cell proliferation and their differentiation into ameloblasts. Molecular Biology Reports. 39 (1), 309-317 (2012).
  12. Grimm, D., et al. Tissue engineering under microgravity conditions-use of stem cells and specialized cells. Stem Cells and Development. 27 (12), 787-804 (2018).
  13. Tasoglu, S., et al. Magnetic Levitational Assembly for Living Material Fabrication. Advanced Healthcare Materials. 4 (10), 1469-1476 (2015).
  14. Sarigil, O., et al. Scaffold-free biofabrication of adipocyte structures with magnetic levitation. Biotechnology and Bioengineering. 118 (3), 1127-1140 (2021).
  15. Anil-Inevi, M., et al. Biofabrication of in situ Self Assembled 3D Cell Cultures in a Weightlessness Environment Generated using Magnetic Levitation. Scientific Reports. 8 (1), 7239(2018).
  16. Nishikawa, M., et al. The effect of simulated microgravity by three-dimensional clinostat on bone tissue engineering. Cell Transplant. 14 (10), 829-835 (2005).
  17. Pandya, M., Diekwisch, T. G. H. Enamel biomimetics-fiction or future of dentistry. International Journal of Oral Science. 11 (1), 8(2019).
  18. Klein, O. D., et al. Meeting report: a hard look at the state of enamel research. International Journal of Oral Science. 9 (11), 3(2017).
  19. Liu, H., Yan, X., Pandya, M., Luan, X., Diekwisch, T. G. Daughters of the Enamel Organ: Development, Fate, and Function of the Stratum Intermedium, Stellate Reticulum, and Outer Enamel Epithelium. Stem Cells and Development. 25 (20), 1580-1590 (2016).
  20. Chen, L. S., Couwenhoven, R. I., Hsu, D., Luo, W., Snead, M. L. Maintenance of amelogenin gene expression by transformed epithelial cells of mouse enamel organ. Archives of Oral Biology. 37 (10), 771-778 (1992).
  21. DenBesten, P. K., Gao, C., Li, W., Mathews, C. H., Gruenert, D. C. Development and characterization of an SV40 immortalized porcine ameloblast-like cell line. European Journal of Oral Sciences. 107 (4), 276-281 (1999).
  22. Arakaki, M., et al. Role of epithelial-stem cell interactions during dental cell differentiation. Journal of Biological Chemistry. 287 (13), 10590-10601 (2012).
  23. Au - Chavez, M. G., et al. Isolation and Culture of Dental Epithelial Stem Cells from the Adult Mouse Incisor. Journal of Visualized Experiments. (87), e51266(2014).
  24. Pandya, M., et al. Posttranslational Amelogenin Processing and Changes in Matrix Assembly during Enamel Development. Frontiers in Physiology. 8, 790(2017).
  25. Dangaria, S. J., Ito, Y., Luan, X., Diekwisch, T. G. Differentiation of neural-crest-derived intermediate pluripotent progenitors into committed periodontal populations involves unique molecular signature changes, cohort shifts, and epigenetic modifications. Stem Cells and Development. 20 (1), 39-52 (2011).
  26. Ahadian, S., et al. Electrical stimulation as a biomimicry tool for regulating muscle cell behavior. Organogenesis. 9 (2), 87-92 (2013).
  27. Smith, C. E. Cellular and chemical events during enamel maturation. Critical Reviews in Oral Biology & Medicine. 9 (2), 128-161 (1998).
  28. Pei, M., et al. Bioreactors mediate the effectiveness of tissue engineering scaffolds. The FASEB Journal. 16 (12), 1691-1694 (2002).
  29. Ahmed, S., Chauhan, V. M., Ghaemmaghami, A. M., Aylott, J. W. New generation of bioreactors that advance extracellular matrix modelling and tissue engineering. Biotechnology Letters. 41 (1), 1-25 (2019).
  30. Seidel, K., et al. Resolving stem and progenitor cells in the adult mouse incisor through gene co-expression analysis. Elife. 6, (2017).
  31. Green, H., Rheinwald, J. G., Sun, T. T. Properties of an epithelial cell type in culture: the epidermal keratinocyte and its dependence on products of the fibroblast. Progress in Clinical and Biological Research. 17, 493-500 (1977).
  32. Green, H. The birth of therapy with cultured cells. Bioessays. 30 (9), 897-903 (2008).
  33. Zeichner-David, M., et al. Control of ameloblast differentiation. International Journal of Developmental Biology. 39 (1), 69-92 (1995).
  34. Bei, M., Stowell, S., Maas, R. Msx2 controls ameloblast terminal differentiation. Developmental Dynamics. 231 (4), 758-765 (2004).
  35. Dangaria, S. J., Ito, Y., Luan, X., Diekwisch, T. G. Successful periodontal ligament regeneration by periodontal progenitor preseeding on natural tooth root surfaces. Stem Cells and Development. 20 (10), 1659-1668 (2011).
  36. Del Moral, P. M., Warburton, D. Explant culture of mouse embryonic whole lung, isolated epithelium, or mesenchyme under chemically defined conditions as a system to evaluate the molecular mechanism of branching morphogenesis and cellular differentiation. Methods in Molecular Biology. 633, 71-79 (2010).
  37. Hermanns, M. I., Unger, R. E., Kehe, K., Peters, K., Kirkpatrick, C. J. Lung epithelial cell lines in coculture with human pulmonary microvascular endothelial cells: development of an alveolo-capillary barrier in vitro. Laboratory Investigation. 84 (6), 736-752 (2004).
  38. Duell, B. L., Cripps, A. W., Schembri, M. A., Ulett, G. C. Epithelial cell coculture models for studying infectious diseases: benefits and limitations. Journal of Biomedicine and Biotechnolog. 2011, 852419(2011).
  39. Kuppan, P., Sethuraman, S., Krishnan, U. M. In vitro co-culture of epithelial cells and smooth muscle cells on aligned nanofibrous scaffolds. Materials Science and Engineering: C. 81, 191-205 (2017).
  40. Navran, S. The application of low shear modeled microgravity to 3-D cell biology and tissue engineering. Biotechnology Annual Review. 14, 275-296 (2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Culture cellulaire en microgravitéBioréacteur rotatifDifférenciation des améloblastesCellules de l'anse cervicaleCellules de la pulpe dentaireCellules progénitrices parodontalesRevêtement d'échafaudageInflammation des alvéoles pulmonairesCulture tridimensionnelleMicroscopie électronique
Propagation de cellules et d’organes dentaires et respiratoires en microgravité
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.