Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Transdermale meting van glomerulaire filtratiesnelheid in mechanisch geventileerde biggen

Published: September 13, 2022 doi: 10.3791/64413
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Department of Physiology, College of Medicine University of Tennessee Health Science Center
* These authors contributed equally

Summary

Glomerulaire filtratiesnelheid (GFR) is de ideale marker voor het beoordelen van de nierfunctie. De standaard meetmethode met inuline-injectie met seriële bloed- en urineanalyse is echter onpraktisch. Dit artikel schetst een praktische methode om GFR transdermaal te meten bij biggen.

Abstract

Transdermale meting van glomerulaire filtratiesnelheid (GFR) is gebruikt om de nierfunctie bij bewuste dieren te evalueren. Deze techniek is goed ingeburgerd bij knaagdieren om acute nierschade en chronische nierziekte te bestuderen. GFR-meting met behulp van het transdermale systeem is echter niet gevalideerd bij varkens, een soort met een vergelijkbaar niersysteem als mensen. Daarom onderzochten we het effect van sepsis op transdermale GFR bij verdoofde en mechanisch geventileerde neonatale varkens. Polymicrobiale sepsis werd geïnduceerd door cecale ligatie en punctie (CLP). Het transdermale GFR-meetsysteem bestaande uit een geminiaturiseerde fluorescentiesensor werd bevestigd aan de geschoren huid van het varken om de klaring van fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC) geconjugeerd sinistrine te bepalen, een intraveneus geïnjecteerde GFR-tracer. Onze resultaten tonen aan dat na 12 uur na CLP serumcreatinine toenam met een afname van de GFR. Deze studie toont voor het eerst het nut aan van de transdermale GFR-benadering bij het bepalen van de nierfunctie bij mechanisch geventileerde, neonatale varkens.

Introduction

Een praktische en kwantitatieve evaluatie van de nierfunctie is de glomerulaire filtratiesnelheid (GFR) meting, die vertelt hoe goed de nieren bloed filteren op basis van het klaringsprincipe1. Een eerdere methode voor het meten van GFR omvat de intraveneuze injectie van exogene verbindingen zoals inuline of sinistrine, waarbij seriële metingen van plasma/ urinespiegels worden uitgevoerd om hun klaring te detecteren 2,3. Deze methode is omslachtig en vereist de seriële verzameling van plasma- en urinemonsters4. Een alternatief is het meten van endogene metabole eindproducten zoals creatinine. Dit is echter tijdrovend en soms onnauwkeurig, omdat het niet alleen wordt gefilterd door de glomerulus, maar ook wordt uitgescheiden door de buisjes 5,6. Bovendien wordt het creatinineniveau beïnvloed door geslacht, leeftijd, dieet en spiermassa 7,8,9.

Een meer precieze, minimaal invasieve en veelgebruikte meting van GFR is het gebruik van transdermale GFR-monitoren, die real-time GFR meten bij dieren 4,10. Sinistrin, een zeer oplosbare en vrij gefilterde exogene niermarker, is gelabeld met fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC). Deze geconjugeerde verbinding wordt intraveneus geïnjecteerd en de real-time nierfunctie kan worden beoordeeld zonder bloed- en urinemonsterste nemen 11. Het gebruik van transdermale GFR-meting is gevalideerd bij knaagdieren12, honden13 en katten14, maar niet bij varkens.

Varkenssoorten delen verschillende anatomische en fysiologische kenmerken met mensen, waardoor ze ideale dieren zijn voor het bestuderen van verschillende menselijke ziekten15. Het gebruik van varkens in translationeel biomedisch onderzoek is steeds populairder geworden en heeft de voorkeur boven knaagdiermodellen omdat het de menselijke fysiologie en pathofysiologie nabootst16. Neonatale varkens zijn van belang voor het begrijpen van de mechanismen van ziekten die uniek zijn voor pediatrische patiënten17. Bovendien zet de recente vooruitgang in varkens- naar menselijke orgaantransplantatie een drang om de diagnostische hulpmiddelen voor preklinische en klinische onderzoeken uit te breiden 18,19,20,21. Dit artikel biedt voor het eerst een gids voor het gebruik van het transdermale apparaat bij het meten van GFR bij neonatale varkens.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

De procedures zijn geschreven volgens nationale normen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het University of Tennessee Health Science Center (UTHSC).

OPMERKING: Biggen in de experimentele groep worden onderworpen aan cecale ligatie en punctie, terwijl de schijngroep alleen opening van de buik ondergaat zonder cecale ligatie of punctie. Biggen in beide groepen worden 12 uur na de procedure onder narcose gehouden om voldoende tijd te hebben voor sepsis en acuut nierletsel (AKI) in de experimentele groep. Transdermale GFR-meting volgt op 8 uur na de procedure gedurende een totaal van 12 uur.

1. Biggenaanbod en huisvesting

  1. Identificeer een lokale varkensboerderij die neonatale biggen van 3-5 dagen kan leveren. Plan de levering vroeg in de week om het experiment te voltooien voordat biggen ouder zijn dan 7 dagen.
    OPMERKING: De leverancier leverde drie tot vijf biggen op maandag voor dit experiment; tegen vrijdag zouden de biggen het experiment hebben ondergaan. Het gebruik van hetzelfde geslacht en bijna dezelfde leeftijd is essentieel om verstorende factoren te voorkomen.
  2. Zorg er bij aankomst van de big voor dat ze een individuele identificatie hebben (bijvoorbeeld een oormerk en een record met gewicht en leeftijd).
  3. Huis de biggen in een laboratoriumdierverzorgingseenheid (LACU) onder de hoede van een erkende dierenarts. De dieren worden als groep gehuisvest in een ruim hok met een massieve betonnen vloer die gemakkelijk met water kan worden gewassen om goede sanitaire voorzieningen te behouden.
  4. Voeg een meubelstuk toe, zoals een zware bal, om omgevingsverrijking en stimulatie mogelijk te maken.
  5. Zorg ervoor dat de LACU optimale omgevingsomstandigheden biedt, inclusief de volgende belangrijke elementen: sanitaire voorzieningen, voeding, temperatuurregeling, ventilatie en dag-nachtcyclus door de verlichting te regelen.
  6. Laat de dierenarts de big dagelijks controleren, inclusief gewichtsmeting, om de onderzoeker te informeren als een big ziek lijkt, wat uitsluiting van het experiment kan vereisen.
  7. Laat de biggen minstens 1 dag rusten om te acclimatiseren aan de omgeving, wat helpt de stress te minimaliseren.

2. Pre-operatieve voorbereiding

  1. Bereid het chirurgische station voor voordat u het experiment start. Dit omvat een verwarmingskussen, katheters, een ventilator, een endotracheale buis, gehepariniseerde zoutoplossing en een zak ringerlactaatvloeistof.
    OPMERKING: Biggen hebben een slechte thermoregulerende capaciteit en zijn gevoelig voor onderkoeling die de hemodynamiek verandert22,23. Daarom is het essentieel om voldoende tijd te geven voor het verwarmingskussen om op te warmen.
  2. Bereid 10 mg/ml α-chlooralose door het te mengen met zoutoplossing bij 60 °C totdat het mengsel helder is. Oververhit de oplossing niet om kristallisatie van de medicatie bij afkoeling te voorkomen. Filtreer met een spuitfilter (maat 0,22 μm) voor toediening aan de biggen.
  3. Stel verdovingsmedicatie op basis van dierlijk gewicht op - Ketamine: 20 mg / kg en Xylazine: 2, 2 mg / kg. Gebruik α -chloralose (5 ml / kg) om de anesthesie te behouden.
    OPMERKING: α -chloralose wordt gebruikt vanwege het gemak van IV-toediening in vergelijking met geïnhaleerde
    anesthetica, omdat deze laatste een verdovingsapparaat en een geschikt opruimsysteem vereisen dat via een endotracheale buis moet worden afgeleverd.

3. Anesthesie

  1. Voer inductie van anesthesie uit in de varkensstal, een omgeving die bekend is voor biggen, om onnodige stress te voorkomen.
  2. Pluk de big voorzichtig bij de achterpoten en dien Ketamine: 20 mg/kg en Xylazine: 2,2 mg/kg toe in het achterbeen bij de semimembranosus/semitendinosusspier, met behulp van een naald van 23 G 3/4.
  3. Wacht een paar minuten voordat de medicijnen effect hebben. Controleer op het adequate anesthesieniveau door ervoor te zorgen dat het dier ontspannen genoeg is om onbeweeglijk te zijn, met verlies van palpebrale reflex en kaaktonus om gemakkelijk en veilig transport naar het operatiestation mogelijk te maken. Beoordeel de palpebrale reflex door de binnenste ooghoek aan te raken; afwezigheid van knipperen duidt op adequate anesthesie.

4. Tracheostomie

OPMERKING: Dit experiment is niet-overleving, dus een tracheotomie wordt uitgevoerd om een luchtweg voor mechanische ventilatie vast te stellen. Tracheostomie is een snelle en eenvoudige procedure, in tegenstelling tot endotracheale intubatie, die een uitdaging is bij biggen gezien hun hoofd en bovenste luchtweganatomie24,25. Bovendien wordt laryngospasme vaak gemeld tijdens intubatie, wat resulteert in een langdurige periode van hypoxie en hypercarbia die de resultaten in gevaar kan brengen26.

  1. Plaats de big in dorsale lighouding. Identificeer het cricothyroïde kraakbeen door de prominentie van het schildklierkraakbeen te palperen dat stevig aanvoelt. Steriliseer het gebied met povidon-jodium en 70% ethanol voordat u een steriel gordijn aanbrengt.
  2. Maak met behulp van een chirurgisch mes een ventrale middenlijnincisie van 2-3 cm inferieur aan het caudale uiteinde van het schildklierkraakbeen.
  3. Ontleed met behulp van een gebogen muggenhemostaat botweg de bovenliggende onderhuidse weefsels en spieren (sternohyoideus en cutane coli) totdat het cricothyroïde membraan en de eerste paar tracheale ringen worden gevisualiseerd. Wees bij het ontleden voorzichtig om te voorkomen dat bloedvaten gewond raken.
  4. Krijg een duidelijk beeld van het cricothyroid membraan en tracheale ringen24 en gebruik vervolgens een paar lange mixter haakse tangen om de structuren te verhogen.
    1. Maak met een kleine schaar een kleine snede bij het cricothyroid-membraan of de eerste tracheale ring. Verleng de snede horizontaal tot ~ 0,5 cm om een endotracheale buis van 3,0 mm te passeren.
    2. Steek de buis in op de 5 cm markering. Zorg voor bilaterale borstvergroting en ademgeluiden voordat u de buis vastzet.
  5. Plaats navelstrengtape rond de luchtpijp om deze op zijn plaats te bevestigen. Extra tape wordt gebruikt om de buis aan de basis van de kaak te bevestigen.
  6. Schakel de ventilator in, sluit de endotracheale buis aan en draai aan de specifieke knoppen (bijv. SIMV-knoppen, PEEP-knoppen, enz.) om de volgende basislijninstellingen te selecteren. Drukregelingsmodus: gesynchroniseerde intermitterende mechanische ventilatie (SIMV); piekinspiratoire druk (PIP) - 15; positieve eind-expiratoire druk (PEEP) - 5; Prijs- 20; I-tijd - 0,6. Na de eerste bloedgasanalyse past u de ventilatorinstellingen aan op basis van de bloedgasresultaten, met als doel voldoende oxygenatie en ventilatie te behouden.

5. Femorale vaat cannulatie

  1. Stel de luchtweg en ventilatie vast, voordat u de aandacht verlegt naar de femorale vaten voor veneuze toegang en invasieve bloeddrukmonitoring. De dijbeenslagader wordt geïdentificeerd door een polsslag te voelen bij de groef tussen de sartorius- en gracilisspieren, en de ader kan net mediaal naar de slagader worden gevonden.
  2. Terwijl de big in een dorsale lighouding ligt, steriliseert u het liesgebied met povidon-jodium en ethanol en brengt u een gordijn van de juiste grootte aan.
  3. Gebruik een chirurgisch mes om een longitudinale incisie van 3-4 cm te maken, beginnend craniaal bij de inguinale plooi en distaal uitstrekkend langs het femorale kanaal.
  4. Breng stompe en scherpe dissectie aan, met behulp van respectievelijk een gebogen tang en een schaar van muggen om te ontleden tot het niveau van de femorale neurovasculaire bundel. De bundel is diep in het lichaam van de gracillisspierte vinden 27. Ontleed de dijbeenslagader en ader in de loop van 2-3 cm om cannulatie mogelijk te maken. Ligaat indien nodig kleine zijtakken.
  5. Breng een 3.0 zijden stropdas aan op zowel de proximale als de distale uiteinden van de ader om tractie toe te passen. Bind de distale zijdeverbinding op zowel de ader als de slagader en bind de vaten.
  6. Begin met de femorale ader, behoud distale en proximale tractie op de zijden banden en gebruik vervolgens een paar microschaar om een venotomie te creëren.
  7. Gebruik vervolgens een aderprikkatheterinleiter om het vat te openen terwijl u een vooraf afgemeten polyurethaankatheter inbrengt met een inwendige diameter x buitendiameter van 0,86 mm x 1,32 mm. Na het inbrengen bindt u de proximale 3.0 zijden hechtdraad om de katheter te fixeren. Spoel de katheter met 3 ml gehepariniseerde zoutoplossing (1 U/ml). Deze oplossing kan worden gemaakt door 0,5 ml heparine toe te voegen aan 50 ml normale zoutoplossing.
  8. Breng een invasieve bloeddrukkatheter in met dezelfde benadering hierboven om een arteriotomie te creëren en de katheter te passeren.
    OPMERKING: Het handhaven van distale en proximale tractie is essentieel om bloedverlies te minimaliseren bij het openen van de slagader.
  9. Zodra de katheters zijn bevestigd, bedekt u de plaats met zout in zout gedrenkt gaas en indien nodig kan de huid worden gehecht met behulp van een 3,0 zijden hechtdraad om infectie te voorkomen.

6. Onderhoud van anesthesie, vloeistof en bloedgas

  1. Controleer de diepte van de anesthesie gedurende het experiment, met behulp van kaaktonus en palpebrale reflex, en dien α-chloralose intraveneus toe, indien nodig om het dier onder diepe anesthesie te houden. Gebruik een initiële oplaaddosis van 50 mg/kg en 20 mg/kg voor verdere bolussen.
  2. Injecteer ringerlactaat met een snelheid van 4 ml / kg / h gedurende het hele experiment als onderhoudsvloeistof. Als het biggengewicht bijvoorbeeld 3 kg is, is de vloeistofinfusiesnelheid 12 ml / h.
  3. Voor analyse van het bedgas neemt u een arterieel bloedmonster in een gehepariniseerde bloedgasspuit en presenteert u het monster aan de analysemachine. Selecteer de optie arterieel bloedgas en wacht op ~ 2-3 s voordat de analysator de bloedafnamenaald presenteert.
    1. Steek de naald voorzichtig in het uiteinde van de spuit met het bloedmonster. Wacht tot de analysator het vereiste monster heeft opgezogen en trek de spuit op. Laat de machine het bloedgas analyseren en de resultaten presenteren.
    2. Stel op basis van de resultaten de ventilator in om de pH tussen 7,35-7,45, partiële druk van koolstofdioxide (PCO2) tussen 35-45 mmHg en partiële druk van zuurstof (PaO2) tussen 80-150 mmHg te houden. De instellingen verschillen op basis van het type beademingsapparaat, maar omvatten grotendeels het verhogen of verlagen van de ademhalingsfrequentie met behulp van geschikte knoppen om hypoxie en / of hypercapnie te compenseren.
  4. Trek 3 ml bloed in een lichtgroene buis (Lithium Heparine). Centrifugeer het monster bij 2000 xg gedurende 15 minuten, op 4 °C gehouden om plasma te extraheren. Eenmaal voltooid, kan het plasma onmiddellijk worden geanalyseerd op serumcreatinineniveau met de chemieanalysator aan het bed of worden bewaard bij -80 °C voor latere analyse.
  5. Controleer de temperatuur continu met behulp van een rectale sondethermometer en pas de temperatuur van het verwarmingskussen aan om de biggentemperatuur tussen 101 en 103 ° F te houden.

7. Experimentgroep; cecal ligatie en perforatie (CLP) 25,28,29

OPMERKING: Voer voor biggen in de experimentgroep CLP uit om polymicrobiale sepsis28 te induceren en controleer het dier gedurende 12 uur na de operatie om voldoende tijd te hebben voor ernstige sepsis. Transdermale GFR-opname begint bij 8 uur post-cecale ligatie om 4 uur opname mogelijk te maken.

  1. Gebruik een chirurgisch mes om een linker paramediane verticale incisie van 5-6 cm te maken, omdat de blindedarm bij varkens in de linker paralumbaire fossa30 ligt. Ontleed de buikwandlagen en voorkom letsel aan de oppervlakkige epigastrische vaten.
  2. Zodra de peritoneale laag is ingesneden, gebruikt u een retractor om de toegang tot intrabdominale structuren te verbeteren.
  3. Identificeer de spiraalvormige dikke darm in het kwadrant linksboven in de buik. Traceer de spiraalvormige dikke darm, caudaal en dorsaal, om de blindedarm te lokaliseren. Het ileum wordt gezien samen met de spiraalvormige dikke darm aan de basis van de blindedarm.
  4. Ligate de blindedarm net distale naar de ileocecale overgang (figuur 1).
  5. Maak met behulp van een naald van 18 G zeven puncties in de blindedarm en extrudeer uitwerpselen in het peritoneale gebied.
  6. Sluit de buik in lagen met een 3.0 zijden hechting met behulp van eenvoudige onderbroken of continue hechtingen. Een nietmachine kan ook worden gebruikt om de huidlaag te sluiten, indien beschikbaar.

8. Schijngroep

  1. Volg de stappen 7.2-7.4 zoals hierboven. Nadat u de blindedarm hebt geïdentificeerd, plaatst u deze onaangeroerd terug en sluit u de buikwand op dezelfde manier.
  2. Controleer biggen in de schijngroep gedurende 12 uur om eventuele verstorende vertekeningen te elimineren die worden toegeschreven aan langdurige blootstelling aan anesthesie.

9. Transdermale GFR-apparaatinstellingen

  1. Maak u na 8 uur cecale ligatie klaar om de transdermale meting van GFR te starten.
  2. Gebruik mb-servicesoftware versie 3.0 om de bemonsteringsfrequentie op het GFR-apparaat aan te passen. Kortom, sluit het transdermale GFR-apparaat aan op de computersoftware met behulp van de USB-connector. Open de software, klik op verbinden en pas de timing aan op 4000 ms. Klik op schrijven om de instellingen op te slaan.
    OPMERKING: Dit geeft tot 6 uur totale bemonsteringstijd. Bij de varkens wordt transdermale GFR in 4 uur voltooid. Voor experimenten waarvoor bemonstering tot 12 uur nodig is, kiest u de optie 8000 ms.
  3. Bevestig de dubbelzijdige zelfklevende patches met een duidelijk venster op het apparaat. Bevestig het apparaat aan één kant en zorg ervoor dat de lichtgevende diode boven het heldere venster ligt om tracerdetectie mogelijk te maken.
  4. Scheer het gebied boven de laterale thoracale wand. Bevestig de batterij aan het apparaat en plak de zelfklevende pleister onmiddellijk met het apparaat op zijn plaats en zorg ervoor dat deze goed is vastgezet (figuur 2). Omdat de biggen diep verdoofd zijn, kan tape onnodig zijn om het apparaat op zijn plaats te houden.
    OPMERKING: De zelfklevende pleister alleen is voldoende om vast te zetten. In procedures waarbij het dier wordt gemanipuleerd, actief wordt of waar de anesthesie kan worden verstoord, kan het echter belangrijk zijn om een tape aan te brengen. Een verband kan ook een alternatieve benadering zijn31.
  5. Een basisregistratie van 3-5 minuten is vereist voordat FITC-sinistrin wordt toegediend.

10. FITC-sinistrine voorbereiding en injectie

  1. Bereid een mengsel van FITC-sinistrine met zoutoplossing tot een eindconcentratie van 50 mg/ ml. De dosis die aan de big wordt toegediend is 20 mg/kg. FITC-sinistrine wordt geleverd in poedervorm.
    OPMERKING: Het FITC-sinistrine kan ook worden toegediend via een perifere veneuze katheter die in de auriculaire ader wordt ingebracht. Het is essentieel om een hoog piekniveau te bereiken door FITC-sinistrine toe te dienen als een duwbolus door de veneuze katheter van de femorale ader.
  2. Bevestig de spuit met medicatie aan de ene kant van een drieweg stop pik en een zoutoplossing spoeling aan de andere kant van de stop pik. Duw op het FITC-sinistrine en volg onmiddellijk met een zoutoplossing bolus van 5 ml voordat u de driewegstopkraan naar de biggenader sluit.

11. Transdermale GFR-opname

  1. Houd het apparaat 4 uur aan de big. Gedurende deze tijd, houd de big onder narcose met behulp van intermitterende doses α-chloralose in een concentratie van 20 mg / kg om bewegingsartefacten te voorkomen.
  2. Verwijder aan het einde van de 4 uur het apparaat en koppel de batterij onmiddellijk los.

12. GFR-meting

  1. Sluit het transdermale GFR-apparaat aan op de computer met behulp van de USB-connector die door de leverancier is geleverd.
  2. Open de leessoftware om gegevens van het apparaat op te halen. Sla de onbewerkte gegevens op door op de volgorde te klikken: verbinden, lezen, hernoemen en opslaan. Zoals aangegeven in de handleiding, verwerk en evalueer de opgeslagen gegevens in de analysesoftware.
  3. Kortom, open de softwareversie 3.0 en importeer de gegevens. Pas de offset-, begin- en eindposities aan met behulp van de automatische markeringen. Verwijder indien nodig artefacten en klik op aanpassen. Dit geeft een uitlezing die fitc-sinistrin klaring in minuten (t1/2) laat zien. De t1/2 wordt vervolgens gebruikt om de tGFR32,33 te berekenen, zoals hieronder:
    Equation 1
    OPMERKING: In overleg met de fabrikant is de conversiefactor die voor varkens wordt gebruikt 20 (wat aangeeft dat 20% van het lichaamsgewicht extracellulaire ruimte is), in tegenstelling tot 21,33 bij ratten (tGFR in ml / min) en 14.616,8 bij muizen (tGFR in μL / min). Dit komt omdat GFR nauwkeurig wordt gemeten als functie van extracellulaire vloeistof34,35, die op zijn beurt afhankelijk is van lichaamsgewicht36.

13. Biggeïnethanasie

  1. Verzamel 3 ml bloed na 12 uur CLP voor verdere biochemische analyse.
  2. Euthanaseer de big door intraveneus 0,2 ml/kg voorgemengd mengsel van 20% natriumpentobarbital en fenytoïnenatrium toe te dienen.
  3. Oogst de juiste nier voor histopathologisch onderzoek voordat u de big naar het mortuarium brengt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

In deze sectie presenteren we voor het eerst de representatieve gegevens van het gebruik van transdermale GFR bij neonatale varkens. We gebruikten een cecale ligatie- en punctiemodel waarvan eerder is aangetoond dat het de nierfunctie vermindert28. Dienovereenkomstig veronderstelden we dat er bij onze CLP-varkens een acute daling van de GFR zou moeten zijn die overeenkomt met AKI, en dit zou moeten worden gedetecteerd op het transdermale GFR-apparaat als verhoogde klaringstijd (t1/2), waardoor het gebruik ervan bij varkens wordt gevalideerd. Zeven mannelijke biggen werden opgenomen, drie schijn en vier sepsis. De twee groepen hadden vergelijkbare gewichten (figuur 3A). Zoals verwacht28, 12 h sepsis verhoogde serumspiegels van C-reactief proteïne (CRP), een bacteriëmie en sepsis marker (figuur 3B). Representatieve FITC-sinistrineklaringscurven in sham vs septische biggen worden getoond (figuur 4 A, B), waarbij AKI wordt weergegeven door de sham- en sepsiscurven te bedekken (figuur 4C). AKI wordt getoond door een groter oppervlak onder de curve voor de CLP-varkens. Dit is zichtbaar wanneer de schijncurve op de CLP-curve wordt gelegd. De gemiddelde halfwaardetijd voor FITC-sinistrin in de schijn- en sepsisgroepen was respectievelijk 114 en 537 minuten (figuur 5A). De gemiddelde GFR in de schijngroep was 5,1 ml / min / 100 g van het lichaamsgewicht, terwijl het in de sepsisgroep 1,06 ml / min / 100 g van het lichaamsgewicht was (figuur 5B). Een extra dier werd uitgesloten omdat de sonde werd verplaatst, wat de spelingscurve en tijd verstoorde. Terwijl 12 uur serumcreatinine (een biomarker van acuut nierletsel) niet veranderde in de schijngroep, was het verhoogd van ~ 0,6 tot 1,08 mg / dL bij de septische varkens (figuur 6).

Figure 1
Figuur 1: Ligatieoperatie blindedarm. (A) Blindedarm geïdentificeerd en naar buiten gebracht. (B) Blindedarm aan de basis geligeerd met een zijden stropdas voordat het met een naald wordt doorboord. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Bevestiging van transdermaal apparaat aan de huid. (A) Huid geschoren voorafgaand aan het aanbrengen van een zelfklevende pleister. B) Transdermal GFR-apparaat dat aan de zelfklevende pleister is bevestigd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Representatieve resultaten. (A) Gewicht van de biggen die in dit onderzoek zijn gebruikt en (B) Serum C-reactief proteïne (CRP) niveaus in mechanisch geventileerde sham en septische mannelijke biggen (ongepaarde t-test). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: Representatieve FITC-sinistrineklaringscurven in mechanisch geventileerde sham en septische mannelijke biggen. (A) 12 h sham, (B) 12 h sepsis. Septische varkens presenteren zich met een verminderde nierfunctie, zoals aangetoond door een verhoogd gebied onder de curve. Zwarte gegevenspunten vertegenwoordigen onbewerkte gegevens, blauwe lijnen de drie-compartimenten fit, groene lijnen de 95% betrouwbaarheidsintervallen en rode lijn de gefilterde gegevens. (C) Overlay van representatieve curven om de mate van divergentie ten opzichte van de uitgangswaarde bij septische varkens weer te geven. De sepsiscurve (rood) toonde een minimale klaring van FITC-sinistrine, wat wijst op AKI. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 5
Figuur 5: Representatieve resultaten. (A) FITC-sinistrin halfwaardetijd en (B) GFR-percelen in mechanisch geventileerde schijn- en septische mannelijke biggen (ongepaarde t-test). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 6
Figuur 6: Serumcreatinine in mechanisch geventileerde sham en septische mannelijke biggen. (One-way ANOVA-test). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dit artikel beschrijft praktische stappen voor het bepalen van de nierfunctie bij varkens met behulp van de geminiaturiseerde transdermale GFR-monitoren en FITC-sinistrine in een mechanisch geventileerd, verdoofd neonatale varkensmodel. Eerdere artikelen hebben experimentele transdermale GFR-protocollen vastgesteld bij knaagdieren 11,12,14, maar er bestaan geen protocollen bij varkens.

Onlangs is er een drive geweest om alternatieve diermodellen te verkennen om hardnekkige ziekten op te lossen en de last van nierziekten bij mensen te verlichten. Helaas hebben veel van deze benaderingen translationele beperkingen gehad vanwege grootte, anatomische en fysiologische verschillen. De nieranatomie en pathofysiologie van knaagdieren hebben grote verschillen in vergelijking met mensen37. Aangezien de menselijke en varkenssystemen vergelijkbare anatomische en functionele kenmerken delen, kan het varkensmodel een realistischer pathofysiologisch model van menselijke ziekten zijn38,39. Varkens worden nu op grote schaal gebruikt om pathofysiologie af te bakenen en bij de ontwikkeling van geneesmiddelen. Met de publicatie van het varkensgenoom, naast succesvolle transgene productie van ziektespecifieke modellen, zal het varkensmodel een meer kritische rol spelen in translationeel onderzoek40,41.

Inulineklaring blijft het meest geaccepteerde middel voor GFR-bepaling, maar is onpraktisch in grote diermodellen vanwege de noodzaak van continue infusie van inuline, katheterisatie van de blaas en het tijdrovende en omslachtige karakter ervan42. Serumcreatinine en bloedureumstikstof (BUN) worden vaak gebruikt om de nierfunctie te meten in preklinische studies, maar omdat creatinine wordt uitgescheiden in de tubuli en ureum in toenemende mate opnieuw wordt geabsorbeerd bij uitdroging, zijn deze markers slecht gebleken in het schatten van de nierfunctie 5,43. Cruciaal is dat tubulaire creatininesecretie overschatting van GFR bleek te veroorzaken bij gebruik als marker van de nierfunctie bij de varkens6. Ook, vanwege hun lichaams habitus, is een toename van creatinine waarschijnlijker te zien in grote diermodellen in vergelijking met knaagdieren. Een studie bij muizen onthulde een 1,5-voudige stijging van serumcreatinine 6 uur post-cecale ligatie44. Eerder toonden we een stijging van creatinine bij neonatale varkens na 6 uur na CLP28. In deze studie hielden we de dieren voor een langere duur, ~ 12 uur na cecale ligatie om voldoende tijd te geven voor significante AKI en een daaropvolgende toename van creatinine. Net als in onze vorige studie bevestigden we de inductie van sepsis door een stijging van de serumspiegels van CRP, een ontstekings- en sepsismarker. In deze studie, en zoals eerdere artikelen aantonen, is de ernst van sepsis na CLP afhankelijk van de lengte van ligatie en het aantal puncties44.

Een protocol om GFR te meten bij varkens met Iohexol is eerder gevalideerd bij varkens37, maar daarentegen is de transdermale GFR-procedure een duidelijke verbetering. Het is minder omslachtig, vermijdt herhaalde bloed- of urinemonsters en biedt een real-time venster op de nierfunctie en de mogelijkheid van herhaalde, seriële metingen bij hetzelfde dier45. Deze studie biedt praktische richtlijnen voor transdermale GFR-bepaling bij varkens.

Zoals vastgesteld door andere groepen, zijn de meest kritieke stappen de juiste fixatie van het apparaat op het dier en de bolusinjectie van FITC-sinistrin. Het meetapparaat moet goed op het huidoppervlak zijn bevestigd om bewegingsartefacten op het spoor te voorkomen. Omdat varkens minder harig zijn dan knaagdieren, is het gebruik van een ontharingscrème niet vereist. Een schone scheerbeurt met een tondeuse is misschien alles wat nodig is. Dit minimaliseert de ontharingsgerelateerde toename van de halfwaardetijd van FITC-sinistrin, waarvan het mechanisme onbekend is12. Voor een goede fixatie zijn een dubbelzijdige zelfklevende pleister en tape nodig om het apparaat op zijn plaats te houden. De optimale plaatsingslocaties van het apparaat zijn de laterale thoracale wand en de ventrale buikstreek. Deze gebieden correleerden met minder bewegingsartefacten.

Bij het injecteren van het FITC-sinistrine moet de juiste en volledige dosis in één vloeiende beweging in de ader worden geïnjecteerd. Wanneer de injectie wordt onderbroken en opnieuw wordt gestart, creëert deze meerdere "mini-pieken" op de spelingscurve. De staartader wordt routinematig gebruikt voor kleine knaagdieren, maar de auriculaire oorader biedt een meer toegankelijke en prominente route bij de varkens. Een canule kan in de oorader worden geplaatst voor meerdere metingen bij bewuste varkens. Een belangrijk onderscheid om op te merken in de bemonsteringstijd is dat, in tegenstelling tot knaagdieren (~ 1-2 uur), varkens langer meegaan (~ 4 uur), wat de tijd benadert die nodig is om FITC-sinistrin uit de circulatie te verwijderen. Voor zover wij weten, is dit het eerste artikel dat de transdermale GFR via FITC-sinistrineklaring bij varkens beschrijft. Er bestaan dus geen citaten ter referentie. De gebruikte meettijd ~4u kwam tot stand, via overleg met de fabrikant. Deze bemonsteringstijd is vergelijkbaar met een eerder onderzoek naar transdermale GFR bij andere niet-knaagdierzoogdieren14.

Bij het evalueren van transdermale GFR bij biggen zijn er een paar factoren waarmee rekening moet worden gehouden. Van modellen met één compartiment is bekend dat ze GFR aanzienlijk overschatten46; we gebruiken het kinetische model met drie compartimenten dat nauwkeuriger is en driewegcommunicatie biedt van de intraveneus geïnjecteerde marker tussen het plasma, de extracellulaire ruimte en diepere componenten46. Ook zijn dit mechanisch beademde biggen onder zeer diepe anesthesie gedurende ~ 12 uur. Aangezien anesthesie de nierfunctie beïnvloedt47,48, kan het de moeite waard zijn om daarmee rekening te houden bij procedures die lange sedatie vereisen of waarbij experimentele manoeuvres extra anesthesie vereisen naast GFR-monitoring. Ten slotte, en misschien wel het meest cruciaal, hebben neonatale biggen nog steeds ontwikkelende niersystemen met onrijpe nefronen die functioneren bij een fractie van het volwassen dier49. Vandaar dat ze een lagere GFR en nierfunctie50 vertonen.

Zoals eerder aangegeven, is transdermale GFR bij varkens geen absolute maat voor sinistrineconcentraties in het bloed. Het is slechts een schatting van verval in fluorescentie in de loop van de tijd12. Het gebruik van een conversiefactor probeert dit te beperken, door de GFR in ml/min uit te drukken. Omdat de conversiefactor echter afhankelijk is van de extracellulaire ruimte, die op zijn beurt afhankelijk is van het lichaamsgewicht 34,35,36, is het mogelijk dat er grote variaties bestaan als het gewicht niet wordt gecontroleerd of als de extracellulaire ruimte niet nauwkeurig is gedefinieerd51,52.

Bovendien lijkt huidpigmentatie de transdermale FITC-sinistrineklaring12,31 te beïnvloeden. In onze studies ontdekten we dat de gepigmenteerde varkens een verminderd signaal vertoonden. In één geval detecteerden we geen signaal in een intens donker gekleurd varken. Aangezien het achtergrondsignaal echter de neiging heeft om te worden verminderd bij gepigmenteerde dieren12, vonden we dat de GFR-waarden grotendeels vergelijkbaar waren. Een oplossing hiervoor is om te kiezen voor lichter gekleurde delen van de huid bij het plaatsen van het apparaat. Aangezien deze varkens grotendeels werden gebruikt in een chirurgisch ziektemodel, waarbij verschillende vormen van verlichting en warmtebronnen betrokken waren, moet men rekening houden met potentiële bewegingsartefacten op de GFR-sporen via gereflecteerd licht geabsorbeerd van de omliggende huid12. Een oplossing hiervoor kan zijn om infrarood licht tijdens het opnemen te minimaliseren of de apparaten in folie te bedekken.

Samenvattend biedt deze studie een eenvoudige en betrouwbare methode voor het meten van de glomerulaire filtratiesnelheid bij neonatale varkens met behulp van de transdermale meting van fitc-sinistrineklaring. Bovendien ondersteunen onze gegevens het nut van het systeem bij het evalueren van de nierfunctie in de omgeving van acute nierschade.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Geen.

Acknowledgments

Deze studie werd ondersteund door de National Institutes of Health subsidies R01 DK120595 en R01 DK127625 toegekend aan Dr. Adebiyi. De inhoud van dit artikel is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health. Met dank aan Dr. Daniel Schock-Kusch, site director bij MediBeacon GmbH, voor zijn advies.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alpha - Chloralose Sigma-Aldrich C0128-25G Used for maintanining anesthesia
Black braided silk  3-0 Surgical Specialties SP117 Silk tie for blood vessel traction and ligation
Centrifugation machine AccuSpin 8C Fischer Scientific 75-008-821 Used to extract plasma from whole blood sample
Endotracheal Tube 3.0 uncuffed Progressive Medical International 1109021995 Inserted through tracheostomy
FITC-Sinistrin 1.0 g MediBeacon Inc. FTCF S001 Store at room temp and protect from light
GEM Premier 3000 Blood gas analyzer Instrumentation Laboratory 5700 For bedside blood gas analysis
Heating Pad medium size 20 in x 29 in Adroit Medical Systems V029 Connects to heat therapy pump
HTP-Heat Therapy Pump Adroit Medical Systems HTP Allows you to set temperature as needed.
IDEXX Catalyst One IDEXX Laboratories 89-92525-00 Plasma creatinine analysis
Invasive blood pressure catheter 3.5Fr Millar SPR-524 Inserted in femoral artery
IV adminstration set with flow regulator True Care TCRTCBINF033G Used to connect IV fluid bag to vein catheter
Ketamine Covetrus 68317 Used for induction of Anesthesia
MediBeacon analysis software version 3.0 MediBeacon Inc. N/A Software program used for analysing data to obtain sinistrin clearance half life and curve
Millex-GV Syringe Filter Unit 0.22 µm Millipore Sigma SLGVR33RS Syringe filter for chloralose injection
Neonate/Infant Ventilator Sechrist Millennium 20409 Connected to air supply to provide ventilation through endotracheal tube
Phenobarbital Sodium + Phenytoin Sodium (Euthasol) Covetrus 72934 Used for euthanasia
Ringer Lactate 500 mL bag Baxter 2B2323Q Maintanence fluid infusion
Sterile Gloves Henry Schein 104-5920 Used by operator during surgery
Sterile Gown Halyard Health 95021 Used by operator during surgery
Steril Towel Medline 42131704 Used as drape to maintaine sterile field when operating
Suture 3-0 silk reverse cutting needle Ethicon NC1842168 Used for suturing abdominal wall layers
Transdermal Mini GFR Monitor MediBeacon Inc. TDM004 Battery and USB connector included in package
Transdermal monitor adhesive patch MediBeacon Inc. PTC-SM001 Doubl sided adhesive patch for GFR probe
Umbilical Tape 1/8 in x 20 yds Fisher Scientific NC9303017 To secure endotracheal tube
Venous Catheter size PE/5 Micro medical tubing BB31695 For femoral vein cannulation
Xylazine Covetrus 61035 Used for induction of anesthesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pasala, S., Carmody, J. B. How to use... serum creatinine, cystatin C and GFR. Archives of Disease in Childhood Education and Practice Edition. 102 (1), 37-43 (2017).
  2. Smith, H. W. The Kidney: Structure and Function in Health and Disease. , Oxford University Press, USA. (1951).
  3. Gutman, Y., Gottschalk, C. W., Lassiter, W. E. Micropuncture study of inulin absorption in the rat kidney. Science. 147 (3659), 753-754 (1965).
  4. Ellery, S. J., Cai, X., Walker, D. D., Dickinson, H., Kett, M. M. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in small rodents: through the skin for the win. Nephrology. 20 (3), 117-123 (2015).
  5. Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
  6. Wendt, M., Waldmann, K. H., Bickhardt, K. Comparative studies of the clearance of inulin and creatinine in swine. Zentralblatt fur Veterinarmedizin. Reihe A. 37 (10), 752-759 (1990).
  7. Schwartz, G. J., Brion, L. P., Spitzer, A. The use of plasma creatinine concentration for estimating glomerular filtration rate in infants, children, and adolescents. Pediatric Clinics of North America. 34 (3), 571-590 (1987).
  8. Boer, D. P., de Rijke, Y. B., Hop, W. C., Cransberg, K., Dorresteijn, E. M. Reference values for serum creatinine in children younger than 1 year of age. Pediatric Nephrology. 25 (10), 2107-2113 (2010).
  9. Guignard, J. P., Drukker, A. Why do newborn infants have a high plasma creatinine. Pediatrics. 103 (4), 49 (1999).
  10. Friedemann, J., Schock-Kusch, D., Shulhevich, Y. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in conscious laboratory animals: state of the art and future perspectives. Reporters, Markers, Dyes, Nanoparticles, and Molecular Probes for Biomedical Applications IX. 10079, 63-71 (2017).
  11. Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), e53767 (2016).
  12. Scarfe, L., et al. Transdermal measurement of glomerular filtration rate in mice. Journal of Visualized Experiments. (140), e58520 (2018).
  13. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  14. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734 (2014).
  15. Almond, G. W. Research applications using pigs. The Veterinary Clinics of North America Food Animal Practice. 12 (3), 707-716 (1996).
  16. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  17. Ayuso, M., Irwin, R., Walsh, C., Van Cruchten, S., Van Ginneken, C. Low birth weight female piglets show altered intestinal development, gene expression, and epigenetic changes at key developmental loci. FASEB Journal. 35 (4), 21522 (2021).
  18. Pierson, R. N. Progress toward pig-to-human xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1871-1873 (2022).
  19. Montgomery, R. A., et al. Results of two cases of pig-to-human kidney xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1889-1898 (2022).
  20. Reardon, S. First pig kidneys transplanted into people: what scientists think. Nature. 605 (7911), 597-598 (2022).
  21. Lu, T., Yang, B., Wang, R., Qin, C. Xenotransplantation: current status in preclinical research. Frontiers in Immunology. 10, 3060 (2019).
  22. Pattison, R. J., English, P. R., MacPherson, O., Roden, J. A., Birnie, M. Hypothermia and its attempted control in newborn piglets. Proceedings of the British Society of Animal Production. 1990, 81 (1972).
  23. Tucker, B. S., Petrovski, K. R., Kirkwood, R. N. Neonatal piglet temperature changes: effect of intraperitoneal warm saline injection. Animals. 12 (10), 1312 (2022).
  24. Alcalá Rueda, I., et al. A live porcine model for surgical training in tracheostomy, neck dissection, and total laryngectomy. European Archives of Oto-Rhino-Laryngology. 278 (8), 3081-3090 (2021).
  25. Swindle, M. M., Smith, A. C. Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques, Third Edition. , CRC Press/Taylor & Francis Group. Boca Raton. (2016).
  26. Steinbacher, R., von Ritgen, S., Moens, Y. P. Laryngeal perforation during a standard intubation procedure in a pig. Laboratory Animals. 46 (3), 261-263 (2012).
  27. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652 (2011).
  28. Soni, H., Adebiyi, A. Early septic insult in neonatal pigs increases serum and urinary soluble Fas ligand and decreases kidney function without inducing significant renal apoptosis. Renal Failure. 39 (1), 83-91 (2017).
  29. Bütz, D. E., Morello, S. L., Sand, J., Holland, G. N., Cook, M. E. The expired breath carbon delta value is a marker for the onset of sepsis in a swine model. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 29 (4), 606-613 (2014).
  30. Turner, A. S., McIlwraith, C. W. Techniques in Large Animal Surgery. , Lea & Febiger. (1989).
  31. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734 (2014).
  32. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  33. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (10), 2997-3001 (2009).
  34. Peters, A. M. Expressing glomerular filtration rate in terms of extracellular fluid volume. Nephrology Dialysis Transplantation. 7 (3), 205-210 (1992).
  35. Groth, S., Christensen, A. B., Nielsen, H. CdTe-detector registration of 99mTc-DTPA clearance. European Journal of Nuclear Medicine. 8 (6), 242-244 (1983).
  36. Guyton, A. C., Hall, J. E. The body fluid compartments: extracellular and intracellular fluids; interstitial fluid and edema. Textbook of Medical Physiology. 9, 306-308 (2000).
  37. Luis-Lima, S., et al. Iohexol plasma clearance simplified by dried blood spot testing. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 33 (9), 1597-1603 (2018).
  38. Kobayashi, E., Hishikawa, S., Teratani, T., Lefor, A. T. The pig as a model for translational research: overview of porcine animal models at Jichi Medical University. Transplantation Research. 1 (1), 8 (2012).
  39. Swindle, M. M., et al. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  40. Ibrahim, Z., et al. Selected physiologic compatibilities and incompatibilities between human and porcine organ systems. Xenotransplantation. 13 (6), 488-499 (2006).
  41. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 51 (3), 334-343 (2014).
  42. Stevens, L. A., Levey, A. S. Measured GFR as a confirmatory test for estimated GFR. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (11), 2305-2313 (2009).
  43. Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
  44. Ruiz, S., et al. Sepsis modeling in mice: ligation length is a major severity factor in cecal ligation and puncture. Intensive Care Medicine Experimental. 4 (1), 22 (2016).
  45. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
  46. Frennby, B., Sterner, G. Contrast media as markers of GFR. European Radiology. 12 (2), 475484 (2002).
  47. Burchardi, H., Kaczmarczyk, G. The effect of anaesthesia on renal function. European Journal of Anaesthesiology. 11 (3), 163-168 (1994).
  48. Fusellier, M., et al. Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs. American Journal of Veterinary Research. 68 (8), 807811 (2007).
  49. Arant, B. S. Functional immaturity of the newborn kidney-paradox or prostaglandin. Homeostasis, Nephrotoxicity, and Renal Anomalies in the Newborn. , Springer. Boston, MA. 271-278 (1986).
  50. Gattineni, J., Baum, M. Developmental changes in renal tubular transport-an overview. Pediatric Nephrology. 30 (12), 2085-2098 (2015).
  51. Gu, X., Yang, B. Methods for assessment of the glomerular filtration rate in laboratory animals. Kidney Diseases. , 1-11 (2022).
  52. Mullins, T. P., Tan, W. S., Carter, D. A., Gallo, L. A. Validation of non-invasive transcutaneous measurement for glomerular filtration rate in lean and obese C57BL/6J mice. Nephrology. 25 (7), 575-581 (2020).

Tags

Geneeskunde Nummer 187
Transdermale meting van glomerulaire filtratiesnelheid in mechanisch geventileerde biggen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fanous, M. S., Afolabi, J. M.,… More

Fanous, M. S., Afolabi, J. M., Michael, O. S., Falayi, O. O., Iwhiwhu, S. A., Adebiyi, A. Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mechanically Ventilated Piglets. J. Vis. Exp. (187), e64413, doi:10.3791/64413 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter