Ici, une approche simple et rapide pour effectuer des injections intra-ventriculaires chez la souris en utilisant une approche à main levée (c’est-à-dire sans dispositif stéréotaxique) est décrite.
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Article de méthode
Injections intracérébrales intra-ventriculaires à main levée chez la souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’étude des systèmes neuroendocriniens nécessite souvent l’administration de médicaments, de virus ou d’autres agents expérimentaux directement dans le cerveau des souris. Une injection intracérébroventriculaire (ICV) permet l’administration généralisée de l’agent expérimental dans tout le cerveau (en particulier dans les structures proches des ventricules). Ici, les méthodes d’injections d’ICV à main levée chez les souris adultes sont décrites. En utilisant des repères visuels et tactiles sur la tête des souris, les injections dans les ventricules latéraux peuvent être effectuées rapidement et de manière fiable. Les injections sont faites à l’aide d’une seringue en verre tenue dans la main de l’expérimentateur et placée à des distances approximatives des points de repère. Ainsi, cette technique ne nécessite pas de trame stéréotaxique. De plus, cette technique ne nécessite qu’une brève anesthésie à l’isoflurane, ce qui permet d’évaluer ultérieurement le comportement et/ou la physiologie de la souris chez des souris éveillées et au comportement libre. L’injection d’ICV à main levée est un outil puissant pour l’administration efficace d’agents expérimentaux dans le cerveau de souris vivantes et peut être combinée avec d’autres techniques telles que des prélèvements sanguins fréquents, la manipulation des circuits neuronaux ou l’enregistrement in vivo pour étudier les processus neuroendocriniens.
Introduction
L’administration d’agents expérimentaux, tels que les médicaments1, les virus2 ou les cellules3, au cerveau est souvent nécessaire pour la recherche neuroendocrinienne. Si l’agent ne traverse pas facilement la barrière hémato-encéphalique ou si l’objectif expérimental est de tester spécifiquement les effets centraux de l’agent, il est important de disposer d’une méthode fiable pour administrer les injections dans le cerveau. De plus, l’injection dans l’espace intra-cérébroventriculaire (ICV) offre la possibilité de distribuer largement l’agent dans le cerveau et fournit une grande zone cible, augm....
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Protocole
Toutes les procédures ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux de l’Université d’État du Colorado (#3960) et de l’Université de Californie à San Diego, où les données représentatives ont été recueillies (S13235, PI Kellie Breen Church). Les données de cinq souris femelles adultes et de deux souris mâles adultes C57/BL6 (âgées de 9 à 16 semaines) sont présentées dans la section des données représentatives. Les souris femelles ont été ovariectomisées 3 à 4 semaines avant l’injection d’ICV et le prélèvement sanguin comme décrit précédemment7. Avant l’expérimentation, ces souris étaient logées avec un....
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Résultats
Lorsqu’elle est exécutée avec succès, cette technique permet l’administration rapide d’un agent expérimental dans le système ventriculaire. La figure 2A montre un profil de pouls de l’hormone lutéinisante (LH) d’une souris ovariectomisée qui a reçu une injection ICV de 3 μL de solution saline isotonique stérile, le véhicule de nombreux composés pharmacologiques. Cet exemple démontre qu’une brève exposition à l’anesthésie gazeuse et l’injection de 3 μL de liquide dans le système ventriculaire.......
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Discussion
Nous décrivons ici un moyen simple et efficace de faire des injections d’ICV chez la souris. Étant donné que cette technique ne nécessite pas de cadre stéréotaxique, cette approche pour l’administration centralisée de médicaments et d’agents expérimentaux est accessible à un plus grand nombre de chercheurs. De plus, cette approche est relativement rapide puisque la procédure de préparation et d’injection peut être effectuée rapidement.
Étant donné que cette procédure nécessite la manipulation .......
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Nous tenons à remercier la Dre Kellie Breen Church, M. Michael Kreisman et Mme Jessica Jang pour leur contribution à la collecte des données présentées dans les résultats représentatifs. Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Aiguilles émoussées de calibre 18 | SAI Infusion | B18-150 | |
| Aiguilles de calibre 18 | BD Medical | 305195 | |
| Tampons d’alcool | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Tampon de paillasse | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Solution de bétadine | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprénorphine | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Substance contrôlée |
| Lubrifiant | pour œil Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Seringue en verre | Hamilton | 7634-01 | |
| Aiguille d’injection | Hamilton | 7803-01 | Calibre 27, Aiguille RN à petit moyeu, style de pointe : 4, Longueur de l’aiguille : 10cm, Angle : 45 |
| Isoflurane ; ; | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Vaporisateur d’isoflurane | Vet Equip | V-10 | |
| Ruban de laboratoire | VWR | 89098-128 | |
| Oxygène de qualité médicale | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldéhyde | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Saline tamponnée au phosphate | Fisher Scientific | J67802. K2 | |
| PulsaR Software | Open source, Université d’Otago | Voir ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Tube Silastic (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Tube en silastique (0,078" D.I.) | DOW | 508-009 | |
| Saline stérile | VWR | 101320-574 | |
| Saccharose ; | Fisher Scientific | S5-500 |
Références
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L.
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Réimpressions et autorisations
